豬成纖維細胞的簡易分離培養

劉西梅　華再東　任紅艷　肖紅衛　李莉　華文君　張立蘋　畢延震

摘要：比較了不同來源、不同狀態組織和不同分離方法對豬成纖維細胞的影響，結果表明，離體組織長時間乙醇預處理和長時間儲運會降低細胞活力，使生長速度減慢；初始原代細胞種類比較多，生長不均勻，只有傳代培養3代以上，才能得到比較純的成纖維細胞。

關鍵詞：豬；成纖維細胞；分離；培養

中圖分類號：R329-33 文獻標識碼：A 文章編號：0439-8114（2017）04-0702-02

隨著生物技術的發展，原代成纖維細胞已經成為非常特殊的資源[1]。由于試驗材料來源廣、分離培養條件不苛刻，細胞的分裂增殖能力強，適應性好，且性狀穩定[2，3]，同時又能模擬體內生長狀況、生長環境簡化、生長條件明確、施加實驗因素方便、容易獲得直接活體觀察結果以及方便控制培養產物等特點[3，4]，所以成纖維細胞得以廣泛地研究和應用。醫學上用于疾病診斷、人工皮膚、組織創傷修復、組織器官培養[1，5]；動物上用于體細胞克隆、轉基因[6，7]，以實現瀕危畜禽保種及擴繁、優良品種的快速繁育、轉基因新品種培育；基礎研究上為遺傳學、細胞學、胚胎學、組織學、免疫學等提供基礎材料和分離培養模式[8]。因此，建立一種快速、實用、簡便的豬成纖維細胞分離培養方法成為急需。本研究比較了不同來源、不同狀態組織和不同分離方法對成纖維細胞的影響，旨在為相關研究提供依據。

1 材料與方法

1.1 材料、儀器及試劑

35 d的胎豬、新生小豬、成年豬；超凈工作臺、超低溫冰箱、CO2培養箱、眼科剪、培養瓶、離心管、血球計數板；乙醇、PBS溶液、DMEM培養基（Gibco公司）、胎牛血清（FBS，Hyclone公司）、中性蛋白酶、胰蛋白酶；青霉素、鏈霉素、臺盼藍、EDTA、DMSO。除了特別說明外，其他試劑均源于Sigma公司[1，7，9，10]。

1.2 試驗方法

1.2.1 組織取樣 通過手術，從懷孕35 d的湖北白豬母豬體內無菌取出胎兒，浸泡在PBS（100 IU/mL 青霉素和100 μg/mL鏈霉素）中，室溫盡快帶回實驗室無菌間，在超凈工作臺上，用鑷子去除胎兒頭、尾、四肢、心臟及其他臟器，用PBS清洗后，用眼科剪將胚胎剪碎成約1 mm的3小塊，用PBS沖洗2次，再用相應的培養基洗1次，備用[9]；耳組織來自湖北白豬耳邊沿皮膚（大、小豬均可），經剪毛、清洗、消毒、生理鹽水再清洗后，在耳邊沿無菌剪取多個皮膚約0.5 cm2，放入PBS（100 IU/mL青霉素和100 μg/mL鏈霉素）中，室溫2 h內運回實驗室，在超凈工作臺上去除表皮及皮下組織，用PBS溶液洗滌2次， 將組織剪成約1 mm的3小塊，用相應的培養基洗1次，備用[6]。

1.2.2 細胞培養 組織塊培養是將組織塊直接接種到培養皿上，或是將組織塊用0.25%中性蛋白酶在4 ℃處理2～4 h，剩余組織塊以1～2 mm間距接種于培養瓶內壁或培養皿上，加入少量DMEM培養液（含10%FBS），置于39 ℃的5%CO2培養箱中培養24 h，待組織塊吸附牢固后，次日補加培養液至正常體積，3 d后換液[1]；如果是細胞培養，則向剪碎的組織塊中加入約2倍組織塊體積的37 ℃預溫的0.25%胰酶（含0.04%EDTA），在4 ℃中消化12～16 h（期間有規律地搖晃3～4次），加入DMEM培養液（含10%FBS）終止消化；取上清液，以800 r/min離心5 min，棄上清液，然后加入培養液，輕輕吹打重新懸浮細胞，以5×104個/mL的密度接種于培養瓶或培養皿中[9]。

1.2.3 細胞傳代 細胞在組織塊周圍生長成片時，或當培養的細胞達到85%～90%匯合度時傳代。加入2 mL 0.25%胰蛋白酶和0.04% EDTA混和溶液（Gibco）消化細胞3～4 min（細胞邊沿開始有收縮即可），加入2 mL細胞培養液終止消化，輕輕吹打讓細胞懸浮，轉入離心管，1 000 r/min離心5 min，用培養液重新懸浮細胞，計數后以5×104個/mL的密度接種于新培養瓶繼續培養，經過5～7 d的生長后，細胞達到85%～90%匯合，再次按1∶3或1∶4比例進行傳代培養。如此反復傳代，可以進一步純化成纖維細胞[6]。

2 結果與分析

2.1 組織塊處理

組織細胞離開身體后非常脆弱，任何處理都會對細胞造成傷害，乙醇消毒、運輸時間等會影響原代細胞的生長，其中乙醇長時間消毒對細胞的傷害最大，其次是運輸時間。培養7 d后，細胞的生長狀況見表1。

從表1中可以看出，乙醇短時間處理組織對細胞生長沒有影響，而處理時間延長會使細胞生長減慢，但這種處理對活體組織沒有影響，即在組織沒有離開肌體前處理，不影響組織采集后細胞的生長。

由表2可見，運輸時間1～2 h對細胞生長幾乎沒有影響，然而當運輸時間達到4 h時細胞生長活力開始降低，6 h時已不適宜作為原代細胞分離培養。所以分離原代成纖維細胞時，取組織后應盡快運回實驗室培養，這樣可以提高成功率。

2.2 成纖維細胞的培養與分離

從組織中開始分離的原代細胞種類比較多，而且生長不均勻，無法判斷成纖維細胞（圖1，圖2），只有傳代培養3代以上，才能得到比較純的成纖維細胞（圖3，圖4）。

培養7～8 d的組織塊周圍可見多邊形細胞并向四周成片生長，培養13 d時傳代培養，傳代后細胞生長迅速，約6 d細胞即可長滿培養板；消化法得到的細胞培養5 d，細胞開始向周圍快速生長，大約培養11～12 d即可傳代，傳代后6 d細胞長滿培養板[6]。

3 討論

成纖維細胞是非常重要的供體細胞之一，無論是用組織塊培養獲得，還是用消化培養制備，均可獲得比較純的成纖維細胞。但前期處理會影響原代細胞的生長，特別是離體后，樣品長時間儲運會降低細胞的生長速度，乙醇長時間消毒處理直接抑制細胞的生長，樣品離體前乙醇處理對細胞的生長影響較小。其原因可能是離體前處理，乙醇被血液及組織液稀釋或帶走，進入組織細胞的乙醇濃度不容易快速升高，對細胞活力影響小，而離體后組織細胞中的乙醇濃度很快達到峰植，直接影響了細胞的活力；離體組織長時間儲運由于沒有營養，細胞代謝受到影響，細胞活力有所降低，但影響較小。

組織塊和消化法分離的細胞均可用于體細胞克隆，兩者的差別在于分離細胞所用的時間長短不一，對于純度要求不高的細胞而言，消化法比組織塊法更快收獲大量的1～2代細胞。其原因是原代培養時，消化法原始生長點比組織塊法多很多，消化后每個細胞都可能成為一個原始生長點，而每個組織塊只是一個原始生長點，組織塊的數量限制了原始生長點數量。但兩種方法分離到的成纖維細胞傳到3代以后，其生長無差別。

參考文獻：

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