菊芋菊糖粗提液的微生物除雜

李雪雁，武曉堯，孫春麗，謝輝燦，王金龍

(蘭州理工大學 生命科學與工程學院，甘肅 蘭州，730050)

菊芋(Jerusalemartichoke)塊莖中菊糖含量為其干重的55%～83%，是自然界已知含有菊糖的36 000種植物中含量最高的植物之一[1]。菊糖，又稱菊粉，是由呋喃構型的D-果糖經β-(2,1)糖苷鍵脫水聚合而成的果聚糖混合物[2]。不同聚合度的果糖具有不同的生理功能，低聚合度的果糖可以促進人體腸道雙歧桿菌的增殖，改善腸道功能，提高免疫力和抗病力[3-5]。

由于菊糖易溶于水，加熱溶解更快[6]，因此工業上提取菊糖一般都采用熱水浸提法，在提取過程中一些雜質如蛋白質、果膠、色素等也隨之被提取出來，因而菊芋粗提液需進行脫色、脫蛋白等去雜過程[7]。目前脫蛋白主要采用Sevage法、三氯乙酸法、HCl法、石灰乳法、樹脂純化法等[8-12]。菊芋提取液中還含有果糖、葡萄糖等還原糖，要得到高純度的菊糖，還需額外采用一些方法(如膜過濾等)將還原性糖去除[13-14]。由于現行菊糖的工業化生產工序較復雜，導致成本較高。基于微生物在生長繁殖過程中消耗糖類和蛋白質作為其碳源和氮源，因此將篩選的不降解菊糖的微生物菌株接入菊芋粗提液中，在適宜條件下培養，可逐漸將粗提液中的還原糖和蛋白質消耗，即可達到菊糖純化和精制的目的，并使原工藝簡化。將微生物用于菊芋提取液除雜的研究尚未見文獻報道，本文對此進行了研究，以期為工業生產的應用提供依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

紫皮菊芋20 kg，購于蘭州市某市場。將新鮮菊芋洗凈切片，于60 ℃電熱恒溫鼓風干燥箱中干燥24 h，制得菊芋干片，備用；菌株,蘭州理工大學生命科學與工程學院實驗中心保藏的11株酵母菌菌株，分離自寧夏賀蘭山東麓葡萄酒產區的葡萄果實表皮和根際土壤中[15]；菊糖,即菊粉，購自甘肅省白銀市某菊粉生產企業。

YPD培養基(g/L)：葡萄糖20，酵母粉10，蛋白胨20，pH 5.5。

產酶種子培養基，參照文獻[16]略做修改：菊糖10，蛋白胨20，酵母粉10，pH 5.5。

產酶發酵培養基(g/L)[17]：菊糖30，蛋白胨20，酵母粉10，(NH4)2SO45，KH2PO43，pH 5.5。

WL營養培養基(g/L)[18]：酵母浸粉4，胰蛋白胨5，葡萄糖50，瓊脂20，儲液A(KH2PO45.5 g，KCl 4.25 g，CaCl21.25 g，MgSO41.25 g，定容至400 mL，按1∶25比例添加)，儲液B(FeCl30.25 g，MnSO40.25 g，定容至100 mL，按1∶1 000比例添加)；儲液C(0.44 g溴甲酚綠溶于100 mL體積分數50%乙醇溶液中，按1∶1 000比例添加)，1×105Pa滅菌20 min。

牛血清蛋白(BSA，生物試劑)，考馬斯亮藍(優級純)，蔗糖、果糖、酒石酸鉀鈉、3,5-二硝基水楊酸、苯酚、蒽酮等試劑均為分析純。

1.2 主要儀器與設備

WPL-125BE型恒溫培養箱，天津市泰斯特儀器有限公司；UV-3000PC型紫外分光光度計，上海美譜達儀器有限公司；TGL-16型高速冷凍離心機，湖南湘儀離心機儀器有限公司；FA2004型分析天平，上海良平儀器儀表有限公司；SHB-111型真空抽濾泵，天津賽得利斯實驗分析儀器制造廠；GZX-9030MBE型電熱恒溫鼓風干燥箱，上海博迅實業有限公司醫療設備廠。

1.3 實驗方法

1.3.1 菌株鑒定及其菊粉酶活力的測定

1.3.1.1 菌株初步鑒定[19]

將11株酵母菌分別轉接至WL鑒別培養基，28 ℃培養5～7 d，依據各菌株在WL培養基的菌落形態和顏色特征等，參照WL培養基的酵母菌鑒別表，進行初步鑒定。

1.3.1.2 菊粉酶粗酶液的制備

將11株酵母菌菌株分別接入YPD培養基中，28 ℃活化培養24 h；之后轉接入產酶種子培養基中，28 ℃恒溫振蕩培養12 h；再將種子液轉接入50 mL產酶發酵培養基中(接種量為10%體積分數)，30 ℃恒溫振蕩培養96 h。將發酵液在3 500 r/min，離心15 min，取上清液即為粗酶液。

1.3.1.3 菊粉酶活力的測定

首先參照文獻[20]制作標準果糖曲線。

將粗酶液經適當稀釋后取1 mL，加入20 g/L菊糖(用0.2 mol/L，pH 4.5醋酸緩沖液配制)4 mL，50 ℃下反應30 min，沸水加熱5 min滅酶活，采用3,5-二硝基水楊酸法(DNS比色法)[16]測還原糖，以沸水浴加熱10 min失活的粗酶液作為對照。在果糖標準曲線上查出糖含量，計算反應生成的還原糖量(以果糖計)，以每分鐘轉化生成 1 μmol/L還原糖所需的酶量為1個酶活力單位，該法測得的是內切菊粉酶活力，以I表示。以2% 蔗糖代替菊糖，其他步驟同上。以每分鐘轉化生成1 μmol/L還原糖所需的酶量為1個酶活力單位，即為外切菊粉酶活力，以S表示。每個菌株實驗結果取3次的平均值。

一般認為當I/S>10時，菊粉酶主要表現為內切酶活性，而I/S<10時，主要表現為外切酶活性[21]。

1.3.2 菊糖粗提液的制備

新鮮菊芋洗凈切片，于60 ℃電熱恒溫鼓風干燥箱中干燥24 h，得菊芋干片。以粉碎的菊芋干粉為原料，菊糖熱水提取條件為：料液比1∶15(g∶mL)、溫度80 ℃、時間80 min，重復提取2次，經活性炭脫色，得菊糖粗提液。

1.3.3 酵母菌除雜實驗

1.3.3.1 分析方法

總糖的測定采用硫酸-蒽酮法；還原糖測定采用DNS法；蛋白質含量測定采用考馬斯亮藍法，以牛血清白蛋白繪制標準曲線[20]。

菊糖=總糖-還原糖

(1)

還 原糖脫除率/%=

(2)

蛋 白質脫除率/%=

(3)

菊 糖損失率/%=

(4)

1.3.3.2 單因素試驗

將選取的菊粉酶活力較低的酵母菌株先用YPD培養基，28 ℃活化培養24 h，之后轉接入已滅菌的菊糖粗提液中，28 ℃恒溫振蕩培養12 h，即為除雜酵母種子液。取40 mL菊糖粗提液于250 mL三角瓶中，經滅菌后接入體積分數3%除雜酵母菌種子液，對培養時間、溫度以及搖瓶轉速進行單因素實驗，測定菊糖提取液中的還原糖和蛋白質的脫除率，確定3個因素的適宜條件。

1.3.3.3 正交試驗

基于單因素試驗結果，進行培養時間、溫度及轉速3因素3水平正交試驗，進一步優化酵母菌除雜條件。按公式(5)計算:

×0.5

(5)

1.3.3.4 正交試驗驗證

以正交試驗優化組合條件進行脫除還原糖和蛋白質的驗證試驗；同時對在優化條件下的菊糖損失率進行測定。

1.3.4 菌株的分類學鑒定

將菌株送到上海生工進行測序，引物用上海生工提供的酵母菌通用引物，得到菌株序列后使用Mega 5.1軟件構建系統進化樹將其進行進一步鑒定。

2 結果與分析

2.1 菌株鑒定及其菊粉酶活力測定結果

2.1.1 菌株初步鑒定結果

依據11菌株在WL培養基上經過5 d培養后所形成菌落的顏色和形態特征進行鑒定，其中4株為釀酒酵母(Saccharomycescerevisiae)，編號S-1-4；3株為有孢漢遜氏酵母(Hanseniasporauvarum)，編號H-1-3；4株為假絲酵母(Candidaspccies)，編號Z-1-4。

2.1.2 菌株菊粉酶活力測定結果

從表1可以看出，所有測試菌株的菊粉酶活力普遍低于一些文獻報道[16-17,22-24]，因菊糖經過菊粉酶的水解作用可以產生果糖或低聚果糖，對于利用微生物去除菊芋粗提液中單糖的操作是不利的，故要選擇菊粉酶活力較低的菌株。測定菌株中4株釀酒酵母的內切菊粉酶活力(I)均較其他菌株低，其中S-4菌株的I值最低，但其活力比值I/S<10，表現為外切酶活性相對較高，外切型菊粉酶水解菊糖的產物主要為果糖，對純化產生不利影響，不適宜作為除雜菌株。S-2菌株的內切菊粉酶(I)活力僅高于S-4菌株而低于其他菌株，且其I/S>28，因此選擇S-2作為除雜菌株進行以下試驗。

表1 酵母菌株菊粉酶活力Table 1 Inulinase activity of yeast strain

2.2 單因素試驗結果

2.2.1 培養時間對還原糖和蛋白質脫除率的影響

酵母菌培養時間對脫除還原糖和蛋白質的影響見圖1。隨著培養時間的延長，還原糖和蛋白質的脫除率逐漸提高，在50～60 h，脫除率基本穩定。由于菊芋熱水粗提液中含有一定量的果糖、葡萄糖、低聚糖及蛋白質，可作為酵母菌的營養物質，在酵母菌生長繁殖的前中期，營養相對豐富，酵母菌生長速率較高，還原糖和蛋白質的消耗速率較快，表現為其去除率上升趨勢明顯，在40 h之后，糖和蛋白質逐漸被酵母菌消耗殆盡，脫除率即保持相對穩定；培養至70 h之后，還原糖脫除率基本穩定，而蛋白質脫除率略有下降，其原因可能是由于酵母菌開始老化，部分菌體自溶，菌體蛋白溶入提取液中，導致蛋白質含量略有增加。由此可見，控制適當的培養時間對還原糖和蛋白質的脫除是很重要的。

圖1 培養時間對除雜的影響Fig.1 Effect of incubation time on impurity removal

2.2.2 培養溫度對還原糖和蛋白脫除率的影響

溫度對反應體系的影響是多方面的，既影響微生物的生長繁殖、酶的活性，也會影響反應體系的理化狀態。通常酵母菌最適的生長溫度在28～30 ℃，溫度過低或過高，都會影響酵母菌的生長繁殖，由圖2可知，30 ℃左右也是除雜效果較好的溫度。隨著培養溫度的升高，一方面,酵母菌的生長將受到不利的影響，特別是在培養初期溫度偏高還將導致中后期菌體早衰，還原糖和蛋白的脫除率呈現下降趨勢；另一方面，菊粉酶適宜溫度一般為50 ℃左右[25]，溫度升高，酵母菊粉酶活性略有提高，菊糖水解產生少量果糖，在一定程度上使還原糖脫除率下降。

圖2 溫度對除雜的影響Fig.2 Effect of temperature on impurity removal

2.2.3 轉速對還原糖和蛋白脫除率的影響

酵母菌為兼性厭氧微生物，溶解氧含量較高時酵母菌進行有氧代謝，產能效率較高，生長繁殖速率較快。搖瓶轉速的高低直接影響反應體系的供氧量，由圖3可知，隨著轉速的增大，溶氧量增加，酵母菌生長速率加快，還原糖和蛋白脫除率隨之提高；但當轉速在160 r/min以上時，酵母菌的生長繁殖速率趨于穩定，表明溶氧量已超過臨界溶氧濃度，已不再是限制性因素，酵母菌對糖和蛋白質的脫除率也就基本穩定。因此搖瓶轉速在160～180 r/min較適宜。

圖3 轉速對除雜的影響Fig.3 Effect of rotational speed on impurity removal

2.3 正交試驗結果

正交試驗結果及分析見表2、表3。

表2 正交試驗結果與分析Table 2 Results of orthogonal tests and rangeanalysis table

注：綜合評分采用加權評分法，分別把2項中最大的指標定為100分，權重系數均為0.5。

從表2和表3可以看出，酵母菌培養時間和溫度對還原糖脫除率的影響極顯著(P<0.01)，而搖床轉速在140～180 r/min對還原糖脫除率影響不顯著；3個因素對蛋白質脫除率的影響均極顯著(P<0.01)。通過對還原糖脫除率和蛋白質脫除率的綜合評分，3個因素的影響主次順序為時間>溫度>轉速；較優組合為A2B2C3。

表3 正交試驗方差分析結果Table 3 Result of variance analysis for orthogonalexperiment

2.4 正交試驗驗證結果

因酵母菌搖床培養時轉速在160～180 r/min對脫除率綜合影響不顯著，故以較優組合A2B2C3和A2B2C2做進一步驗證，結果見表4。A2B2C3組合的酵母菌還原糖和蛋白質脫除率分別達92.6%和93.1%，但菊糖損失率略高于A2B2C2組合。考慮到工業化培養微生物時，溶解氧常常是限制性因素，因此可選擇溶氧水平較低的條件，即溫度30 ℃、時間50 h、轉速160 r/min，在此條件下，酵母菌對還原糖和蛋白質的脫除率分別為92.4%和92.9%，菊糖損失率為2.86%，除雜效果達到或優于其他方法[7,12,21-23]。

表4 正交試驗驗證結果Table 4 Verification results of orthogonal tests

2.5 分類學鑒定結果

從圖4看出，菌株S-2與來自NCBI數據庫的幾種釀酒酵母(Saccharomycescerevisiae)在一個進化分支上，并且在NCBI中的序列比對結果顯示其相似性在98%以上，表明S-2菌株屬于釀酒酵母。

圖4 系統進化樹Fig.4 Phylogenetic tree

3 結論

本實驗通過對11株酵母菌菌株的菊粉酶酶活力的測定與分析，篩選出1株菊粉酶活力較低的菌株S-2，且該菌株主要表現為內切酶活性。

在對影響酵母菌脫除還原糖和蛋白質的培養時間、培養溫度及搖床轉速單因素試驗的基礎上，進行了正交試驗優化及驗證，結果表明，在培養時間為50 h、溫度30 ℃、搖瓶轉速在160～180 r/min條件下，菌株S-2對還原糖的脫除率大于92%，對蛋白質的脫除率在93%左右，菊糖損失率低于3%。體現出脫雜效果好、菊糖損失少的優點，說明利用微生物脫除菊芋粗提液中的還原糖和蛋白質是可行的。

本實驗所選擇的除雜酵母菌S-2經系統鑒定為釀酒酵母，在食品生產中釀酒酵母已被美國FDA認證為GRAS菌株，不存在食品安全問題。除雜過程中培養產生的菌體可做進一步開發利用，或可通過微生物育種，選擇菊粉酶活性低而菌體蛋白含量高的酵母菌株除雜，菌體可作為飼料蛋白添加劑使用。