水楊酸和茉莉酸甲酯對高溫龍須菜(Gracilariopsis lemaneiformis)理化及基因表達的影響*

王重彬 鄒同雷 孫 雪① 汪芳俊 徐年軍

(1. 寧波大學海洋學院 寧波 315211; 2. 浙江省海洋生物工程重點實驗室 寧波 315211)

龍須菜(Gracilariopsis lemaneiformis)為紅藻門(Rhodophyta)的一種大型經濟海藻, 主要用于瓊膠提取和鮑魚養殖, 少量用于食用及食品加工。此外, 龍須菜還具有凈化海洋環境、防止海水富營養化的生態作用(Zouet al, 2014)。野生龍須菜原產于山東, 后來培育出 981抗高溫優良品種(張學成等, 2009), 現在廣東、福建、浙江等海域都有龍須菜養殖。但是我國南方夏季水溫較高, 使得龍須菜的養殖時間有所減少, 影響了其產量。

水楊酸(salicylic acid, SA)又名2-羥基苯甲酸, 是植物體內的一種酚類植物激素, 對植物的生長發育具有重要的調控作用。近年來研究表明水楊酸還可以提高植物抗病蟲害等生物脅迫, 以及抗重金屬、抗鹽、抗高低溫等非生物脅迫能力(Hayatet al, 2010)。高溫逆境不僅可以引起植物細胞膜損傷和代謝的變化, 而且還可以產生氧化壓力。水楊酸可以通過降低熱脅迫引起的植物細胞膜損傷, 增加蛋白和脯氨酸含量, 以及增強過氧化物酶(POX)和抗壞血酸過氧化物酶(APOX)等抗氧化酶活性來對抗熱脅迫(Chakrabortyet al, 2005)。水楊酸還可以通過減輕熱誘導的凈光合速率的降低來保護高溫影響的光合作用(Wanget al, 2010)。最近研究表明SA誘導的玉米幼苗的耐熱性可以被H2S供體所增強, 推測H2S可能是SA誘導耐熱性中一種新的下游信號分子(Liet al,2015)。

茉莉酸類物質(jasmonates, JAs)是一種脂肪酸類的植物激素, 包括茉莉酸(jasmonic acid, JA)和茉莉酸甲酯(methyl jasmonate, MeJA或MJ)等衍生物。茉莉酸類物質在植物體內普遍存在, 可作為內源信號分子來調節植物的生長發育, 也可調控植物對各種環境脅迫的響應(Wasternacket al, 2002)。在植物抗高溫逆境方面, 茉莉酸類物質相比水楊酸的報道要少。據報道在誘導蝴蝶蘭幼苗耐熱性方面, 茉莉酸甲酯的作用要強于水楊酸(楊華庚等, 2011)。而茉莉酸與水楊酸代謝途徑相互協調是增強植物基礎耐熱性所需要的(Clarkeet al, 2009)。水楊酸和茉莉酸類物質在提高植物抗逆性方面具有相同或相似的作用, 但兩者之間的相互作用關系比較復雜。如在調控一些基因表達方面, SA和MeJA存在著單向的、相互對立的和相互協同的3種不同作用方式(Salzmanet al, 2005)。因此這兩種植物激素在信號通路間的相互作用一直是研究的熱點。

本文主要從生理生化和基因轉錄表達兩個方面來分析水楊酸和茉莉酸甲酯單獨和組合使用對高溫脅迫下龍須菜的影響, 以探討兩者在龍須菜中抗高溫脅迫的作用關系和作用機理, 為龍須菜在夏季高溫條件下的海區養殖提供參考。

1 材料與方法

1.1 實驗材料

實驗材料為龍須菜981品種, 采自浙江溫州, 實驗室23°C暫養1個月。實驗時選擇生長狀態良好的藻體, 在 33°C 的光照培養箱中培養, 光強 2000—3000 lx, 光暗周期L︰D (12h︰12h), 使用Provasoli培養基(Provasoli, 1968)。

1.2 實驗方法

1.2.1 激素濃度設置 水楊酸濃度梯度分別設置為 0、50、100、150和 200μmol/L, 茉莉酸甲酯(下文中將其簡寫為 MJ)濃度組分別為 0、25、50、100和150μmol/L, SA/MJ組合使用濃度分別為 0、50/25、50/50、100/25和100/50μmol/L。每組3個平行。

1.2.2 龍須菜相對生長速率測定 稱取 500mg龍須菜藻體置于光照培養箱中培養, 按照 1.2.1中設置的SA、MJ和SA/MJ各5個濃度分別培養, 3天后稱量藻體吸干水分后的鮮重。按照以下公式計算藻體日相對生長速率: RGR(%/d) = 100% × (lnWt–lnW0)/t, 其中Wt為t時間的鮮質量(簡記為FW),W0為開始時的鮮質量,t為實驗天數(Abreuet al, 2009)。

1.2.3 脯氨酸和丙二醛(MDA)含量測定 取 1.2.2中對龍須菜生長促進作用最大的 3個激素濃度組:SA100 (100μmol/L SA)、MJ50 (50μmol/L MJ)和 SA50/MJ25 (50μmol/L SA + 25μmol/L MJ)進行后續實驗,以下相同。脯氨酸含量測定采用磺基水楊酸法, 通過標準曲線計算脯氨酸含量(李合生, 2000)。MDA含量測定使用硫酸巴比妥法, 利用公式CMDA=6.54(A532–A600)–0.56A450計算 MDA 含量(李合生, 2000)。

1.2.4 超氧化物歧化酶(SOD)活性測定 使用SOD試劑盒(A001-1, 南京建成生物工程研究所)進行SOD活性測定。

1.2.5 碳酸酐酶(CA)活性測定 采用 pH 計法(Moskvinet al, 1998), 稍有改進。CA活性(WA)計算公式為: WA = (T0/T–1)×10, 其中T0和T分別為反應體系中未加和加入藻提取液時pH值下降一個單位所需的時間。

1.2.6 硝酸還原酶(NR)活性測定 使用硝酸還原酶試劑盒(IY1-2, 蘇州科銘生物技術有限公司)進行NR活性測定。記錄540nm處的最大吸收峰, 再通過標準曲線來計算NR活性。

1.2.7 四條基因的轉錄表達分析 以18S rDNA做內參, 熱休克蛋白70(HSP70)基因與18S rDNA 的熒光定量PCR引物參考朱招波等(2012), 錳超氧化物歧化酶(MnSOD)基因引物序列參考 Lu等(2012)。根據已測龍須菜轉錄組中碳酸酐酶(CA)和硝酸還原酶(NR)序列信息, 利用Primer Premier 5.0軟件設計CA和NR熒光定量PCR引物, 其中CA基因上游引物為5￠-AAGTCTCAAATGTCGCTCGCAA-3￠, 下 游 引 物為 5￠-TCGGGGAGTGGAAGTGAA CATT-3￠; NR 基因上游引物為 5￠-AGCCACGGGACTTTCACTGTTA-3￠;下游引物為 5￠-AAGTCTCAAATGTCGCTCGCAA-3'。引物合成和測序均由英濰捷基(上海)貿易有限公司完成。

在激素添加 6h后分別提取各組樣品的總 RNA,反轉錄成cDNA用做熒光定量PCR的模板。反應體系為 2×SYBR Premix Ex Taq 10μL, cDNA 2.0μL, 正向和反向引物各0.5μL, RNase-free H2O 7μL。PCR循環參數為: 95°C 2min; 95°C 10s, 58°C 15s, 72°C 20s;40個循環。反應結束后進行 CT值分析, 采用 2?ΔΔCT法確定各基因的相對表達量(Livaket al, 2001)。

1.2.8 數據處理 利用 Excel 2007進行作圖與數據統計, 使用 SPSS13.0單因素方差分析進行差異顯著性分析,P<0.05表示差異顯著,P<0.01表示差異極顯著。

2 結果與分析

2.1 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜生長的影響

3組植物激素處理對龍須菜生長的作用不同(圖1)。從圖1A中可見, 不同濃度SA添加后龍須菜相對生長速率不同程度升高, 但方差分析顯示僅100μmol/LSA組與對照組差異顯著。100μmol/LSA處理3天后藻的相對生長速率為3.19%, 是對照組的1.78倍(P<0.05)。而50、150和200μmol/LSA組與對照組之間,以及4個不同SA濃度處理組之間差異均不顯著。

50和100μmol/L MJ顯著促進了龍須菜的生長(圖1B)。其中50μmol/L MJ對藻生長的促進作用最大, 其相對生長速率達到 2.65%, 為對照組的 1.65倍;100μmol/L MJ組藻的相對生長速率為對照組的 1.36倍, 而25和150μmol/LMJ組與對照組差異不顯著。

水楊酸/茉莉酸甲酯組合使用后龍須菜生長狀況如圖1C所示。其中, SA/MJ濃度為50/25mmol/L時促進了龍須菜的生長, 其相對生長速率最高(2.37%),是對照組的1.29倍(P<0.05)。而其它3個SA/MJ處理組與對照組無顯著差異。

圖1 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜相對生長速率的影響Fig.1 Effects of salicylic acid and methyl jasmonate on the relative growth rate of G. lemaneiformis (mean±SD)圖中的a、b、c等字母表示差異顯著。下同

2.2 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜脯氨酸含量的影響

4組龍須菜中脯氨酸含量隨時間增加基本呈現先升后降再上升的趨勢(圖2)。第3天, 除MJ50組外, 其它 3組脯氨酸含量稍有下降。在第 5天, MJ50和SA50/MJ25組的脯氨酸含量達到最高, 兩組分別比對照組增加了 1.22和 1.25倍(P<0.05); 在第 6天,SA50/MJ25組的脯氨酸含量達到最高, 為110.99μg/g,比對照組增加了1.85倍(P<0.05)。總體來看, 不同時間處理組中前3天SA100組中藻的脯氨酸含量最高,而后3天SA50/MJ25組脯氨酸含量最高。

圖2 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜脯氨酸含量的影響Fig.2 Effects of salicylic acid and methyl jasmonate on the proline content of G. lemaneiformis (mean±SD)

2.3 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜丙二醛含量的影響

添加激素的3組龍須菜中MDA含量均低于對照組, 且3個處理組與對照組MDA含量變化趨勢類似,大致呈現升—降—升的趨勢(圖3)。SA100組的MDA含量從第3天到第6天與對照組無顯著差異。MJ50組的 MDA含量在第 2天到第 4天顯著低于對照組(P<0.05), 在第 6天達到最高值(0.064μmol/g), 與對照組無顯著差異。SA50/MJ25組中MDA含量從第2天到第5天均低于對照組(P<0.05), 在第5天達到最低值, 為對照組的 53.4%。可見, 3個添加激素組對MDA含量的影響以SA50/MJ25組最大。

圖3 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜MDA含量的影響Fig.3 Effects of salicylic acid and methyl jasmonate on the MDA content of G. lemaneiformis (mean±SD)

2.4 水楊酸和茉莉酸甲酯對超氧化物歧化酶活性的影響

龍須菜SOD活性隨時間變化大致呈現先略上升后又下降的趨勢(圖4)。各組藻的SOD活性在第12h最高, 但只有SA100組藻的SOD活性與其它3組差異顯著 (P<0.05), 而MJ50和SA50/MJ25組與對照組無顯著差異。在第24h, SA100、MJ50和SA50/MJ25組的SOD活性分別為對照組的119.95%、113.95%和116.90%, 與對照組差異均顯著。可見, SA100對SOD活性影響最大。

圖4 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜SOD活性的影響Fig.4 Effects of salicylic acid and methyl jasmonate on the SOD activity of G. lemaneiformis (mean±SD)

2.5 水楊酸和茉莉酸甲酯對碳酸酐酶活性的影響

對照組與3個添加激素組龍須菜的CA活性均隨時間增加而升高(如圖5)。在第24h, 3個處理組略高于對照組, 但與對照組間無顯著差異。在第 48h, 各組藻中CA活性明顯升高, 對照組、SA100、MJ50、SA50/MJ25組的 CA活性分別是各自起始值的 2.78倍、3.34倍、2.95倍和3.12倍; 但在48h, 僅SA100組藻的 CA活性比對照組高 19.8%, 差異顯著(P<0.05), 其它兩個激素處理組藻的 CA活性與對照組差異不顯著。

圖5 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜CA活性的影響Fig.5 Effects of salicylic acid and methyl jasmonate on CA activity of G. lemaneiformis (mean±SD)

2.6 水楊酸和茉莉酸甲酯對硝酸還原酶活性的影響

4組龍須菜中 NR活性均隨培養時間延長而降低(圖6), 這與該酶是誘導酶有關。在第24h, 對照組、SA100、MJ50和SA50/MJ25組的NR活性分別降為各自0h酶活性的61.16%、59.72%、56.44%和59.04%;但4組之間無顯著差異。在第48h, 各組藻的NR活性繼續下降, 但與24h相差不大; 并且僅MJ50組藻的NR活性高于對照組, 是對照組的1.12倍(P<0.05),其它兩個激素處理組與對照差異不顯著。

圖6 水楊酸和茉莉酸甲酯對龍須菜NR活性的影響Fig.6 Effects of salicylic acid and methyl jasmonate on NR activity of G. lemaneiformis (mean±SD)

2.7 水楊酸和茉莉酸甲酯對HSP70和MnSOD基因表達的影響

3種激素處理6h后龍須菜 HSP70基因表達變化如圖7A所示。SA100、MJ50和SA50/MJ25組藻中 HSP70基因表達量分別為對照組的2.04倍、0.81倍和1.54倍。該結果表明SA100和SA50/MJ25都能夠促進HSP70基因的表達, 其中SA100的促進作用要大于SA50/MJ25, 而MJ50組對HSP70基因表達無影響(P>0.05)。

3種激素處理6h后龍須菜MnSOD基因表達變化如圖 7B所示。SA100、MJ50、SA50/MJ25處理組MnSOD表達量分別為對照組的4.65倍、0.47倍、1.11倍。統計學分析表明SA100組與對照組差異極顯著,MJ50組與對照組之間差異顯著, 而SA50/MJ25組與對照組之間差異不顯著。因此, SA100極大地促進了龍須菜MnSOD基因的表達, MJ50抑制了MnSOD基因的表達, 而SA50/MJ25對MnSOD基因表達無影響。

2.8 水楊酸和茉莉酸甲酯對CA和NR基因表達的影響

3種激素處理6h后龍須菜CA基因表達變化如圖8A所示。SA100、MJ50、SA50/MJ25組中CA表達量分別為對照組的2.15倍、0.50倍、0.61倍。方差分析顯示3個處理組與對照組之間差異均顯著。該結果表明在高溫脅迫下SA100能夠促進CA基因的表達,而MJ50與SA50/MJ25抑制了CA基因的表達。

3種激素處理6h后龍須菜NR基因表達變化如圖8B所示。SA100、MJ50、SA50/MJ25組中NR表達量分別為對照組的1.58倍、0.46倍、0.43倍, 且3個處理組與對照組之間差異顯著, 而 MJ50組與 SA50/MJ25組之間無顯著差異。該結果表明在高溫脅迫下SA100能夠促進NR基因的表達, 而MJ50與SA50/MJ25則抑制了NR基因的表達。三個激素處理組對該藻NR基因表達的影響與其對CA基因表達的影響類似。

圖7 水楊酸和茉莉酸甲酯對HSP70和MnSOD基因表達的影響Fig.7 Effects of salicylic acid and methyl jasmonate on the expression of HSP70 and MnSOD genes of G. lemaneiformis (mean±SD)

圖8 水楊酸和茉莉酸甲酯對CA和NR基因表達的影響Fig.8 Effects of salicylic acid and methyl jasmonate on the expression of CA and NR genes of G. lemaneiformis (mean±SD)

3 討論

3.1 兩種植物激素對植物生長的影響

水楊酸和茉莉酸類物質作為新型植物激素, 在調節植物生長發育和抗逆性中發揮了重要作用。如SA的施加可以正向調控鹽度和硼引起的胡蘿卜儲藏根干重和胡蘿卜素含量的降低(Eraslanet al, 2007)。激素對植物生長的作用具有濃度依賴性, 如 10–5mol/L SA對芥菜的作用要優于對照及10–3和10–4mol/L SA(Fariduddinet al, 2003)。本實驗中100mmol/L SA對龍須菜生長的促進作用最大, 與朱招波等(2012)報道的促進龍須菜中最大相對生長速率的10mg/mL水楊酸濃度較接近。本文結果表明SA和MJ單獨及組合使用都可以促進高溫脅迫龍須菜的生長, 三者的最適作用濃度分別是 100μmol/L、50μmol/L 和50/25μmol/L, 在最適作用濃度下龍須菜的相對生長速率比對照組分別提高了0.78、0.65和0.29倍。可見SA和MJ可以促進龍須菜在高溫培養條件中的生長, 并且作用強弱依次為 SA100>MJ50>SA50/MJ25。

3.2 兩種植物激素對植物滲透調節物質、抗氧化物質及抗氧化酶的影響

脯氨酸是植物細胞內的一種滲透調節物質, 在植物抗熱、抗干旱和抗高鹽等逆境脅迫中發揮了重要作用。SA能夠提高熱馴化鷹嘴豆中脯氨酸含量, 增強其抗熱能力(Chakrabortyet al, 2005)。據朱招波等(2012)報道, 10.0mg/mL SA處理第3天, 龍須菜中的脯氨酸含量比對照組增加26%。而本研究結果表明3種激素處理均可以提高龍須菜的脯氨酸含量, 在第 5和6天脯氨酸含量最高, 其中MJ50和SA50/MJ25組的影響要大于SA100組。

丙二醛是細胞膜被破壞后的代謝產物, 其含量高低可以反映植物細胞膜的損壞程度。楊華庚等(2011)報道SA、MJ和鈣均可以降低高溫脅迫下蝴蝶蘭幼苗的MDA含量。朱招波等(2012)發現10.0mg/mL SA處理MDA含量比對照低10%。但未見兩種激素聯合作用對藻類MDA含量影響的報道。本實驗中各組藻的 MDA含量隨時間增加呈現先升后降的趨勢,說明高溫脅迫已對龍須菜細胞膜造成不利影響。3種處理中以SA50/MJ25對MDA含量降低的作用最大,而SA100對MDA含量無影響。

超氧化物歧化酶(SOD)是一種重要的抗氧化酶,可以清除生物體內過多的氧自由基。外源水楊酸和茉莉酸甲酯能夠提高植物SOD酶活性(Wanget al, 2006;楊華庚等, 2011)。本實驗結果也表明在龍須菜高溫脅迫中, SA100可以增強SOD活性。

3.3 植物激素對兩種碳氮代謝酶的影響

CA為含鋅離子的金屬酶, 能夠催化CO2和相互轉化, 參與離子交換、生物合成、呼吸作用等多種生物功能(Smithet al, 2000)。研究表明CA活性受植物激素的調節, 如油菜素甾醇、赤霉素、生長素、細胞分裂素和脫落酸處理后, 芥菜中CA活性出現先升后降的趨勢(Hayatet al, 2001)。但是10mmol/L茉莉酸甲酯對豌豆幼苗CA活性的影響不顯著(Lazovaet al,1999)。在本研究中, 僅 SA100組在處理 48h時藻的CA活性升高。

3.4 植物激素對相關基因表達的影響

HSP70家族作為一種分子伴侶, 與植物的正常生理代謝或脅迫響應相關, 是抗高溫脅迫研究中的一種重要指標。本實驗中SA100和SA50/MJ25處理6h后HSP70表達量升高, 但MJ50對HSP70表達量無影響。該結果與朱招波等(2012)用的10μg/mL水楊酸處理24h時HSP70表達量下降的報道不同, 這可能與高溫處理時間不同等因素有關。

MnSOD是SOD酶中含有錳的一種抗氧化酶, 該酶在植物的抗氧化研究中報道較多。龍須菜中MnSOD在32°C高溫脅迫中表達量升高(Luet al, 2012)。SA能夠促進滸苔中MnSOD基因的表達, 且在一定范圍內 SA濃度與 MnSOD表達量成正比(范美華等,2014)。本實驗中SA100極大地促進了MnSOD基因的表達, 而MJ50抑制了MnSOD基因的表達, SA50/MJ25對MnSOD基因表達無影響。

蛋白核小球藻中CA活性和基因表達受鹽度和無機碳濃度等環境因子的影響(王瑋蔚等, 2014), 但植物激素對 CA基因表達影響的報道很少。本實驗中SA100處理能夠促進 CA基因表達, MJ50和 SA50/MJ25則抑制CA基因表達。其中SA100對CA基因表達的影響與其對CA活性影響結果一致, 即SA100可以增強CA蛋白與轉錄水平的表達。

NR基因表達及其酶活性受硝酸鹽、光照、谷氨酰胺等多種非生物脅迫因子的誘導和調控(Hoffet al, 1994)。此外, NLPs、LBD和HY5等轉錄因子在調控擬南芥 NR基因表達中也發揮了重要作用(Yanagisawa, 2014)。兩種植物激素細胞分裂素和脫落酸在調控 NR mRNA水平中起到相互拮抗的作用(Hoffet al, 1994)。本研究表明SA100能夠促進NR基因表達, MJ50與SA50/MJ25則抑制NR基因表達。相比對NR基因表達的影響, 3種激素處理對NR活性的影響不大。

4 結語

水楊酸和茉莉酸甲酯是具有明確抗逆作用的植物激素。本文在低等藻類植物龍須菜中的研究再次證明了兩者均有促進高溫脅迫龍須菜生長的作用。此外,SA和 MJ單獨或組合使用還可以增強滲透調節物質脯氨酸含量, 降低膜損傷代謝物 MDA含量, 以及增強抗氧化酶 SOD活性。而對于碳氮代謝酶, 不同激素處理組對于CA活性的增強作用較強, 而對NR活性影響不大。再結合3個處理組對4種基因表達的影響, 可以推斷兩種植物激素單獨或組合使用均有提高龍須菜抗高溫的能力, 其中 SA100效果最顯著,MJ50效果較弱, 而SA50和MJ25組合使用效果介于兩者之間。

王瑋蔚, 孫 雪, 王冬梅等, 2014. 鹽度和無機碳對蛋白核小球藻生長、胞外碳酸酐酶活性及其基因表達的影響. 水產學報, 38(7): 920—928

朱招波, 孫 雪, 徐年軍等, 2012. 水楊酸對龍須菜抗高溫生理的影響. 水產學報, 36(8): 1304—1312

李合生, 2000. 植物生理生化實驗原理和技術. 北京: 高等教育出版社, 258—260

楊華庚, 顏速亮, 陳慧娟等, 2011. 高溫脅迫下外源茉莉酸甲酯、鈣和水楊酸對蝴蝶蘭幼苗耐熱性的影響. 中國農學通報, 27(28): 150—157

張學成, 費修綆, 王廣策等, 2009. 江蘺屬海藻龍須菜的基礎研究與大規模栽培. 中國海洋大學學報, 39(5): 947—954

范美華, 孫 雪, 王日昕等, 2014. 滸苔中MnSOD和CAT基因克隆和表達分析. 水產學報, 38(12): 1976—1984

Abreu M H, Varela D A, Henríquez Let al, 2009. Traditional vs.integrated multi-trophic aquaculture ofGracilaria chilensisC. J. Bird, J. McLachlan & E. C. Oliveira: productivity and physiological performance. Aquaculture, 293(3—4): 211—220

Chakraborty U, Tongden C, 2005. Evaluation of heat acclimation and salicylic acid treatments as potent inducers of thermotolerance inCicer arietinumL. Curr Sci, 89(2): 384—389

Clarke S M, Cristescu S M, Miersch Oet al, 2009. Jasmonates act with salicylic acid to confer basal thermotolerance inArabidopsis thaliana. New Phytol, 182(1): 175—187

Eraslan F, Inal A, Gunes Aet al, 2007. Impact of exogenous salicylic acid on the growth, antioxidant activity and physiology of carrot plants subjected to combined salinity and boron toxicity. Scientia Hort, 113(2): 120—128

Fariduddin Q, Hayat S, Ahmad A, 2003. Salicylic acid influences net photosynthetic rate, carboxylation efficiency, nitrate reductase activity, and seed yield inBrassica juncea.Photosynthetica, 41(2): 281—284

Hayat Q, Hayat S, Irfan Met al, 2010. Effect of exogenous salicylic acid under changing environment: A review.Environ Exp Bot, 68(1): 14—25

Hayat S, Ahmad A, Mobin Met al, 2001. Carbonic anhydrase,photosynthesis, and seed yield in mustard plants treated with phytohormones. Photosynthetica, 39(1): 111—114

Hayat S, Hasan S A, Fariduddin Qet al, 2008. Growth of tomato(Lycopersicon esculentum) in response to salicylic acid under water stress. J Plant Int, 3(4): 297—304

Hoff T, Truong H-N, Caboche M, 1994. The use of mutants and transgenic plants to study nitrate assimilation. Plant, Cell &Environmnet, 17(5): 489—506

Lazova G N, Kicheva M I, Popova L P, 1999. The effect of abscisic acid and methyl jasmonate on carbonic anhydrase activity in pea. Photosynthetica, 36(4): 631—634

Li Z G, Xie L R, Li X J, 2015. Hydrogen sulfide acts as a downstream signal molecule in salicylic acid-induced heat tolerance in maize (Zea maysL.) seedlings. J Plant Physiol,177(1): 121—127

Livak K J, Schmittgen T D, 2001. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2?ΔΔCTmethod. Methods, 25(4): 402—408

Lu N, Zang X N, Zhang X Cet al, 2012. Gene cloning,expression and activity analysis of manganese superoxide dismutase from two strains ofGracilaria lemaneiformis(Gracilariaceae, Rhodophyta) under heat stress. Molecules,17(4): 4522—4532

Moskvin Q V, Razguliayeva A Y, Shutova TVet al, 1998. Carbonic anhydrase activity of different photosystem II preparations. In:Garab G ed. Photosynthesis: mechanisms and effects. The Netherlands: Kluwer Academic Publishers, 1201—1204

Provasoli L, 1968. Media and prospects for the cultivation of marine algae. In: Watarnable A and Hattori R (eds) Culture and collection of algae. Proceedings of the US-Japan Conference, Hakone: Japan Soc Plant Physiol, 63—75

Salzman R A, Brady J A, Finlayson S Aet al, 2005.Transcriptional profiling ofSorghuminduced by methyl jasmonate, salicylic acid, and aminocyclopropane carboxylic acid reveals cooperative regulation and novel gene responses.Plant Physiol, 138(1): 352—368

Smith K S, Ferry J G, 2000. Prokaryotic carbonic anhydrases.FEMS Microbiol Rev, 24(4): 335—366

Wang L J, Fan L, Loescher Wet al, 2010. Salicylic acid alleviates decreases in photosynthesis under heat stress and accelerates recovery in grapevine leaves. BMC Plant Biol, 10: 34

Wang L J, Li S H, 2006. Salicylic acid-induced heat or cold tolerance in relation to Ca2+homeostasis and antioxidant systems in young grape plants. Plant Sci, 170(4): 685—694

Wasternack C, Hause B, 2002. Jasmonates and octadecanoids:Signals in plant stress responses and development. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol, 72: 165—221

Yanagisawa S, 2014. Transcription factors involved in controlling the expression of nitrate reductase genes in higher plants.Plant Sci, 229: 167—171

Zou D H, Gao K S, 2014. Temperature response of photosynthetic light- and carbon-use characteristics in the red seaweedGracilariopsis lemaneiformis(Gracilariales, Rhodophyta). J Phycol, 50(2): 366—375