新型骨軟骨支架輔助Mosaicplasty技術和攜帶增強基因的ADSCs對大面積骨軟骨缺損的修復效果*

（貴州省遵義市第一人民醫院 骨科，貴州 遵義 563003）

新型骨軟骨支架輔助Mosaicplasty技術和攜帶增強基因的ADSCs對大面積骨軟骨缺損的修復效果*

阮世強，鄧江，徐林，黃文良，田仁元

（貴州省遵義市第一人民醫院 骨科，貴州 遵義 563003）

目的考察新型骨軟骨支架輔助Mosaicplasty技術和攜帶增強基因的脂肪間充質干細胞（ADSCs）對大面積骨軟骨缺損修復效果。方法復制比格犬軟骨全層缺損模型，使用多枚骨軟骨支架以Mosaicplasty術填充大部分缺損后，不用內固定，作為E組；于骨軟骨支架內及殘留間隙處緩慢由深至淺注入骨形態發生蛋白2（BMP-2）-ADSCs復合體作為D組；植入絲素蛋白（SF）/殼聚糖（CS）/納米羥基磷灰石（nHA）支架作為C組；植入SF/CS/nHA支架和BMP-2-ADSCs復合體作為B組；植入SF/CS/nHA支架與BMP-2-ADSCs聯合富血小板血漿（PRP）凝膠復合體作為A組。分別于術后4、8及16周各組隨機取2、2和4只比格犬在輕度麻醉狀態下，進行組織外觀觀察，處死16周的比格犬，檢測病變軟骨部位的膠原蛋白Ⅰ和Ⅱ，體外檢測病變軟骨的極限應力、應變值和相應彈性模量值。結果與E組比，A～D組的軟骨缺損表面平整，軟骨愈合較好，與B～D組比較，A組恢復最好。膝關節膠原蛋白Ⅰ和膠原蛋白Ⅱ表達、標本中心相應彈性模量值、標本交界極限應力和應變值差異有統計學意義（P＜0.05），E組最低，A組最高。結論植入SF/CS/nHA支架與BMP-2-ADSCs聯合PRP凝膠復合體對于大面積軟骨缺損修復效果較好，值得臨床推廣。

仿生支架；鑲嵌移植術；骨軟骨缺損；富血小板血漿；組織工程

隨著社會的老齡化加快，各種難以避免的關節損傷逐漸增多，關節內損傷引起的軟骨損傷或缺損。成人軟骨幾乎不能夠依賴自身修復，特別是較大面積的骨軟骨缺損，從而造成骨性關節炎發生，甚至導致關節功能障礙的嚴重后果，給患者及社會造成很大的負擔。因此，如何實現大面積骨軟骨修復成為臨床面臨的巨大挑戰。利用組織工程修復骨軟骨缺損已取得重大進展，但至今沒有一種與骨軟骨更為匹配的作為“金標準”的支架系統，尤其是對于大面積的軟骨缺損。因此，構建一種優良的種植體是目前急需解決的難題。目前支架材料的研究已經取得了較大成果，但國內外尚未研制出一種界內公認的理想的骨軟骨支架材料，特別是對大面積骨軟骨缺損，主要存在的問題是材料的安全性、生物力學性能、可降解性、組織相容性以及降解產物對細胞的影響還需進一步的研究加以明確。大量的研究表明，絲素蛋白（silk fibroin，SF）、殼聚糖（chitosan，CS）和納米羥基磷灰石（nano hydroxyapatite，nHA）無毒無味，具有良好的生物學特性和理化性質。SF是從蠶絲中提取的天然生物材料，可應用于人工韌帶、軟骨、骨或神經組織等方面[1]。但SF降解較慢、干燥時易碎裂[2]。CS是天然的高分子聚合物，結構與軟骨基質糖氨多糖相似，降解產物為氨基葡萄糖單體，目前已被廣泛應用于生物醫學領域[3]，但CS韌性差，降解速度慢。nHA與天然骨中的無機成分相似，被認為是骨缺損修復的理想材料[4]，但簡單合成的nHA材料成型后強度低、孔隙度小[5]，引入到復合材料中可使材料在力學和生物學方面具有很大的應用潛力[6]。因此，或許可將2種及2種以上材料共混制備復合支架材料可以彌補各自的不足，利用各種材料的互補特性來滿足組織工程對支架的要求[7]。然而，至今仍舊沒有一種可以作為“金標準”的支架材料，因此找到一種更加適合作為骨組織支架的材料是骨組織工程研究中急需解決的難點之一。

本課題組在前期研究單一孔徑的SF/CS和SF/CS/nHA支架中取得較好的實驗結果。然而單一孔徑支架依舊無法滿足骨與軟骨的漸進式結構，尤其是對大面積的軟骨缺損。本課題組利用離心與冷凍干燥相結合的方法，在成功制備梯度孔徑的骨軟骨SF/CS/nHA支架的基礎上，擬結合骨軟骨鑲嵌移植術將支架植入大面積骨軟骨缺損，再將攜帶目的基因骨形態發生蛋白2（bone morphogenetic protein 2，BMP-2）的脂肪間充質干細胞（adipose-derived stem cells，ADSCs）與可注射型富血小板血漿（platelet-rich plasma，PRP）凝膠混合后注入支架和支架周圍間隙，進一步解決殘留的骨軟骨柱間隙的整合問題，以期實現重建大面積骨軟骨缺損的修復，同時探明支架材料的降解、生長因子控釋以及支架在體內骨軟骨的形成機制，為制備與骨軟骨重建更匹配、更接近生理代謝特征的種植體提供實驗依據。

1 材料與方法

1.1 主要材料和設備

1.1.1 主要設備S-3400N型掃描電鏡（日本日立集團），7560型電子顯微鏡（日本日立集團），FACS Calibur型流式細胞儀（美國B-D公司），VLP200型真空干燥機（美國Savant公司），RF-5301PC型熒光分光光度計（日本島津公司），TE2000-S型熒光倒置顯微鏡（日本尼康公司），Ⅱ/03型倒置顯微鏡（德國Leica公司），超凈工作臺（丹麥Heto Holten公司），Forma 3141型二氧化碳CO2培養箱（美國Forma Scientific公司），-80℃W-86L728J型超低溫冰箱（海爾集團），-150℃MDF-1155ATN型超低溫冰箱（日本三洋電機），GDS8000型全自動數碼成像與分析系統（美國Gen Genius Syngene），UHQc型超純水制備系統（英國萊特萊德公司），Sanyo-MSE型超聲細胞破碎儀（日本三洋電機），LC50RX型液氮罐（美國ICI公司）。

1.1.2 實驗對象及分組選用健康成年比格犬40只（購自北京市興隆試驗動物養殖中心，合格證號：SCXK（京）2006-0001），雌雄各半。隨機分為 A、B、C、D、E 5組，每組8只。A組：植入SF/CS/nHA雙相支架與BMP-2-ADSCs聯合PRP凝膠復合體；B組：植入SF/CS/nHA雙相支架和BMP-2-ADSCs復合體；C組：植入SF/CS/nHA雙相支架；D組：注入BMP-2-ADSCs復合體；E組：空白對照組。

1.2 離心-冷凍干燥法制備梯度孔徑SF/CS/nHA骨軟骨支架

SF脫膠、溶解及提純得2%的SF溶液，將2%SF溶液、2%CS溶液和nHA適當比例混合，倒入準備好的鑄模槽內，于-20℃條件下5000r/min離心15min，放入-80℃中冷凍3 h，采用冷凍干燥72 h制成固體材料，支架掃描電鏡檢測顯示平均孔徑為85.67 μm，孔隙率為（91.25±2.35）%，吸水膨脹率（135.65±4.56）%。力學檢測顯示壓縮強度為（2.0±0.2）MPa。將制備成功的固體材料乙醇滅菌消毒，PBS緩沖液沖洗，放置4℃冰箱備用。

1.3 含BMP-2基因重組腺相關病毒（rAAV）的構建

通過基因重組技術構建腺相關病毒rAAV-BMP-2-EGFP，逆轉錄聚合酶鏈反應（reverse transcription-polymerase chain reaction，RT-PCR）進行鑒定；重組腺相關病毒（recombinant adeno-associated virus，rAAV）反復感染獲得高滴度重組腺相關病毒；氯化銫密度梯度離心法純化重組腺相關病毒，測定滴度置入-150℃冰箱冷凍保存。

1.4 PRP凝膠制備

以氯胺酮15 mg/kg和地西泮1 mg/kg，于比格犬耳后3～5 cm處肌內注射（簡稱肌注），基礎麻醉，固定四肢后碘伏消毒皮膚，使用頭皮針采集靜脈血30 ml。采用二次離心法提取PRP，加入凝血酶及10%氯化鈣注射液制備成PRP凝膠。

1.5 比格犬細胞分離、擴增及病毒轉染，構建復合凝膠

比格犬麻醉后備皮、消毒、鋪巾，切取頸背部皮下脂肪組織約20 g，充分剪碎，離心后接種于預置DMEM培養基（含10%FBS）的100 mm培養皿中，于37℃、5%CO2飽和濕度下行原代培養，每天于倒置相差顯微鏡下觀察細胞形態及增殖情況。臺盼藍試驗檢測細胞活力。經體外培養即可獲得約第2、3代的ADSCs。ADSCs培養擴增3代后，將攜帶BMP-2的ADSCs以5×106個/ml密度的懸濁液2 ml與PRP凝膠進行混合，即得。

1.6 梯度孔徑SF/CS/nHA支架體外培養

ADSCs培養擴增3代后與SF/CS/nHA支架體外培養，將攜帶BMP-2的ADSCs與PRP凝膠混合后，注入SF/CS/nHA支架體外培養，即得。

1.7 復制骨軟骨全層缺損模型及各組處理

比格犬肌注速眠新0.1 ml/kg麻醉，取膝關節正中切口，顯露股骨滑車及股骨髁。用特制10 mm直徑空心鉆鉆取深5 mm的骨軟骨缺損，填塞止血。使用多枚骨軟骨支架以Mosaicplasty術填充大部分缺損后，不用內固定，作為E組；于骨軟骨支架內及殘留間隙處緩慢由深至淺注入BMP-2-ADSCs復合體作為D組；植入SF/CS/nHA支架作為C組；植入SF/CS/nHA支架和BMP-2-ADSCs復合體作為B組；植入SF/CS/nHA支架與BMP-2-ADSCs聯合PRP凝膠復合體作為A組，所有組別均植入或注入至關節面，沖洗關節腔后，逐層關閉切口。

1.8 指標檢測

1.8.1 大體觀察分別于術后4、8及16周各組隨機取2、2和4只比格犬在輕度麻醉狀態下，取標本進行相關指標檢測，并處死動物。

1.8.2 PCR檢測病變軟骨的膠原蛋白Ⅰ和膠原蛋白Ⅱ取16周比格犬病變軟骨部位約20 mg組織楊平，用組織剪將其充分剪碎，置于勻漿機中，加入1 ml Trizol試劑，用勻漿機打勻，加入氯仿300 μl，離心，吸取上清液，加入等體積異丙醇，離心，去上清，加入75%乙醇，離心，去上清液，揮發剩余乙醇，用20 μl Nuclease free water溶解。按RT-PCR試劑盒說明書逆轉錄合成cDNA，以磷酸甘油醛脫氫酶GAPDH為內對照，通過RT-PCR對比分析膠原蛋白Ⅰ和膠原蛋白Ⅱ。膠原蛋白Ⅰ、膠原蛋白Ⅱ和GAPDH的上下游引物序列及退火溫度（見表1）。PCR 反應體系：上下引物各 0.1 μmol，dNPT 1 μl，25 mmol/L MgCl23 μl，Taq DNA 聚合酶 3 μl，cDNA模板 3 μl，10 μl PCR 緩沖液 5 μl，總反應體系為50 μl。PCR反應參數：預變性94℃2 min后，進入PCR擴增循環，變性94℃ 30 s，退火52℃ 1 min，延伸70℃ 2 min，40個循環后，70℃再延伸7 min，經凝膠圖像分析儀進行分析，計算與GAPDH條帶的灰度比值，進行目的基因表達的定量分析。

表1 膠原蛋白Ⅰ、膠原蛋白Ⅱ和GAPDH引物序列

1.8.3 力學測試取16周的比格犬軟骨標本，采用AG1000A型電子式萬能力學試驗儀（日本島津）檢測各組標本極限應力、應變值和相應彈性模量值。試驗前將所有標本置于4℃的Ringer液中1 h，試驗過程用Ringer液滴注保持濕潤。

1.9 統計學方法

數據分析采用SPSS 16.0統計軟件，計量資料以均數±標準差（±s）表示，比較采用方差分析，兩兩比較用LSD-t檢驗，P＜0.05為差異有統計學意義。

2 結果

2.1 標本組織學觀察

E組：4、8周時缺損底部大量纖維細胞團增生，未完全修復，16周軟骨缺損局部表面凹陷明顯，缺損仍遺留，與周圍正常軟骨界限清楚；D～B組：4、8周時支架開始降解，8周可見散在軟骨細胞樣細胞生成，16周可見軟骨缺損內充填以白色纖維樣組織，軟骨表面略不平整，偶見中心部分凹陷，間隙明顯縮小。A組：4、8周時可見明顯軟骨樣細胞生成，形成軟骨，16周，軟骨缺損處色澤與正常軟骨相似，軟骨表面平整，與周圍正常軟骨連接緊密、界限消失，硬度較正常軟骨無差異修復組織與周圍軟骨愈合較好，無明顯間隙存在。見圖1。

圖1 不同組比格犬膝關節恢復16周組織標本

不同組病變膝關節膠原蛋白Ⅰ和膠原蛋白Ⅱ相對表達量的比較，不同組病變膝關節膠原蛋白Ⅰ和Ⅱ相對表達量差異有統計學意義（均P=0.000），與A組比較，B組膝關節膠原蛋白Ⅰ和Ⅱ表達均降低（P=0.000），與B組比較，C組膝關節膠原蛋白Ⅰ和Ⅱ表達均降低（P=0.000），C組和D組膝關節膠原蛋白Ⅰ和Ⅱ表達相當（P＞0.05），與D組比較，E組膝關節膠原蛋白Ⅰ和Ⅱ表達均降低（P=0.000），見表 2 和圖 2～3。

表2 不同組病變膝關節膠原蛋白Ⅰ和膠原蛋白Ⅱ相對表達量的比較 （±s）

表2 不同組病變膝關節膠原蛋白Ⅰ和膠原蛋白Ⅱ相對表達量的比較 （±s）

A組 90.5±10.1 78.1±8.3 B 組 75.4±12.6 63.8±9.1 C 組 46.8±13.9 38.0±9.3 D組 36.7±13.7 28.6±9.8 E 組 11.6±8.1 5.2±2.1 F值 27.730 49.101 P值 0.000 0.000

2.2 不同組標本中心極限應力、應變值和相應彈性模量值

不同組標本中心極限應力和應變值存在E～A的順序逐漸增高的趨勢，但差異無統計學意義（P＞0.05），與A組比較，D組彈性模量降低（F=12.102，P=0.004），與B組比較，D組彈性模量降低（F=6.785，P=0.021），見表 3。

圖2 不同組病變膝關節膠原蛋白Ⅰ和膠原蛋白Ⅱ表達

圖3 各組病變膝關節膠原蛋白Ⅰ和膠原蛋白Ⅱ表達水平比較

2.3 不同組標本交界極限應力、應變值和相應彈性模量值

不同組標本交界相應彈性模量值存在E～A的順序逐漸降低的趨勢，差異無統計學意義（P＞0.05），極限應力和應變值差異有統計學意義（均P＜0.05）。A、B、C及D組與E組比較，極限應力和應變值均升高，差異有統計學意義（P＜0.05）。見表4。

表3 不同組標本中心極限應力、應變值和相應彈性模量值

表4 不同組標本交界極限應力、應變值和相應彈性模量值

3 討論

自體骨軟骨鑲嵌移植成形術（Mosaicplasty）是目前新興的治療軟骨缺損的手術方法[8-9]，其采用自體非負重區骨軟骨柱進行鑲嵌式移植，有研究證實與其他軟骨修復方法如軟骨下鉆孔、微骨折或打磨成形術等相比，可以修復透明軟骨缺損，而其他方法則只能恢復纖維軟骨覆蓋。但Mosaicplasty技術本身也存在著不足，如鑲嵌的骨軟骨柱之間及其與周圍和基底部骨和軟骨組織的“整合”不良；骨軟骨柱供體來源有限，無法應用于大面積骨軟骨缺損；單枚支架直徑過大不利于細胞和組織的生長替代；由于缺損常為不規則狀，故Mosaicplasty技術目前多使用于形狀規則的骨軟骨柱，不可避免地遺留許多缺損間隙即“死區”，無法達到正常的透明軟骨覆蓋，而僅能代之以纖維組織填充，從而極大影響骨與軟骨尤其是軟骨面之間的整合[10]。

由于骨軟骨缺損在軟骨缺損的同時存在部分軟骨下骨缺損，在修復軟骨的同時，需修復軟骨下骨缺損。早期有研究將單一孔徑支架作為支架材料植入缺損區，但遠期新生組織常常缺乏正常軟骨由淺層向深層的漸進式結構，這便使處于表面的關節軟骨缺乏正常的代謝及生物力學支持，后期出現缺損中心區域細胞的退變，致使軟骨碎裂、塌陷[11-12]。因此，利用雙層孔徑支架材料構建組織工程骨軟骨修復關節軟骨缺損的新理念便應運而生，隨著雙層支架研究的增多和深入，顯示骨軟骨修復中固有的缺陷，即軟骨與軟骨下骨區域結合部形成一個截然分開的界線，干細胞在軟骨與骨交界區定向分化不均一，或修復后產生一個較明顯的“條帶”區等[13-14]，這種整合欠佳因素，可能會導致遠期出現分層現象。由于骨與軟骨結構的這種特殊性，只有選擇合適的骨軟骨支架才能使種子細胞在體內增殖形成骨軟骨組織，完成缺損的修復。因此，在原有的單孔徑SF-CS-nHA支架基礎上，改進單純冷凍干燥方法，制備成梯度式孔徑SF/CS/nHA三維支架材料，再復合攜帶目的基因的種子細胞，構建基因增強組織工程骨種植體。PRP是全血經過離心而得到的血小板濃縮物所形成的凝膠，其濃縮血小板被激活后可以釋放出多種促進細胞增殖分化的高濃度生長因子，包括轉化生長因子-β1、β2（TGF-p1，p2）、血小板源性生長因子（PDGF）、血管內皮生長因子（VEGF）、表皮生長因子（EGF）和成纖維細胞生長因子（FGF）[15]，其中以轉化生長因子-β1和血小板源性生長因子含量最高，并且PRP凝膠能夠形成由纖維蛋白構成的三維網狀支架，有利于種子細胞營養代謝，且由自體全血制備而成，無免疫排斥，而且PRP作為一種可注射支架已在口腔外科及整形外科等領域得到了廣泛的應用[16]。

本研究結果顯示，BMP-2-ADSCs復合體、SF/CS/nHA支架、SF/CS/nHA支架和BMP-2-ADSCs復合體、SF/CS/nHA支架與BMP-2-ADSCs聯合PRP凝膠復合體4種材料移植到兔膝關節全層軟骨缺損模型，第16周時，大部分的軟骨缺損基本修復，Ⅰ型和Ⅱ型膠原均有表達，提示生物材料有不同程度地吸收，SF/CS/nHA支架與BMP-2-ADSCs聯合PRP凝膠復合體吸收最好。本結果與早前的研究類似，即將SF-CS-nHA支架材料與BMSCs混合進行體外培養，最后將其移植至長約2 cm橈骨全段骨缺損模型進行動物體內實驗，缺損區影像與正常骨組織已無區別，骨髓腔完成再通，骨小梁和梭形的骨細胞，支架材料完全降解，結果表明SF-CS-nHA支架可較好地修復兔橈骨大段骨缺損[17]。原因在于，Mosaicplasty技術填充大部分缺損面積，以PRP凝膠作為一種可注射支架，將PRP凝膠與基因轉染BMP-2-ADSCs的復合物注射入骨軟骨支架及不規則缺損的間隙內，以組織工程學方法消除“死區”，整合骨軟骨柱間隙，降低種子細胞過快流失，同時，PRP凝膠釋放的細胞因子可進一步促進種子細胞增殖、成骨及成軟骨分化[18]，有利于大面積骨軟骨損傷的修復。SF/CS/nHA支架與BMP-2-ADSCs聯合PRP凝膠復合體吸收最好，另一方面原因與BMP-2相關：BMP-2是目前所知的具有最強異位成骨能力的細胞因子，可加速ADSCs向成骨樣細胞分化成骨細胞，并誘導形成骨組織，體外研究顯示ADSCs轉染BMP-2，2 d后可檢測堿性磷酸酶分泌增加，堿性磷酸酶是BMP-2向成骨樣細胞分化的早期標志物；本研究結果顯示，裸鼠肌肉內注入BMP-2轉染的ADSCs可在早期發現肌肉內的骨組織[19-20]。

綜上所述，植入SF/CS/nHA支架與BMP-2-ADSCs聯合PRP凝膠復合體對于大面積軟骨缺損修復，表現出較好的生物相容性和理化特性，生物材料基本吸收，值得臨床推廣。

[1]LEVENGOOD S L,ZHANG M.Chitosan-based scaffolds for bone tissue engineering[J].J Mater Chem B Mater Biol Med,2014,2(21):3161-3184.

[2]JIAO Y H,LI M Z.Research progress of crosslinking methods of silkworn silk fibroin materials[J].Modem Silk Sci Techn,2011,26(6):242-246.

[3]VELEIRINHO B,COELHO D S,DIAS P F,et al.Nanofibrous poly (3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate)/chitosan scaffolds for skin regeneration[J].Int J Biol Macromol,2012,51(4):343-350.

[4]CHIU C K,FERREIRA J,LUO T J,et al.Direct scaffolding of biomimetic hydroxyapatite gelatin nanocomposites using aminosilane cross-linker for bone regeneration[J].J Mater Sci Mater Med,2012,23(9):2115-2126.

[5]WLODARSKI K H,WLODARSKI P K,GALUS R.Bioactive composites forbone regeneration review[J].Ortop Traumatol Rehabil,2008,10(3):201-210.

[6]VENKATESAN J,KIM S K.Nano-hydroxyapatite composite biomaterials for bone tissue engineering-a review[J].J Biomed Nanotechnol,2014,10(10):3124-3140.

[7]NAIR M B,KRETLOW J D,MIKOS A G,et al.Infection and tissue engineering in segme-ntal bone defects-a mini review[J].Curr Opin Biotechnol,2011,22(5):721-725.

[8]REVERTE-VINAIXA M M,JOSHI N,DIAZ-FERREIRO E W,et al.Medium-term outcome of mosaicplasty for grade III-IV cartilage defects of the knee[J].J Orthop Surg(Hongkong),2013,21(1):4-9.

[9]MA X,SUN Y,CHENG X,et al.Repair of osteochondral defects by mosaicplasty and allogeneic BMSCs transplantation[J].Int J Clin Exp Med,2015,8(4):6053-6059.

[10]JACOB R P.Mosaicplasty and amic technique as single time surgery for cartilage repair[J].Journal of Bone and Joint Surgery,2008,90(8):464-465.

[11]GUO X,WANG C,DUAN C,et al.Repair of osteochondral defectswith autologouschondrocytesseeded onto bioceramic scaffold in sheep[J].Tissue Eng,2005,10(11):1830-1840.

[12]WANG X,GROGAN S P,RIESER F,et al.Tissue engineering ofbiphasic cartilage constructs using various biodegradable scaffolds:an in vitro study[J].Biomaterials,2004,25(17):3681-3688.

[13]DORMER N H,BERKLAND C J,DETAMORE M S.Emerging techniques in stratified designs and continuous gradients for tissue engineering of interfaces[J].Ann Biomed Eng,2010,38(6):2121-2141.

[14]KON E,DELCOGLIANO M,FILARDO G,et al.Novel nanocomposite multilayered biomaterial for osteochondral regeneration:a pilot clinical trial[J].Am J Sports Med,2011,39(6):1180-1190.

[15]PAN L,YONG Z,YUK K S,et al.Growth factor release from lyophilized porcineplatelet-rich plasma:Quantitative analysis and implications for clinical applications[J].Aesthetic Plast Surg,2016,40(1):157-163.

[16]WEN Y,GU W,CUI J,et al.Platelet-rich plasma enhanced umbilical cord mesench-ymal stem cells-based bone tissue regeneration[J].Arch Oral Biol,2014,59(11):1146-1154.

[17]葉鵬,馬立坤,鄧江,等.絲素/殼聚糖/納米輕基磷灰石構建的骨組織工程支架[J].中國組織工程研究,2013,17(29):5269-5274.

[18]XIE X,WANG Y,ZHAO C,et al.Comparative evaluation of MSCs from bone marrow and adipose tissue seeded in PRP-derived scaffold for cartilage regeneration[J].Biomaterials,2012,33(29):7008-7010.

[19]LIU Y,ZHANG Z,ZHANG C,et al.Adipose-derived stem cells undergo spontaneous osteogenic differentiation in vitro when passaged serially or seeded at low density[J].Biotech Histochem,2016,91(5):369-376.

[20]SHIRAISHI T,SUMITA Y,WAKAMASTU Y,et al.Formation of engineered bone with adipose stromal cells from buccal fat pad[J].J Dent Res,2012,91(6):592-597.

Effect of new osteochondral scaffold-assisted Mosaicplasty technology genetically enhanced ADSCs on repair of large area osteochondral defect*

Shi-qiang Ruan,Jiang Deng,lin Xu,Wen-liang Huang,Ren-yuan Tian
(Department of Orthopaedics,the First People's Hospital of Zunyi,Zunyi,Guizhou 563003,China)

ObjectiveTo investigate the effectofnew osteochondralscaffold-assisted Mosaicplasty technology and genetically enhanced adipose-derived stem cells(ADSCs)on repair of large area osteochondral defect.MethodsBeagle dog model of cartilage full-thickness defect was established.The defect was filled with multiple cartilage scaffolds through Mosaicplasty technology.No fixation was performed in group E.BMP-2-ADSCs was implanted in scaffold in group D.SF/CS/nHA was implanted in scaffold in group C.SF/CS/nHA combined with BMP-2-ADSCs was implanted in scaffold in group B.SF/CS/NHA and BMP-2-ADSCs combined with PRP gel complex was implanted in scaffold in group A.Morphological changes of tissue were observed at the 4th,8th,and 16th week post operation,and tissues were harvested at time point of the 16th week post operation.CollagenⅠand CollagenⅡmRNA were measured by PRC.Ultimate stress,strain value and the corresponding elastic modulus of the cartilage were determined.ResultsCompared with group E,cartilages in group A-D experienced better healing procedure with improvement of smooth surface.Group A witnessed dramatically improved cartilages when compared with group B-D (P＜0.05).The expression levels of collagen proteinⅠ and collagenⅡ,ultimate stress,strain value and the corresponding elastic modulus were increased significantly in group A when compared with the remaining groups(P＜0.05).ConclusionNew osteochondral scaffold filled with SF/CS/nHA,BMP-2-ADSCs and PRP gel complex through Mosaicplasty a technology can be therapeutic option for repair of large area cartilage defects.

biomimetic scaffold;mosaic transplantation;osteochondral defect;platelet-rich plasma;tissue engineerin

R683

A

10.3969/j.issn.1005-8982.2017.30.002

1005-8982（2017）30-0008-07

2017-05-28

貴州省科學技術項目（No：[2016]1420）；國家自然科學基金（No：81660367）

鄧江，E-mail：770694368@qq.com

（王榮兵 編輯）