殼聚糖酶高產菌株的冷源等離子體誘變及發酵條件的優化

熊妍妍，薛宇航，陳小娥*，馮淑瑩，方旭波，袁高峰，余輝

1(浙江海洋大學 食品與醫藥學院，浙江 舟山，316022)2(杭州萬向職業技術學院，浙江 杭州，310023)

殼聚糖酶(chitosanase，EC3.2.1.132.)是一種以內切方式催化水解部分乙酰化殼聚糖中β-1,4氨基葡萄糖苷鍵的酶，它能將殼聚糖(chitosan)降解為殼寡糖(chitooligosaccharides)。殼寡糖由于其生物相容性好，易于被人體吸收等優勢，其商業產品已滲透諸多領域，主要涉及功能性食品、藥品、環保、化工等[1]。目前獲得殼寡糖的方法有物理法、化學法和生物酶解法三大類。相比而言，物理法、化學法生產殼寡糖會受到分離成本高、污染嚴重等限制，而生物酶解法生產殼寡糖則有環境相容性好、成本低、重復性好、寡糖產量高等優點[2]，成為了目前殼寡糖生產的理想方法。研究發現，殼聚糖酶不僅可以降解殼聚糖，在農業上也可作為生物防治劑，在生物技術中可用于原生質體分離、細胞化學定位和生產單細胞蛋白等[3]。因此，如何獲得優良菌株成為了開發殼聚糖酶微生物發酵法的重要任務[4]。

從自然界篩選出的野生菌株產酶能力一般不高，通過誘變選育是提高產酶水平的有效途徑之一[5]。冷源等離體子是一種新型的誘變方法，它在電離過程中會產生活性氧自由基使遺傳物質發生改變，如堿基缺失，染色體異位等[6-9]，誘變效率高。此外，冷源等離子體誘變還具有操作簡便、節約時間、無毒害性、無嚴苛條件等優點，被食品加工、制藥等行業廣泛地應用[10]。

目前關于產殼聚糖酶菌株的誘變選育研究大多采用紫外誘變[11]、化學誘變[12]，采用冷源等離子體誘變的報道較少。本研究以本實驗室篩選保藏的菌種為原始菌株，對其進行冷源等離子體誘變，探究誘變的最佳條件，并從中篩選出1株產殼聚糖酶活力最高的菌株，對其發酵條件進行優化，以期為殼聚糖酶的工業化發酵生產奠定基礎。

1　材料與方法

1.1　實驗材料

1.1.1實驗菌種

鹿皮曲霉(Aspergilluscervinus)ZJOU-AC1，浙江海洋大學食品與科學工程研究室篩選保藏。

1.1.2培養基

斜面培養基：馬鈴薯葡萄糖瓊脂培養基(PDA)，121 ℃滅菌20 min。

計數培養基：馬鈴薯葡萄糖瓊脂培養基(PDA)，121 ℃滅菌20 min。

初篩培養基：膠體殼聚糖 5 g/L，酵母膏 1 g/L，(NH4)2SO42 g/L，KH2PO42 g/L，MgSO40.5 g/L，瓊脂 20 g/L，pH 5.5～6.0，121 ℃滅菌20min[13]。

復篩培養基：膠體殼聚糖 5 g/L，酵母膏 1 g/L，(NH4)2SO42 g/L，KH2PO42 g/L，MgSO40.5 g/L，pH 5.5～6.0，121 ℃滅菌20 min[13]。

種子培養基：膠體殼聚糖 2 g/L，葡萄糖 10 g/L，(NH4)2SO42 g/L，KH2PO42 g/L，MgSO40.5 g/L，自然pH，121 ℃滅菌20 min[14]。

發酵培養基：膠體殼聚糖15 g/L，麩皮 20 g/L，(NH4)2SO44 g/L，KH2PO42 g/L，MgSO40.5 g/L，Tween-80 0.6 g/L，121 ℃滅菌20 min[14]。

1.2　儀器與設備

Phenix BK130 /3低溫等離子體處理儀，美國鳳凰科技公司；UV-5900紫外可見分光光度計，上海元析儀器有限公司；SPX-250B-Z生化培養箱，上海博訊實業有限公司醫療設備廠；JB-CJ-1FXS 型超凈工作臺，蘇州佳寶凈化工程設備有限公司；HYC-A全溫搖床，上海璽袁科學儀器有限公司；LDZX-75KBS立式壓力蒸汽滅菌鍋，上海申安醫療器械廠。

1.3　實驗方法

1.3.1冷源等離子體誘變

(1)誘變前預處理：用100 mL無菌水洗下斜面上的孢子，倒入盛有玻璃珠的250 mL錐形瓶中，28 ℃振蕩30 min，得到孢子懸液。用血球計數板計數并調整孢子濃度為1×106～5×106個/mL，濃度用CFU法確認[15]。用移液槍移取3 mL孢子懸液，均勻地涂布于無菌平皿中，準備進行低溫等離子體誘變。

(2)誘變處理：將裝有孢子懸液的平皿放在低溫等離子體處理儀的兩個電極之間，把電壓瞬間調到40 kV，處理的時間分別為0～270 s(處理時間每隔15 s遞增)[16]。

(3)誘變后培養：處理后取出平皿，傾斜，用移液槍移取平皿中的孢子懸液，反復輕柔地沖洗平皿上誘變后的孢子。用移液槍移取500 μL孢子懸液，均勻地涂布于初篩培養基上，28 ℃倒置培養5 d，用于單菌落的挑選和致死率的計算。

(4)培養后致死率和突變率的計算：誘變培養后，統計對照組和實驗組的單菌落數，計算致死率。

(1)

式中[17]：N為對照組單菌落數,CFU/mL；N’為實驗組單菌落數,CFU/mL。

以原始菌株為對照，統計誘變菌株的透明圈大小。用游標卡尺測量透明圈直徑與菌株直徑，并計算HC值(透明圈直徑mm/菌株直徑mm)。以HC值為標準，將比值減小或增加10%以上的誘變菌株定義為突變菌株，按公式(1)計算：

(2)

1.3.2突變菌株的篩選

(1)初篩和復篩：在最佳誘變時間段內，選擇生長良好的正突變菌株，分別統計HC值并接種到發酵培養基中進行培養，測定殼聚糖酶活力，發酵條件為：發酵時間100 h，發酵溫度28 ℃，初始pH值5.5，接種量3%，轉速150 r/min[18]。

(2)突變菌株的酶活力及生長特性分析：將篩選出的突變菌株分別接種到發酵培養基，28 ℃，150 r/min發酵培養7 d。每隔24 h取1 mL發酵液測定殼聚糖酶活力，取7 d內的峰值；菌體的生物量測定采用通過比色法測定菌體核酸濃度，并用菌體干重和菌體核酸濃度的線性關系計算得到菌體濃度的方法[18]，每隔24 h測定1次。

(3)遺傳穩定性實驗：將復篩后酶活力較高的菌株連續傳代6代，每代都搖瓶發酵，分別測定各代菌株產的殼聚糖酶活力，驗證菌株的遺傳穩定性。

(4)突變菌株ZJOU-AC2在發酵培養基上的酶活曲線測定：將保存在斜面上的突變菌株ZJOU-AC2活化后轉接到發酵培養基中，28 ℃，150 r/min振蕩培養。每隔6 h測1次殼聚糖酶活力。以培養時間為橫坐標，酶活力為縱坐標作生長曲線。

1.3.3突變菌株ZJOU-AC2發酵條件優化

將突變菌株ZJOU-AC2接種到種子培養基中，于150 r/min，28 ℃條件下振蕩培養3 d。參照1.1.2中的發酵培養基，并設定初始培養條件為：發酵溫度為28 ℃，初始pH值5.5，發酵時間為100 h，接種量為3%。對發酵培養的主要影響因素(發酵溫度、初始pH值、發酵時間、接種量)進行單因素優化試驗，測定各發酵液的殼聚糖酶活力。在250 mL的發酵培養基中，發酵溫度設定為26，28，30，32，34 ℃；初始pH值設定為5.0，5.5，6.0，6.5，7.0；發酵時間分別設定為70，80，90，100，110 h；接種量分別設定為1%，2%，3%，4%，5%。在此基礎上，確定各水平的最佳范圍，設計正交試驗方案。

1.3.4殼聚糖酶活力測定

取1 mL發酵液，4 000 r/min離心10 min，取上清液，稀釋成適當倍數的殼聚糖酶液。取1 mL酶液，加入1 mL 1%的膠體殼聚糖，50 ℃下保溫15 min，立即加入2 mL DNS溶液，沸水浴10 min，顯色反應后放入冷水中冷卻。再加入2 mL的蒸餾水，4 000 r/min離心10 min，取上清液在510 nm處測定吸光值。

1個酶活單位(U/mL)：1 mL酶液每分鐘產生1 μmoL還原糖所需要的酶量。

1.3.5數據統計與分析

每次實驗設置3個平行組，結果取平均值。用繪圖軟件Origin Pro 8.5繪制折線圖和柱狀圖，采用SPSS 22.0軟件進行數據分析。

2　結果與分析

2.1　冷源等離子體誘變結果

2.1.1鹿皮曲霉誘變后致死率分析

冷源等離子體可以使氣體產生高度電離的混合物，混合物的多種成分能同時對菌體起作用。據報道，在冷源等離子體中能夠發生近500個反應并生成超過75種活性物質[10]。這些活性物質能迅速改變微生物細胞膜的結構與通透性，并引起基因的改變，最終導致微生物產生突變[19]。因此，適宜的條件是控制微生物迅速突變的前提。

圖1　不同處理時間下鹿皮曲霉的致死率曲線Fig.1　Variaton of the lethal rate of the Aspergillus cervinusZJOU-AC1 with treatment time

根據誘變理論，80%～90%的致死率有利于正突變菌株的產生[20]。如圖1所示，0～150 s內冷源等離子體對鹿皮曲霉的致死率存在一定的劑量關系，致死率曲線呈現經典的馬鞍型[21]。在0～45 s之間，鹿皮曲霉的致死率呈現不斷上升的趨勢，而到45 s時致死率則開始下降，到60 s時致死率下降到最低點，推斷是因為細胞內的修復系統開始工作[22]，修復了冷源等離子體誘變對細胞致死的損傷。隨著誘變時間的增加，由于細胞內的修復能力不足以修復誘變帶來的損傷，則致死率又開始上升。圖1結果顯示，當處理時間為90 s時，致死率為88.6%，處理105s以后致死率基本穩定在90%以上，處理165 s致死率接近100%。

2.1.2鹿皮曲霉誘變后突變率分析

誘變后平板上共長出183株誘變菌株，對誘變后的鹿皮曲霉進行HC值測定。根據HC值測定結果進行統計，結果表明共有68株突變菌株，其中32株為正突變菌株即HC值增加10%以上。經計算，鹿皮曲霉的突變率為37.16%，正突變率為17.49%。圖2為不同誘變時間下正突變率的結果。結果顯示，在90 s的時候，正突變率達到峰值4.37%，該結果與蔡聰[20,23]等人的研究相一致。為了獲得高產殼聚糖酶和生存能力較強的菌株，本實驗選擇誘變時間為90 s的菌液平板進行后續實驗。

圖2　誘變后的正突變率結果Fig.2　The result of positive mutation rates after mutation

2.2　突變菌株的篩選結果

2.2.1初篩和復篩結果

當誘變時間為90 s時，一共篩選出8株正突變菌株。結果由表1可知，突變菌株3#、4#、6#、7#的HC值較大且酶活力也較高。以出發菌株的酶活力作對照為100%，分別表現為菌株3#提高了52.1%，菌株4#提高了49.8%，菌株6#提高了40.4%，菌株7#提高了43.3%。因此，選取這4株突變菌株進行后續實驗。

表1　冷源等離子體誘變初篩和復篩試驗結果Table 1　The result of preliminary screening and secondary screening test after cold source plasma mutagenesising

2.2.2突變菌株的酶活力及生長特性分析

由圖3和圖4可知，經過發酵培養后，4株突變菌株的酶活力均高于ZJOU-AC1，這與突變率分析時所測定的結果一致。其中菌株3#和菌株4#的酶活力提高較為明顯，菌株3#在培養4 d后的平均酶活力為12.56 U/mL，是ZJOU-AC1的1.52倍，菌株4#在培養4 d后的平均酶活力為12.37 U/mL，是ZJOU-AC1的1.5倍。從生長曲線分析，4株突變菌株的生長趨勢基本一致，且生長速度均快于ZJOU-AC1。在第4天，生物量均達到最大值，此時生長最快的菌株3#的生物量是ZJOU-AC1的1.11倍，明顯高于ZJOU-AC1。

圖3　突變菌株與ZJOU-AC1殼聚糖酶活力的比較Fig.3　Comparision of chitosanase activity betweenmutant strains and ZJOU-AC1

圖4　突變菌株與ZJOU-AC1生長速度的比較Fig.4　Comparision of speed between mutant strainsand ZJOU-AC1

2.2.3突變菌株遺傳穩定性實驗

傳代結果如表2所示，菌株3#、4#、6#、7#均具有良好的遺傳穩定性，相較而言，菌株3#、6#的穩定性較差。其中，菌株4#在傳代過程中最高酶活達到12.45 U/mL，在ZJOU-AC1的基礎上提高了50.7%，菌株7#在傳代中的最高酶活為11.58 U/mL，酶活性明顯低于菌株4#。因此，選取菌株4#作為后續實驗的實驗菌株，并將其命名為AspergilluscervinusZJOU-AC2。

表2　突變菌株遺傳穩定性實驗結果Table 2　Experimental results of genetic stability ofmutant strains

2.2.4突變菌株ZJOU-AC2在發酵培養基上的產酶曲線測定

由圖5可知，原始菌株ZJOU-AC1在0～96 h內殼聚糖酶活力隨著時間的增加而增加，在96 h時殼聚糖酶活力達到最大值8.26 U/mL。突變菌株 ZJOU-AC2與ZJOU-AC1的產酶曲線趨勢相同，在90 h時殼聚糖酶活力達到最大值12.37 U/mL。從圖中的2條產酶曲線可以看出,ZJOU-AC2產殼聚糖酶活力峰值時間比ZJOU-AC1減少了6 h，且酶活力是ZJOU-AC1的1.49倍。說明冷源等離子體誘變后可以減少鹿皮曲霉的發酵時間，提高發酵效率，具有很好的實際應用性。

圖5　發酵時間對殼聚糖酶活力的影響Fig.5　Effect of fermentation time on chitoanase activity

2.3　突變菌株ZJOU-AC2發酵條件單因素試驗

2.3.1發酵溫度對殼聚糖酶活力的影響

發酵溫度對突變菌株ZJOU-AC2的影響結果如圖6所示，隨著發酵溫度的提高，殼聚糖酶活力逐漸增大，在30 ℃時酶活力達到最大值12.36 U/mL，隨后酶活力開始下降。由于菌體對溫度較為敏感，溫度過高或過低都會使其生命活動能力和酶活力下降，不利于微生物的生長代謝。

圖6　發酵溫度對殼聚糖酶活力的影響Fig.6　Effect of fermentation temperature on chitoanase activity

2.3.2初始pH值對殼聚糖酶活力的影響

由于發酵培養過程中菌體的生命活動，pH值一直在變化，不易控制，因此本實驗只考慮初始pH值對殼聚糖酶活力的影響。結果由圖7可知，殼聚糖酶活力在初始pH值5.5～6.5范圍內較為理想。當發酵液的初始pH值為6.0時，酶活力最高，為12.43 U/mL。發酵過程中pH值的大小會影響菌體對殼聚糖的利用和殼聚糖酶的活力。

圖7　初始pH值對產殼聚糖酶活力的影響Fig.7　Effect of initial pH on chitoanase activity

2.3.3發酵時間對殼聚糖酶活力的影響

圖8中，發酵時間在80～100 h時，酶活力較好；在90 h時，殼聚糖酶活力達到峰值為12.45 U/mL。推測是因為在發酵初期，培養基內的營養物質充裕，菌體大量繁殖，產生大量的殼聚糖酶，后期培養基內的營養物質減少，同時菌體處于衰亡期，菌體數量開始減少，故殼聚糖酶的生產也相應減少。

圖8　發酵時間對產殼聚糖酶活力的影響Fig.8　Effect of fermentation time on chitoanase activity

2.3.4接種量對殼聚糖酶活力的影響

圖9所示，接種量在2%～4%時，有利于殼聚糖酶的合成。接種量在1%～3%時，酶活力逐漸升高，在3%的接種量時酶活力最高，為11.41 U/mL。當接種量大于3%，酶活力開始下降。推測當接種量在1%～3%時，隨著接種量的增加，菌體繁殖速度加快，產殼聚糖酶的能力也相應增加，當接種量大于3%后，菌體需要的能量大于培養基能提供的能量，由于營養物質匱乏導致殼聚糖酶活力下降。

圖9　接種量對產殼聚糖酶活力的影響Fig.9　Effect of inoculum on chitoanase activity

2.3.5正交試驗結果

結合單因素試驗的結果，以發酵溫度、初始pH值、發酵時間、接種量為因素，設計四因素撒水平正交試驗。結果如表3所示，極差R值大小順序為：RB>RD>RA>RC，說明初始pH值對殼聚糖酶活力影響最大，其次是接種量、發酵溫度、發酵時間。K值分析結果顯示，4個因素的最優組合為A2B2C1D2，即發酵溫度為30 ℃，初始pH值為6.0，發酵時間為80 h，接種量為3%。根據此組合進行發酵實驗驗證(設置3個平行組)，得出最終酶活力為14.28±0.08 U/mL，高于正交試驗中所有的組合結果，說明該組合確實為最佳發酵條件。

表3　L9(34)正交試驗結果Table 3 The result of L9(34) orthogonal test

3　結論

(1)冷源等離子體誘變篩選高產殼聚糖酶突變菌株的參數是：電壓為40 kV、輻照時間為90 s。篩選出一株酶活力提高50.7%的突變菌株，命名為鹿皮曲霉(Aspergilluscervinus)ZJOU-AC2。

(2)突變菌株鹿皮曲霉(Aspergilluscervinus)ZJOU-AC2正交試驗結果表明：最佳培養條件為發酵溫度30 ℃，初始pH 6.0，發酵時間為80 h，接種量為3%，比優化前提高了15.07%。

(3)本研究使用冷源等離子體誘變鹿皮曲霉篩選突變菌株，具有方法簡便、誘變效率高的特點，表明此誘變方法具有很強的應用潛力。

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