鎘暴露對背角無齒蚌鰓和消化腺的氧化應激

井維鑫，林子根，郎 朗，劉 娜，王 茜，王 蘭

（山西大學生命科學學院，山西太原030006）

鎘（Cd）主要毒性形式是鎘離子（Cd2+），是淡水水生態系統中廣泛和長期存在的、具有致癌作用的重金屬污染物[1-2]。在我國多個湖泊（尤其是東部和中部湖泊）沉積物中，Cd 污染程度達到中度到重度，其潛在的生態風險系數最高[3]。Cd2+與鈣離子（Ca2+）等必需金屬離子競爭進入細胞[4]，可以誘導細胞內活性氧（ROS）的生成[5]。當機體內形成的ROS過多時，可導致細胞損傷，破壞細胞結構與功能，并誘導細胞凋亡或細胞壞死[1]。

軟體動物雙殼類由于種類、數量較多，廣泛分布于世界范圍內江河湖海之中，直接與水體和沉積物接觸，且運動能力弱，還具有低代謝率、高濾水率和抗逆性強等特點[6]，是較理想的水體中Cd 等重金屬污染的監測生物[5]。研究發現，當貝類受到重金屬暴露時，其抗氧化系統可以起到消除ROS 的作用，可防止或減輕氧化損傷的發生[7]，對環境污染起到早期預警作用[8]。

背角無齒蚌（Anodonta woodiana）在我國分布廣泛[9]，具有改善水質的作用和較高的經濟價值[10]，其生長速度快，適應能力強，作為“淡水貝類觀察”的指示生物，用于監測和評估淡水環境Cd 等重金屬污染[11-12]。目前，就Cd2+致背角無齒蚌急性毒性的研究雖已有報道，但大多數檢測生物標志物的種類不超過4 種[9，13-15]，且單個或少數幾個抗氧化酶的測定，不足以說明完全的抗氧化防御[16-17]。鰓和消化腺是雙殼類動物Cd2+暴露的重要靶器官[18]，在以往研究中，同時分析這2 種組織相關生物標志物也較為少見[19]，且不同試驗條件對生物標志物有不同的影響，很難準確評估生物標志物的敏感性和指示性[16]。

本研究用亞慢性Cd2+暴露背角無齒蚌，檢測鰓和消化腺中7 種生物標志物的變化，包括超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化氫酶（CAT）、谷胱甘肽過氧化物酶（GPx）、谷胱甘肽硫轉移酶（GST）、抗氧化劑谷胱甘肽（GSH）、總抗氧化能力（T-AOC）和脂質過氧化產物丙二醛（MDA），旨在篩選出用于淡水環境Cd污染監測與評估的生物標志物，為背角無齒蚌作為“淡水貝類觀察”的指示生物積累相關的研究資料。

1 材料和方法

1.1 試驗材料

背角無齒蚌購于山西太原五龍口水產品批發市場。購回后置于實驗室內，用曝氣48 h 的自來水清洗，去除蚌體表面附著物及泥沙等雜質，而后在實驗室條件下（水溫（14.65±0.31）℃，溶解氧（9.75±0.26）mg/L，pH 值8.34±0.12）飼養28 d。前14 d 不喂食，后14 d 投喂小球藻（每只每天喂食3.5×104個）。

1.2 主要試劑

氯化鎘水合物（CdCl2·2.5H2O）（分析純），上海阿拉丁生化科技股份有限公司；30%過氧化氫（H2O2）（分析純），天津市天力化學試劑有限公司。SOD、CAT、GPx、GST、GSH、MDA 和T-AOC 測試盒均購于南京建成生物工程研究所。

1.3 試驗方法

1.3.1 試驗設計 根據96 h Cd2+的LC50（134.9 mg/L）[15]設置Cd2+質量濃度為2.698 mg/L，進行Cd2+暴露，試驗設4 個平行。選取大小相近的背角無齒蚌（20 只）置于聚丙烯塑料飼養箱（72 cm×52 cm×44 cm）內，染毒液體積為20 L。每2 d 換水一次，每天喂食一次。試驗過程中未發現死亡個體。

1.3.2 樣品制備 在Cd2+暴露0（CK），7，14，21，28 d，隨機選取4 只蚌，解剖取鰓和消化腺，用濾紙吸凈組織表面水分，迅速稱質量后用液氮速凍，保存于低溫冰箱（-80 ℃）備用。以預冷的PBS 緩沖液在冰上制備20%的組織勻漿液，2 800 r/min 4 ℃離心10 min，取上清，用于各生物標志物的測定。

1.3.3 測定方法 SOD、CAT、GPx、GST、GSH、MDA和T-AOC 的測定均按照試劑盒說明書進行操作。試驗中吸光度的測定均通過多功能酶標儀（SpectraMax M5，美國MD 公司）進行檢測。

1.4 數據處理

以Excel 2010 和SPSS 20.0 軟件對試驗數據進行處理與分析，對各組間數據進行單因素方差分析并應用Tukey HSD 方法比較顯著性差異（P＜0.05）。試驗結果用“平均值±標準差”表示，以GraphPad Prism 6 進行柱狀圖的繪制。

2 結果與分析

2.1 鎘對背角無齒蚌脂質過氧化產物MDA 的影響

背角無齒蚌經Cd2+暴露后，鰓MDA 含量隨暴露時間的延長而逐漸升高，除在7 d 與對照組間無顯著差異外，其余各組均顯著高于對照組（P＜0.05）。消化腺MDA 含量雖有升高的趨勢，但與對照組比較均無顯著差異（圖1）。

2.2 鎘對背角無齒蚌抗氧化酶SOD、CAT、GPx和GST 活性的影響

背角無齒蚌經Cd2+暴露后，鰓SOD 活性與對照組相比均顯著降低（P＜0.05），且隨暴露時間的延長表現出先降低后升高的趨勢，并在21 d 達到最低值，為對照組的71%。消化腺SOD 活性在Cd2+暴露14，28 d 顯著高于對照組（P＜0.05），分別是對照組的1.3 倍和1.2 倍（圖2）。

背角無齒蚌鰓和消化腺CAT 活性的變化如圖3 所示。經Cd2+暴露后，鰓CAT 活性與對照組相比均顯著降低（P＜0.05）。消化腺CAT 活性除7 d 外，均顯著高于對照組（P＜0.05），且隨著暴露時間的延長表現出先升高后降低的趨勢，在21 d 達到最高值，是對照組的1.7 倍。

背角無齒蚌鰓GPx 活性在Cd2+暴露14 d 顯著 低于對照組（P＜0.05）；消化腺GPx 活性除在14 d與對照組間無顯著差異外，其余暴露時間均顯著高于對照組（P＜0.05）。鰓和消化腺GPx 活性變化隨Cd2+暴露時間的延長均表現出先降低后升高的趨勢，都在14 d 達到最低值（圖4）。

Cd2+暴露后，背角無齒蚌鰓GST 活性表現出先升高后降低的趨勢，除在28 d 與對照組相比無顯著差異外，其余暴露時間均顯著高于對照組（P＜0.05）。消化腺GST 活性表現出先降低后升高的趨勢，在7，28 d 均顯著高于對照組（P＜0.05）（圖5）。

2.3 鎘對背角無齒蚌抗氧化劑GSH 含量的影響

Cd2+暴露后，背角無齒蚌鰓和消化腺GSH 含量高于對照組。鰓GSH 含量在14，21 d 顯著高于對照組，且在21 d 達到最高值，是對照組的1.8 倍。消化腺GSH 含量除在28 d 與對照組間無顯著差異外，其余暴露時間均顯著高于對照組（P＜0.05），并在14 d 達到最高值，是對照組的1.7 倍（圖6）。

2.4 鎘對背角無齒蚌T-AOC 水平的影響

背角無齒蚌鰓T-AOC 水平隨Cd2+暴露時間的延長而逐漸升高，并在28 d 達到最高值且顯著高于對照組（P＜0.05）。消化腺T-AOC 水平則表現出先升高后降低的趨勢，在21 d 達到最高值且顯著高于對照組（P＜0.05）（圖7）。

3 討論

在正常條件下，機體內ROS 的生成和清除是動態平衡的[1，5]。當重金屬等外界環境脅迫因素作用時，機體產生大量的ROS，過量ROS 的積累破壞了這種平衡狀態[5]，導致蛋白氧化、脂質過氧化和DNA損傷[17]。MDA 是脂質過氧化的重要產物，可以反映生物體受ROS 攻擊的程度[20]，是脂質過氧化和氧化應激的重要生物標志物[21]。許多研究發現，雙殼類動物經Cd2+暴露后，機體內MDA 的含量升高[8，18，22]。但也有文獻報道，經Cd2+暴露后，淡水雙殼類Pyganodon grandis 消化腺[23]和太平洋牡蠣（Crassostrea gigas）鰓[24]MDA 含量無顯著變化。本研究中，背角無齒蚌經Cd2+暴露后，鰓MDA 含量在14，28 d 顯著高于對照組，而消化腺MDA 含量卻與對照組無顯著差異。表明鰓受到的氧化損傷更大，或消化腺應對Cd2+暴露的抗氧化能力更強[8]。

生物體的抗氧化系統（包括抗氧化酶和非酶抗氧化劑）可以清除多余的ROS[7]，以保護生物體免受氧化損傷[5]。SOD 和CAT 是對抗氧化應激的第一道防線[1]。SOD 廣泛存在于有機體中，可將超氧陰離子（O2-·）轉化為過氧化氫（H2O2）[7]，隨后被CAT 和（或）GPx 分解[5，8]。研究發現，SOD、CAT 和GPx 在抗氧化防御上具有一定的協同性[17，25]。本研究也發現，鰓和消化腺的SOD、CAT 和GPx 活性呈現一致性的結果，這3 種抗氧化酶活性在鰓中均表現出不同程度的抑制，而在消化腺中則表現出不同程度的誘導。有文獻報道，背角無齒蚌經Cd2+暴露24～96 h，鰓SOD 和CAT 活性被誘導，GPx 活性無顯著變化[15]；葡萄牙牡蠣（Crassostrea angulata）經Cd2+暴露28 d，鰓SOD、CAT 和GPx 活性被抑制[26]。本研究中，背角無齒蚌鰓SOD、CAT 和GPx 活性均被抑制，表明經過較長時間的Cd2+暴露后，鰓可能聚集了大量的ROS，使得SOD 過度消耗[17]。也有可能是Cd2+改變了SOD 的空間構象，造成SOD 活性的降低[14]。除此之外，Cd2+也會對SOD 基因表達造成影響，從而使其酶活性降低[14]。而SOD 活性的降低也使其歧化反應產物H2O2減少，導致CAT 和GPx 沒有被激活。Cd2+可結合GPx 前體，使GPx 的合成受到抑制[27]，也可結合GPx 的活性部位（Se-Cys），使GPx 失活[28]。據文獻報道，葡萄牙牡蠣經Cd2+暴露28 d，消化腺SOD活性無顯著變化、CAT 活性被抑制、GPx 活性被誘導[26]；背角無齒蚌經Cd2+暴露72 h，消化腺SOD 和CAT 活性被誘導[14]；文蛤（Meretrix meretrix）經Cd2+暴露5 d，消化腺SOD 和CAT 活性被誘導，GPx 活性被抑制[22]。本研究中，背角無齒蚌消化腺SOD、CAT 和GPx 活性被誘導，表明Cd2+暴露后，當大量的Cd2+被轉運至消化腺并誘導其產生了大量O2-·，促使機體啟動抗氧化系統，誘導SOD 活性升高，以保護機體免受損傷[14]。同時，機體內H2O2也由于SOD活性的升高而增多[29]，促使機體內CAT 和GPx 活性升高，從而清除過量的H2O2[30]。Cd2+暴露28 d，CAT活性稍有降低，但仍顯著高于對照組，同時GPx 活性繼續升高，這也充分說明二者共同清除H2O2，起到保護機體的作用[7]。

GST 是一種Ⅱ相解毒酶[17]，也是一種重要的抗氧化酶[19]，可催化Cd2+與GSH 的巰基（-SH）偶聯，形成復合物GS-Cd 進行解毒[7]。GSH 是一種三肽，是維持水生生物氧化還原平衡的主要抗氧化劑[7]，可以直接清除ROS[8]，同時也是GST 和GPx 催化解毒反應的共同底物[17]。有研究報道，背角無齒蚌經Cd2+暴露96 h，鰓GST 活性表現為抑制—誘導，GSH 含量顯著低于對照組[19]。本研究中，鰓GST 活性均表現為誘導，但GSH 含量顯著高于對照組。隨Cd2+暴露時間的延長，鰓SOD、CAT 和GPx 活性均表現為抑制—恢復，而GST 和GSH 則表現為誘導—恢復。同時，鰓GST 與GPx 活性在Cd2+暴露14～28 d呈明顯的負相關。說明一方面在SOD、CAT 和GPx活性受到抑制時，GST 和GSH 代償性的發揮了抗氧化作用[25]；另一方面，GST 與GPx 也在爭奪共同的反應底物GSH[17]。鰓GSH 含量和GST 活性隨暴露時間延長的變化趨勢均是升高—降低，這可能說明鰓GSH 主要用作GST 反應底物，而不是用來清除ROS。另外有研究發現，背角無齒蚌經Cd2+暴露96 h，消化腺GST 活性被誘導[19]，菲律賓蛤仔（Ruditapes philippinarum）經Cd2+暴露48 h，消化腺GST活性被抑制[31]；背角無齒蚌經Cd2+暴露96 h[19]，文蛤經Cd2+暴露5 d，消化腺GSH 含量顯著低于對照組[22]。本研究中，消化腺SOD、CAT、GPx 和GST活性均表現為誘導，GSH 含量也顯著高于對照組，GST 與GPx 活性呈正相關。這表示消化腺中這些抗氧化酶（劑）被共同調動抵抗Cd2+暴露帶來的氧化損傷。隨Cd2+暴露時間的延長，消化腺GST 活性變化趨勢為誘導—恢復—誘導，GSH 含量的變化趨勢是升高—降低。這可能表明，消化腺GSH 除了給GST 和GPx 作為反應底物，同時也直接參與ROS清除。消化腺是雙殼類動物的重要解毒器官，Cd2+可從體內其他器官轉運至消化腺[32]，產生較多的ROS導致GSH 大量消耗[8]。

T-AOC 是反映機體內抗氧化酶和抗氧化劑共同的抗氧化能力，也是監測水體重金屬污染的重要生物標志物[16]。背角無齒蚌經Cd2+暴露24～96 h，鰓T-AOC 表現為持續升高，消化腺先升后降[33]，這和本研究中T-AOC 的變化趨勢一致。鰓T-AOC 的不斷增強，表示其正積極對抗Cd2+暴露帶來的氧化損傷。Cd2+暴露28 d，鰓SOD 等抗氧化酶活性和GSH 含量與對照組相比無顯著升高，表明鰓可能也通過過氧化物酶（POD）、金屬硫蛋白（MT）等其他抗氧化酶（劑）抵抗Cd2+作用。SOD 等抗氧化酶在Cd2+暴露28 d 仍保持較高的活性，這可能說明消化腺其他抗氧化酶（劑）受到明顯的抑制。而消化腺T-AOC 在28 d 的降低，可能預示著隨著Cd2+暴露時間的延長，消化腺氧化損傷的程度將加重。

背角無齒蚌經Cd2+暴露后，鰓和消化腺抗氧化指標的不同表現主要是由組織特異性所導致的[1]。雙殼類軟體動物具有多片鰓，與水直接接觸，可以反映短期內鎘污染狀況[34]。而消化腺與哺乳動物的肝臟類似，具有解毒的重要生理功能，是中長期Cd2+暴露的靶器官[41]。同時，在應對Cd2+暴露，消化腺比鰓的能力更強[8，17]。本研究中關于MDA 的試驗結果也證明消化腺受到的氧化損傷更小。

4 結論

本研究結果表明，背角無齒蚌經Cd2+暴露后，鰓和消化腺共同應對Cd2+暴露帶來的氧化損傷。其中，鰓SOD、CAT 和GPx 活性受到抑制，GST 和GSH 代償性的發揮抗氧化作用；消化腺SOD、CAT、GPx、GST 和GSH 均受到誘導。消化腺比鰓的抗氧化能力更強，受到的氧化損傷也更小。另外，對比各生物標志物與對照組的差異，鰓SOD 和CAT 的敏感性和指示性最強，消化腺CAT 在Cd2+暴露中后期、GSH 在Cd2+暴露中前期的指示性較好，可用作指示水體Cd2+污染的生物標志物。