脂質體協同磷酸鈣／DNA共沉淀的基因轉染研究

（武漢工程大學材料科學與工程學院，湖北武漢430074）

基因治療作為一種新的治療方法在治療威脅人類健康的重大疾病方面具有很好前景。近年來，科研人員發展了許多基因傳遞載體用于保護質粒DNA，防止其在體內降解失活、提高其被細胞攝取比例［1］。

磷酸鈣是一類生物相容性好的生物材料，人體的牙齒和骨骼都含有磷酸鈣。1973 年，Graham 等［2］發明了標準的磷酸鈣轉染方法，該法十分簡單，只有兩步：首先將氯化鈣溶液與DNA 溶液混合，再與磷酸鹽混合即得到磷酸鈣與DNA（Ca－P／DNA）的共沉淀。DNA 能很好地吸附在磷酸鈣上可能是因為磷酸鈣與核酸上的磷酸根有較強的親和力。

Ca－P／DNA 共沉淀技術是最常用的復合DNA 技術，具有操作簡單、毒性小、體外轉染效率高等優點，但是沉淀條件（如濃度、溫度、pH 值、混合速率、沉淀時間等）難以控制，從而影響了轉染效率的穩定性。此外，獲得較高轉染效率的同時還會帶來較高的細胞毒性［3］。因此，Ca－P／DNA 共沉淀的基因轉染效果重現性不好。但是基于磷酸鈣很好的生物相容性和生物降解性，Maitra［4］甚至認為它是“第二代非病毒基因載體”。許多研究者對沉淀條件進行優化，從而提高了轉染效率。Kakizawa等［5］用嵌段共聚物控制磷酸鈣納米粒子的粒徑，提高了轉染效率，并且用其成功傳遞siRNA；Olton 等［6］制備了單分散的磷酸鈣納米粒子（Ca／P 值高達110∶1～300∶1，粒徑25～50nm），優化了沉淀條件，取得很高的轉染效率。

由于Ca－P／DNA 共沉淀的轉染效率與Ca／P 值密切相關，通常Ca／P值較小時，生成的沉淀納米粒子多而轉染效率高，但是細胞毒性也相對較大；Ca／P 值較大時，生成的沉淀納米粒子少而轉染效率低，細胞毒性小。因此，作者在此用少量商業化的脂質體Lipofectamine 2000復合未形成Ca－P／DNA 共沉淀的游離DNA，協同高Ca／P值的Ca－P／DNA 共沉淀以提高基因轉染效率，并保持其較低的細胞毒性，以期獲得一種低毒高效的基因轉染方法。

1 實驗

1.1 材料與試劑

人胚胎腎細胞（293T）和小鼠胚胎成纖維細胞（NIH3T3）均購自中國典型培養物保藏中心（武漢），用含10% 胎牛血清、2mg·mL－1NaHCO3和100U·mL－1雙抗的DMEM（Gibco）培養基在37 ℃、5%CO2培養箱中培養。

報告基因質粒pGL3－Luc 購自Promega，在Escherichiacoli中擴增并用E.Z.N.A.fastfilter endo－free plasmid maxi kit（Omega）提取純化，溶解在純水中，于－20 ℃保存。

脂質體Lipofectamine 2000 購自Invitrogen。

二甲基亞砜（DMSO）、氯化鈣、十水合磷酸三鈉等均為分析純，未經提純直接使用。

1.2 Ca－P／DNA 共沉淀的制備

首先，將10μg 質粒DNA 與25μL 2mol·L－1CaCl2混合，再用去離子水稀釋到204μL，然后將得到的溶液迅速加入到204μL 濃度分別為4.96mmol·L－1、1.65mmol·L－1、0.5 mmol·L－1的Na3PO4溶液中，混合均勻，即得到Ca／P 值分別為50、150、500的Ca－P／DNA 共沉淀，分別編號為A、B、C。

1.3 Lipofectamine 2000／DNA 復合物的制備

分別將0.1μL、0.2μL、0.4μL、1.0μL Lipofectamine 2000 和1μg 質粒DNA 用蒸餾水稀釋到50μL，室溫放置5min 后，將Lipofectamine 2000 水溶液加入質粒DNA 溶液中混合均勻，室溫放置20 min，即得到Lipofectamine 2000 和DNA 比率（μL∶μg）分別為0.1∶1、0.2∶1、0.4∶1、1.0∶1的Lipofectamine 2000／DNA 復合物，分別編號為A′、B′、C′、D′。

1.4 脂質體協同Ca－P／DNA 共沉淀的制備

向不同Ca／P值的Ca－P／DNA 共沉淀懸液中加入不同量的Lipofectamine 2000，混合均勻后，室溫放置20min，即得到脂質體協同Ca－P／DNA 共沉淀，分別編號（表1）進行基因轉染研究。

表1 脂質體協同Ca－P／DNA共沉淀Tab .1 Ca－P／DNAco－precipitations in coordination with liposome

1.5 體外轉染

將含8×104個·mL－1細胞的完全培養基直接種入24 孔培養板，細胞貼壁生長24h 后加入Lipofectamine 2000／DNA 復合物懸液，于37 ℃、5%CO2條件下培養一定時間后測定基因表達量。

為了檢測熒光素酶（luciferase）的表達，去除培養基，用0.1mol·L－1磷酸鹽緩沖溶液（pH 值7.4）輕輕潤洗細胞，然后按每孔200μL 加入裂解液（Promega），充分裂解后，離心，取20μL 上清液與100μL熒光素酶底物（Promega）充分混合，用化學發光儀（Lumat LB9507，Berthold）測定熒光素酶的活性。

細胞裂解液中的蛋白質濃度用BCA Protein Assay Reagent Kit試劑盒（Pierce）測定；用酶標儀（Biorad 550）在570nm 處測定OD值。每個樣品做3 個平行樣，取平均值，表示為平均值±標準偏差（SD）。

1.6 細胞存活率的計算

pGL3－Luc轉染48h后，去除培養基，每孔加入新鮮培養基1mL 和MTT 60μL（5mg·mL－1），37 ℃培養4h。小心吸除上清液，每孔加入0.8 mL DMSO，輕輕振搖5min 溶解由活細胞線粒體中的琥珀酸脫氫酶還原MTT 得到的藍紫色甲瓚晶體，用酶標儀于570nm 處測定溶液的OD值。以24 孔培養板上培養的細胞的存活率作為對照。每個樣品做5 個平行樣，取平均值，表示為平均值±標準偏差（SD）。

1.7 未復合DNA 的量的測定

分別制備Ca－P／DNA 共沉淀和脂質體協同Ca－P／DNA 共沉淀后，離心，取100μL 上清液用于測定未復合DNA 的量。上清液中DNA（pGL3－Luc）的濃度用Quant－iTTMPicoGreen dsDNA Assay Kit（Molecular Probes）試劑盒測定。每個樣品做3 個平行樣，取平均值，表示為平均值±標準偏差（SD）。

2 結果與討論

2.1 Ca－P／DNA 共沉淀對293T 細胞的轉染

Ca／P值為50、150、500 時，Ca－P／DNA 共沉淀對293T 細胞的轉染效率（以每毫克蛋白的相對熒光強度表示，值越大，轉染效率越高）見圖1。

圖1 Ca－P／DNA共沉淀和Lipofectamine 2000／DNA復合物在293T 細胞中的熒光素酶表達Fig.1 Luciferase expression in cell 293Ttransfected with Ca－P／DNAco－precipitations and Lipofectamine 2000／DNA compound

由圖1可看出，Ca／P值為50時的Ca－P／DNA 共沉淀轉染效率比Ca／P值為150和500 時高2～3 個數量級，與文獻［6］一致。雖然Ca／P值為50時的基因轉染效率最高，但細胞存活率只有75%（圖2），細胞毒性最大。

圖2 293T細胞在Ca－P／DNA共沉淀和Lipofectamine 2000／DNA復合物轉染48h后的細胞存活率Fig.2 Cell viability of cell 293Ttransfected for 48hwith Ca－P／DNAco－precipitations and Lipofectamine 2000／DNA compound

Ca－P／DNA 共沉淀技術是DNA 在氯化鈣與磷酸鈉沉淀反應中伴隨磷酸鈣納米粒子的生成共同沉淀在細胞表面，Strain等［7］研究表明，只有約7%的DNA能從內涵體逃逸進入細胞質，進入細胞核的DNA 更是少于4%，而仍有轉染活性的DNA 只有0.5%。因此，生成的磷酸鈣納米粒子的數量決定著被沉淀的DNA 的數量，從而影響DNA 的轉染效率。

圖3是不同Ca／P值的Ca－P／DNA 共沉淀中未復合DNA 的量。

圖3 Ca－P／DNA共沉淀中未復合DNA的量Fig.3 Content of unbound DNA in Ca－P／DNAco－precipitations

由圖3可看出：當Ca／P值為50 時，超過95% 的DNA 與磷酸鈣共沉淀；當Ca／P 值為150和500 時，約50%的DNA 未形成共沉淀。因此，Ca／P 值為50時，Ca－P／DNA 共沉淀的轉染效率最高。據文獻報道，Ca／P 值越小，Ca－P／DNA 共沉淀的顆粒越大，其細胞毒性也越大。

2.2 脂質體協同Ca－P／DNA 共沉淀對293T 細胞的轉染

Lipofectamine 2000 是已經商業化的脂質體，其負載DNA 的轉染效率隨其用量的增加而提高（圖1），其細胞毒性也相應升高（圖2）。當Lipofectamine 2000 用量為1.0μL 時，基因轉染效率最高，但細胞存活率僅為60%；而當Ca／P 值為150和500時有大量的DNA 未形成共沉淀而處于游離狀態（圖3），因此，考慮用少量的Lipofectamine 2000 來復合未沉淀的DNA，協同磷酸鈣運載DNA 從而提高基因轉染效率并保持較低的細胞毒性。圖4 為不同用量的Lipofectamine 2000 協同Ca－P／DNA 共沉淀對293T 細胞的轉染效率。

圖4 不同用量的Lipofectamine 2000協同Ca－P／DNA共沉淀在293T 細胞中的熒光素酶表達Fig.4 Luciferase expression in cell 293Ttransfected with Ca－P／DNAco－precipitations in coordination with different volumes of Lipofectamine 2000

由圖4 可看出：當Ca／P 值為50 時，加入Lipofectamine 2000 并不能提高DNA 的轉染效率；當Ca／P值為150或500 時，隨著Lipofectamine 2000 的加入，轉染效率顯著提高1～2 個數量級，并且Lipofectamine 2000 用量超過0.2μL 后轉染效率趨于穩定。因此，確定Lipofectamine 2000的最佳用量為0.2 μL。

Lipofectamine 2000用量為0.2μL 時，細胞存活率和未復合DNA 的量如圖5、6所示。

由圖5 可看出，當Ca／P值為150和500時，加入0.2μL Lipofectamine 2000 細胞存活率仍然超過80%。由圖6可看出：Ca／P 值為50 時，加入0.2μL Lipofectamine 2000時未復合DNA 的量并未顯著減少；Ca／P值為150時未復合DNA 的量由43.8%降至8.5%；Ca／P值為500時未復合DNA 的量由47.8%降至24.4%。

綜上結果，當Ca／P值為150時加入0.2μL Lipofectamine 2000為最佳基因轉染條件，此時的基因轉染效率高且細胞毒性低。

圖5 293T細胞在0.2μL Lipofectamine 2000協同Ca－P／DNA共沉淀轉染48h后的細胞存活率Fig.5 Cell viability of cell 293Ttransfected for 48hwith Ca－P／DNAco－precipitations in coordination with 0.2μL Lipofectamine 2000

圖6 0.2μL Lipofectamine 2000協同Ca－P／DNA共沉淀中未復合DNA的量Fig.6 Content of unbound DNA in Ca－P／DNAco－precipitations in coordination with 0.2μL Lipofectamine 2000

2.3 脂質體協同Ca－P／DNA 共沉淀對NIH3T3 細胞的轉染

為了進一步考察Lipofectamine 2000協同Ca－P／DNA 共沉淀對不同細胞系的轉染效率，研究了其對NIH3T3 細胞的轉染情況，結果如圖7 所示。

圖7 Lipofectamine 2000協同Ca－P／DNA共沉淀在NIH3T3細胞中的熒光素酶表達Fig.7 Luciferase expression in cell NIH3T3transfected with Ca－P／DNAco－precipitations in coordination with Lipofectamine 2000

由圖7可知，相同條件下Lipofectamine 2000協同Ca－P／DNA 共沉淀對NIH3T3細胞的轉染效率較293T 細胞（圖4）低。這可能是因為，不同細胞系特異性不一樣。但對于相同的細胞系，在不同條件下基因表達的水平應具有相同的趨勢。從圖7 可以看出：Ca／P值為50時，Ca－P／DNA 共沉淀的轉染效率最高（A）；Ca／P 值為50 時 加入0.2μL Lipofectamine 2000轉染效率無顯著變化（A2）；Ca／P 值為150 和500時，加入0.2μL Lipofectamine 2000轉染效率顯著提高（B2、C2）。

3 結論

用少量商業化的脂質體Lipofectamine 2000 復合未形成Ca－P／DNA 共沉淀的游離DNA，協同高Ca／P值的Ca－P／DNA 共沉淀提高基因轉染效率，并保持了其較低的細胞毒性。結果表明：當Ca／P值為150 時，加入0.2μL Lipofectamine 2000 可得到高基因轉染效率和低細胞毒性。這種脂質體協同Ca－P／DNA 共沉淀技術有望在基因治療中得到廣泛應用。

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