二氫卟吩e6光動力對人結腸癌SW620細胞周期和凋亡的影響*

康玲，徐雋，張杰，馬艷

（1.新疆醫科大學公共衛生學院勞動衛生與環境衛生學教研室，新疆 烏魯木齊 830011；2.新疆醫科大學第一附屬醫院牙周黏膜科，新疆 烏魯木齊 830011）

·論著·

二氫卟吩e6光動力對人結腸癌SW620細胞周期和凋亡的影響*

康玲1，徐雋2，張杰1，馬艷1

（1.新疆醫科大學公共衛生學院勞動衛生與環境衛生學教研室，新疆 烏魯木齊 830011；2.新疆醫科大學第一附屬醫院牙周黏膜科，新疆 烏魯木齊 830011）

目的研究二氫卟吩e6光動力療法（Ce6-PDT）對人結腸癌SW620細胞周期和凋亡的影響，為闡明Ce6-PDT殺傷結腸癌細胞的機制提供資料。方法激光共聚焦顯微鏡觀察Ce6在SW620細胞中的亞定位。不同濃度Ce6-PDT（0、0.125、0.25、0.5、1.0、2.0、4.0及8.0μg/ml）處理SW620細胞后，熒光顯微鏡觀察活性氧的產生，流式細胞術檢測細胞周期和凋亡，Western blot檢測細胞Caspase-3、Bcl-2、Beclin 1及LC3B蛋白表達。結果Ce6主要定位于內質網中，其次位于線粒體中，細胞核和溶酶體中幾乎無分布。Ce6-PDT可誘導活性氧的產生。隨著Ce6濃度的增加，Ce6-PDT能引起細胞G0/G1期阻滯、S期細胞比例減少和細胞凋亡率增加（P＜0.05）。Western blot結果顯示，不同濃度Ce6-PDT處理細胞后，Caspase-3和Bcl-2蛋白表達各組差異有統計學意義（P＜0.05）。LC3B蛋白表達隨著Ce6濃度的增加先下調后上調（P＜0.05）。結論Ce6-PDT通過誘導細胞周期阻滯和凋亡抑制SW620細胞增殖、引起細胞死亡，Caspase-3、Bcl-2及LC3B可能參與了其光動力殺傷細胞的過程。

結直腸腫瘤；二氫卟吩e6；光動力療法；凋亡；自噬

結直腸癌是全球常見的惡性腫瘤之一，據流行病學調查資料顯示，無論從新發病例還是估計死亡病例而言，結直腸癌在歐美仍舊是第2或第3位常見惡性腫瘤[1-2]。我國結直腸癌發病率呈逐年上升趨勢，預計我國結直腸癌新發病例仍將逐年增多[3]。傳統放化療治療對晚期轉移性結直腸癌的療效并不理想，而且也會給患者帶來許多難以耐受的副作用。我們的前期研究發現二氫卟吩e6光動力治療（Chlorin e6 photodynamic therapy，Ce6-PDT）在體外能夠殺傷轉移潛能結腸癌細胞SW620、抑制細胞增殖，但其抑制細胞增殖、殺傷細胞引起細胞死亡的機制仍不清楚[4]。PDT可以通過直接殺死細胞導致細胞死亡（如誘導細胞凋亡、自噬或壞死引起細胞死亡），也可通過破壞腫瘤血管或激活抗腫瘤免疫反應引起腫瘤細胞死亡[5]。本實驗旨在前期研究基礎之上探討Ce6-PDT直接殺傷SW620細胞的可能機制，為Ce6-PDT應用于結腸癌治療提供理論依據。

1 材料和方法

1.1 試劑與儀器

二氫卟吩e6（美國Frontier Scientifici公司），Leibovitz’s L-15培養基及胎牛血清（美國Gibco公司）。碘化丙啶PI及RNase（美國Sigma公司），細胞器熒光探針ER-TrackerTMGreen、LysoTracker Deep Red及MitoTracker Green FM（美國Life Technologies公司），RIPA細胞裂解液（美國Thermo Scientific公司），兔抗人Beclin 1及LC3B多克隆抗體（英國Abcam公司），兔抗人Bcl-2及Caspase-3多克隆抗體（美國Cell Signaling公司），兔抗人β-Actin多克隆抗體（美國Santa Cruz公司），凋亡檢測試劑盒（瑞士Roche公司），活性氧檢測試劑盒（中國碧云天公司），人SW620結腸癌細胞購自南京凱基生物科技發展有限公司（自ATCC引入），900 FORMA恒溫二氧化碳CO2培養箱（美國Thermo Scientific公司），熒光倒置顯微鏡（日本Olympus公司），流式細胞儀（美國BD公司），激光掃描共聚焦顯微鏡（德國Leica公司），半導體激光儀（西北大學光電子技術重點實驗室）。

1.2 方法

1.2.1 光敏劑準備和光照處理將Ce6在避光避聲條件下溶解于PBS（pH=7.4）中，質量濃度為2 mg/ml，過濾除菌-20℃避光保存備用。光照各組細胞加不同濃度Ce6進行孵育，使用半導體激光儀垂直照射，光照波長650 nm，輸出功率32 mW，照射劑量6 J/cm2。然后繼續培養至實驗結束時進行檢測。

1.2.2 細胞培養及實驗分組SW620細胞用含10%胎牛血清、2 mmol/L谷氨酰胺的Leibovitz’s L-15培養基培養，置于37℃、濕度100%、5%CO2恒溫培養箱中，2～3 d傳代1次，取對數生長期細胞用于實驗。研究分實驗組和對照組，對照組設空白對照和單純光敏劑組。實驗組加入不同濃度的Ce6培養基孵育后進行光照。各實驗實施中均避光進行，實驗重復3次。

1.2.3 共聚焦顯微鏡觀察Ce6的亞細胞定位取對數生長期細胞，胰酶消化后調整細胞密度為1× 105個/ml，取2 ml細胞懸液接種至激光共聚焦皿中，置培養箱中培養24 h。吸棄培養基，PBS沖洗3次，將含0.5μg/ml Ce6的培養基1 ml加入激光共聚焦皿中孵育4 h，吸棄培養基，PBS沖洗3次，各皿分別加入濃度為1μmol/L、50 nmol/L、100 nmol/L的內質網ER-TrackerTMGreen探針、溶酶體LysoTracker Deep Red探針、線粒體MitoTracker Green FM探針各1 ml，37℃避光孵育30 min，PBS沖洗細胞3次，共聚焦顯微鏡下觀察Ce6在細胞中的亞定位。

1.2.4 熒光顯微鏡觀察活性氧取2 ml密度為1× 105個/ml的SW620細胞懸液接種于6孔板中，培養24 h后，吸棄培養基，PBS沖洗3次后分別加入不同濃度的Ce6（0，0.125，0.25及0.5μg/ml），避光孵育4 h，吸棄培養基，PBS沖洗3次后進行光照。激光照射后加入新鮮培養基繼續培養1 h，吸棄培養基，PBS沖洗3次，每孔加入無血清培養基稀釋的2'，7'-二氯熒光黃雙乙酸鹽（2'，7'-dichlorofluorescin diacetate，DCFH-DA，1∶1 000）1 ml，陽性對照加入活性氧誘導劑，37℃細胞培養箱內孵育20 min。無血清培養基洗滌細胞3次，熒光倒置顯微鏡下觀察熒光。Image J軟件分析熒光強度。

1.2.5 流式細胞術檢測細胞周期與細胞凋亡SW620細胞按4×105個/ml的密度接種于6孔板中，培養24 h后，吸棄培養基，PBS沖洗3次后分別加入含0、0.125、0.25、0.5、1.0、2.0、4.0及8.0μg/ml Ce6的培養基，避光孵育4 h，吸棄培養基，PBS沖洗3次后進行光照。激光照射后加入新鮮培養基繼續培養24 h，離心收集各組細胞。測定細胞周期的各組細胞加入70%冰乙醇4℃固定過夜，冷PBS洗去固定液，加入RNase（50μg/ml）輕輕混勻后37℃反應30 min，加入PI（50μg/ml）4℃避光染色30 min。測定細胞凋亡的各組細胞加入AnnexinⅤ和PI各20μl，輕輕混勻后避光染色20 min。流式細胞儀檢測細胞周期和凋亡。

1.2.6 Western blot檢測細胞Caspase-3、Bcl-2、Beclin 1及LC3B蛋白表達分組和干預同前。收集細胞后用RIPA細胞裂解液提取細胞總蛋白，BCA法測定蛋白濃度。上樣量50μg總蛋白，10% SDS-PAGE膠電泳，電泳后轉至NC膜，用含5%脫脂奶粉的TTBS室溫封閉NC膜2 h，TTBS洗膜3次，每次10 min，加入一抗Caspase-3（1∶1 000）、Bcl-2（1∶1 000）、Beclin 1（1∶2 000）、LC3B（1∶3 000）及β-Actin（1∶3 000），完全浸潤NC膜，室溫孵育1 h后，放于4℃過夜，次日TTBS洗膜3次，每次10 min，加入辣根過氧化物酶標記的二抗（1∶10 000），室溫孵育45 min，TTBS洗膜3次后ECL試劑曝光、顯影和定影。Image J軟件分析條帶灰度。

1.3 統計學方法

實驗數據用SPSS 19.0軟件進行統計分析，實驗數據以均數±標準差（±s）表示。兩組間比較采用t檢驗，多組間比較采用單因素方差分析，組間兩兩比較采用LSD檢驗，P＜0.05為差異有統計學意義。

2 結果

2.1 Ce6在SW620細胞內的定位

Ce6與SW620細胞孵育后，分別加入內質網探針ER-TrackerTMGreen、溶酶體探針LysoTracker Deep Red、線粒體探針MitoTracker Green FM，共聚焦顯微鏡觀察Ce6主要定位于內質網中，其次位于線粒體中，細胞核和溶酶體中幾乎無分布（見圖1）。

2.2 Ce6-PDT后SW620細胞內產生的活性氧

如圖2所示，通過熒光顯微鏡觀察，隨著Ce6濃度的增加，細胞內活性氧綠色熒光強度逐漸增強。不同Ce6濃度組熒光強度差異有統計學意義（F= 85.201，P＜0.05）。0 ug/ml Ce6-PDT組與Ce6對照組比較熒光強度無差異（P＞0.05），其余各組與Ce6對照組比較熒光強度有差異（P＜0.05），見表1。

表1 Ce6-PDT后SW620細胞內產生活性氧熒光強度比較（n=3±s）

表1 Ce6-PDT后SW620細胞內產生活性氧熒光強度比較（n=3±s）

注：1）與Ce6對照組相比，P＞0.05；2）與Ce6對照組相比，P＜0.05

組別熒光強度F值P值0.5μg/mL Ce6對照組19.162±0.608 0μg/mL Ce6-PDT16.886±0.7621）0.125μg/mL Ce6-PDT33.011±3.0142）85.2010.000 0.25μg/mL Ce6-PDT50.482±7.0812）0.5μg/mL Ce6-PDT80.617±5.5342）

表2 Ce6-PDT對SW620細胞周期的影響（n=3±s）

表2 Ce6-PDT對SW620細胞周期的影響（n=3±s）

Ce6濃度/（μg/ml）0 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8 G0/G1SG2/M 42.233±5.50054.900±2.6006.233±1.404 61.167±4.02830.500±6.2966.900±2.088 52.700±9.77346.300±4.9527.600±2.107 61.467±7.70527.533±4.2107.667±1.856 69.100±9.97117.400±3.31810.200±2.007 70.467±3.43813.267±2.50812.400±3.451 57.067±5.26023.633±5.6348.567±3.592 58.133±4.18630.933±5.3769.900±2.731 F值P值F=5.458 P=0.002 F=22.759 P=0.000 F=1.955 P=0.120

2.3 Ce6-PDT對SW620細胞周期的影響

流式細胞術檢測了Ce6-PDT對SW620細胞周期的影響，統計學分析結果表明，Ce6-PDT可使G0/G1期細胞比例增加（F=5.458，P＜0.05），S期細胞比例減少（F=22.759，P＜0.05），G2/M期細胞比例變化差異無統計學意義（F=1.955，P＞0.05），提示Ce6-PDT能引起G0/G1期阻滯。

2.4 Ce6-PDT對SW620細胞凋亡的影響

由圖3可以看出，當Ce6濃度小于等于1.0μg/ml時，光動力組與無光照組相比細胞凋亡率差異無統計學意義（P＞0.05），Ce6濃度高于1.0μg/ml時，光動力組細胞凋亡率高于無光照組，差異有統計學意義（P＜0.05）。無光照組各濃度細胞凋亡率差異無統計學意義（F=1.364，P＞0.05），光動力組各濃度細胞凋亡率差異有統計學意義（F=55.085，P＜0.05）。細胞凋亡圖如圖4所示。

2.5 Ce6-PDT對SW620細胞凋亡、自噬相關蛋白表達的影響

Western blot結果顯示，不同濃度Ce6-PDT處理細胞后，Caspase-3蛋白表達上調、Bcl-2蛋白表達下調，各濃度相對灰度值差異有統計學意義（F= 66.530，P＜0.05；F=51.433，P＜0.05）。LC3B蛋白表達隨著Ce6濃度的增加先下調后上調（F=21.254，P＜0.05）。Beclin 1蛋白表達各濃度組無明顯改變（F=1.757，P＞0.05）。

圖1 Ce6在SW620細胞內的亞定位

圖2 Ce6-PDT后SW620細胞內產生活性氧熒光圖

圖3 Ce6-PDT對SW620細胞凋亡的影響

圖4 Ce6-PDT誘導SW620細胞凋亡流式細胞圖

圖5 Ce6-PDT對SW620細胞凋亡、自噬相關蛋白表達的影響

3 討論

PDT的歷史可追溯到20世紀初，但直到20世紀70年代，在有“光動力療法之父”稱譽的DOUGHERTY[6]的努力下，該法才得到廣泛應用。PDT在加拿大、美國、德國及荷蘭等許多國家已成為治療體表及體內腫瘤的一種新方法。該方法利用光敏劑特異結合腫瘤細胞的性質，加之適當波長光激活光敏劑產生具有殺傷作用的活性氧，從而達到治療腫瘤的目的[7]。為了探討Ce6-PDT直接殺傷SW620細胞的可能機制，筆者首先研究了Ce6在細胞中的亞定位及其Ce6-PDT后產生的活性氧。光敏劑與細胞沒有直接特異性的結合受體，對于任何一種類型的光敏劑沒有一種固定的結構和細胞內定位有關，而光敏劑在細胞中亞定位不同可能會誘導不同的細胞死亡通路[8-9]，所以有必要觀察Ce6在SW620細胞中的亞定位。研究文獻報道的光敏劑亞細胞定位有內質網、溶酶體、線粒體、高爾基體或定位于細胞膜[10-12]。本文應用激光掃描共聚焦顯微成像技術觀察發現Ce6在SW620細胞中主要位于內質網中，其次位于線粒體中，細胞核和溶酶體中幾乎無分布。同樣是Ce6在人成纖維細胞中主要定位于溶酶體[13]，這也提示筆者即使是相同的光敏劑在不同的細胞中其定位也可能有所不同，引起細胞死亡的途徑可能存在差異。熒光顯微鏡觀察發現，Ce6-PDT后SW620細胞內的ROS熒光強度隨著Ce6濃度的增加逐漸增強，這與隨著光敏劑濃度的增加Ce6-PDT對細胞殺傷作用越強相一致。

有研究資料表明PDT可對細胞周期產生影響。光敏劑金絲桃素使人結腸癌HT-29細胞G0/G1期阻滯，同時伴隨G0/G1檢驗點分子Cyclin E表達增加和Cyclin A表達降低[14]。四間羥基苯二氫卟吩[5，10，15，20-meta-tetra（hydroxyphenyl）chlorin，m-THPC] -PDT可使人A-431鱗狀癌細胞及二羧甲氨基對乙酰氨基三苯基卟吩[5-（4'-（2''-dicarboxymethylamino）acetamidophenyl）-10，15，20-triphenylporphyrin，DTPP]-PDT可使人肺癌A-549細胞發生S期阻滯[15-16]。本研究表明隨著Ce6濃度的增加，Ce6-PDT可引起細胞G0/G1期阻滯，S期細胞比例逐漸減少，這可能是筆者前期發現隨著劑量的增加，Ce6-PDT使細胞增殖逐漸受抑制的原因之一，但本文尚未涉及細胞周期阻滯機制的探討。m-THPC-PDT使A-431細胞周期阻滯與p21 mRNA和蛋白表達增加有關[15]，Ce6-PDT引起SW620細胞周期阻滯是否與上述周期調控關鍵分子有關有待后續進一步研究。

PDT可以通過誘導細胞凋亡、自噬或壞死引起細胞死亡，這些死亡方式可能會同時發生。參與凋亡性細胞死亡的信號通路常常包括Bcl-2、Caspase家族蛋白。當PDT無法誘導凋亡性細胞死亡通路激活時，PDT可能會誘發自噬性或壞死性細胞死亡。這些死亡機制的誘導與光敏劑本身特性、光敏劑劑量及細胞種類均有關[9，17-19]。無論高劑量或低劑量，定位于線粒體的m-THPC均可引起細胞自噬和凋亡[15]。Ce6及其衍生物可引起人血管平滑肌細胞凋亡及肺腺癌ASTC-a-1細胞粒體途徑細胞凋亡[20-21]。本研究發現高劑量Ce6-PDT可引起SW620細胞凋亡率升高，Caspase-3蛋白表達上調，Bcl-2蛋白表達下調，提示Ce6-PDT可引起凋亡性細胞死亡。LC3B蛋白表達隨著Ce6濃度的增加先下調后上調，推測可能在低劑量光動力時自噬起到保護細胞作用，在高劑量時和凋亡共同引起細胞死亡。這也是自噬在光動力治療腫瘤中的雙刃劍作用的體現[22]。接下來筆者打算探討Ce6-PDT光動力殺傷結腸癌細胞中自噬和凋亡的關系及其對誘導細胞死亡的影響，為進一步提高療效尋找更合適的光動力治療方案提供依據。

[1]SIEGEL R,MA J,ZOU Z,et al.Cancer statistics,2014[J].CA Cancer J Clin,2014,64(1):9-29.

[2]FERLAY J,STELIAROVA-FOUCHER E,LORTET-TIEULENT J,et al.Cancer incidence and mortality patterns in Europe:estimates for 40 countries in 2012[J].Eur J Cancer,2013,49(6): 1374-1403.

[3]代珍,鄭榮壽,鄒小農,等.中國結直腸癌發病趨勢分析和預測[J].中華預防醫學雜志,2012,46(7):598-603.

[4]康玲,劉全宏,崔連新,等.二氫卟吩e6光動力對人結腸癌細胞SW620生物學行為的影響[J].腫瘤防治研究,2012,39(11):1301-1305.

[5]MROZ P,YAROSLAVSKY A,KHARKWAL GB,et al.Cell death pathways in photodynamic therapy of cancer[J].Cancers (Basel),2011,3(2):2516-2539.

[6]DOUGHERTY TJ.A brief history of clinical photodynamic therapy development at roswell park cancer institute[J].J Clin Laser Med Surg,1996,14(5):219-221.

[7]ALLISON RR,BAGNATO VS,SIBATA CH.Future of oncologic photodynamic therapy[J].Future Oncol,2010,6(6):929-940.

[8]GALANOU MC,THEODOSSIOU TA,TSIOURVAS D,et al.Interactive transport,subcellular relocation and enhanced phototoxicity of hypericin encapsulated in guanidinylated liposomes via molecular recognition[J].Photochem Photobiol,2008,84(5):1073-1083.

[9]JO.YOO,KS HA.New insights into the mechanisms for photodynamic therapy-induced cancer cell death[J].Int Rev Cell Mol Biol,2012(295):139-174.

[10]BUYTAERT E,CALLEWAERT G,HENDRICKX N,et al.Role of endoplasmic reticulum depletion and multidomain proapoptotic BAX and BAK proteins in shaping cell death after hypericin-mediated photodynamic therapy[J].FASEB J,2006,20(6): 756-758.

[11]KESSEL D,LUO Y,DENG Y,et al.The role of subcellular localization in initiation of apoptosis by photodynamic therapy[J]. Photochem Photobiol,1997,65(3):422-426.

[12]AGOSTINIS P,BERG K,CENGEL KA,et al.Photodynamic therapy of cancer:an update[J].CA Cancer J Clin,2011,61(4): 250-281.

[13]MOJZISOVA H,BONNEAU S,VEVER-BIZET C,et al.Cellular uptake and subcellular distribution of chlorin e6 as functions of pH and interactions with membranes and lipoproteins[J]. Biochim Biophys Acta,2007,1768(11):2748-2756.

[14]KLEBAN J,MIKES J,HORVáTH V,et al.Mechanisms involvedinthecellcycleandapoptosisofHT-29cells pre-treated with MK-886 prior to photodynamic therapy with hypericin[J].J Photochem Photobiol B,2008,93(2):108-118.

[15]SASNAUSKIENE A,KADZIAUSKAS J,VEZELYTE N,et al. Apoptosis,autophagy and cell cycle arrest following photodamage to mitochondrial interior[J].Apoptosis,2009,14(3):276-286.

[16]WANG H,ZHANG HM,YIN HJ,et al.Combination of a novel photosensitizer DTPP with 650 nm laser results in efficient apoptosis,arresting cell cycle and cytoskeleton protein changes in lung cancer A549 cells[J].Lasers Med Sci,2015,30(1): 77-82.

[17]PANZARINI E,INGUSCIO V,DINI L.Timing the multiple cell death pathways initiated by rose bengal acetate photodynamic therapy[J].Cell Death Dis,2011,2(6):e169.

[18]SPARSA A,BELLATON S,NAVES T,et al.Photodynamic treatment induces cell death by apoptosis or autophagy depending on the melanin content in two B16 melanoma cell lines[J]. Oncol Rep,2013,29(3):1196-1200.

[19]KESSEL D.Subcellular targets for photodynamic therapy:implications for initiation of apoptosis and autophagy[J].J Natl Compr Canc Netw,2012(Suppl 2):S56-S59.

[20]LIU L,ZHANG Z,XING D.Cell death via mitochondrial apoptotic pathway due to activation of bax by lysosomal photodamage[J].Free Radic Biol Med,2011,51(1):53-68.

[21]WAWRZYNSKA M,KALAS W,BIALY D,et al.In vitro photodynamic therapy with chlorin e6 leads to apoptosis of human vascularsmoothmusclecells[J].ArchImmunolTherExp (Warsz),2010,58(1):67-75.

[22]INGUSCIO V,PANZARINI E,DINI L.Autophagy contributes to the death/survival balance in cancer photodynamic therapy[J]. Cells,2012,1(3):464-491.

Photodynamic effects of chlorin e6 on cell cycle and apoptosis of human colon cancer SW620 cells*

Ling KANG1,Jun XU2,Jie ZHANG1,Yan MA1
(1.Department of Occupational and Environmental Health,College of Public Health,Xinjiang Medical University,Urumqi,Xinjiang 830011,P.R.China;2.Department of Periodontics and Oral Medicine,the First Affiliated Hospital of Xinjiang Medical University, Urumqi,Xinjiang 830011,P.R.China)

【Objective】To investigate the effects of chlorin e6-photodynamic therapy(Ce6-PDT)on cell cycle and apoptosis of human colon cancer SW620 cells,and to explore the mechanism of Ce6-PDT in killing colorectal cancer cell.【Methods】Intracellular distribution of Ce6 in SW620 cells was monitored by using Leica confocal laser scanning microscope(LSCM).Generation of reactive oxygen species(ROS)caused by Ce6-PDT(0,0.125,0.25,0.5, 1.0,2.0,4.0 and 8.0 μg/ml)was observed with fluorescence microscope.Cell cycle and apoptosis were analyzed by flow cytometry.Western blot was employed to analyze the expression of Caspase-3,Bcl-2,Beclin 1 and LC3B.【Results】LSCM showed that Ce6 was mainly distributed within the endoplasmic reticulum and mitochondria,with nearly no distribution in the nucleus and lysosome in SW620 cells.Exposure to Ce6-PDT induced ROS production in SW620.Flow cytometry results indicated that SW620 cells presented G0/G1 phase arrest,obvious decrease of S phase ratio,and higher rate of apoptosis,in a dose-dependent manner(P＜0.05).Relative gray value of caspase-3 and Bcl-2 protein expression has changed in cells treated with Ce6-PDT,and each group difference was statisticallysignificant(P＜0.05).Expression of LC3B protein down-regulated firstly and up-regulated then with the increase of concentration of Ce6(P＜0.05).【Conclusion】Induction of cell cycle arrest and apoptosis may be involved in Ce6-PDT in inhibiting cell proliferation and killing SW620 cells,and caspase-3,Bcl-2 and LC3B may participate in killing SW620 cells of Ce6-PDT.

colorectal cancer;chlorin e6;photodynamic therapy;apoptosis;autophagy

R730.57

A

1005-8982（2015）31-0010-07

2015-05-07

新疆維吾爾自治區自然科學基金-醫學聯合基金項目（No：2014211C003）