傳染性鮭魚貧血癥研究進展

張麗文 丁鈺潔 張秀梅 徐惠章 魏進 陳坤

摘要：通過對傳染性鮭魚貧血癥研究進展進行綜述，介紹了傳染性鮭魚貧血癥病理學、傳播途徑、流行情況、檢測方法等，并提出在實際中應采取的預防措施，為傳染性鮭魚貧血癥的進一步研究提供參考。

關鍵詞：傳染性鮭魚貧血癥病毒;傳染性鮭魚貧血癥;檢測方法;預防措施

中圖分類號：S94 ? ? ?文獻標識碼：A

傳染性鮭魚貧血癥（Infectious Salmon Anaemia，ISA），是一種由傳染性鮭魚貧血癥病毒（Infectious Salmon Anaemia Virus，ISAV）感染大西洋鮭魚等魚類并可能引起其死亡的病毒性傳染病。該疾病于1984年在挪威首次被發現，隨后在1996年加拿大的新布朗斯威克省、1998年蘇格蘭、2000年法羅群島、2001年智利等地相繼爆發。該病淘汰了數百萬條鮭魚，并給養殖戶造成了極大的損失。

1 ?傳染性鮭魚貧血癥

1.1 ?病理學

ISAV作為該病的病原，是正粘病毒科（Orthomyxoviridae）傳染性鮭魚貧血病毒屬的成員。該病毒直徑100～130 nm，由8條負鏈RNA片段組成，編碼10種功能蛋白，其中編碼血凝素酯酶（Hemaglutinin esterasc，HE）的基因節段6和編碼神經氨酸酶（Neuraminidase，NA）的基因節段8常用于不同ISAV毒株的分類[1]。根據ISAV基因節段6高度多態性區域（Highly polymorphic region，HPR）的缺失情況，可將ISAV分為HPR缺失型和HPR非缺失型兩類。根據地域位置分布，ISAV主要可分為歐洲型（基因型Ⅰ）和北美型（基因型Ⅱ）。

1.2 ?傳播途徑

ISAV傳播途徑有多種，一是可以通過魚與魚之間血液、尿液、排泄物和體液等的密切接觸傳播。通過在鮭魚體內接種該病毒研究發現，血液和組織中存在ISAV病毒，被感染的魚的殘留組織具有傳染性，ISAV可以在鮭魚繁殖（5℃～15℃）的寒冷溫度下更好地復制，在15℃下放置10天或在4℃下放置14天仍保持感染性;當溫度高于25℃時，不會復制。二是可以通過間接的方式進行傳播，比如養殖環境、中間媒介、加工過程等。如果鮭魚接觸到存在ISAV病毒的水域，那么通過被感染的魚會將該病毒攜帶到新的水域。同時可以通過一些中間媒介傳播，比如海虱等，這些寄生蟲可以增加魚類的易感性。在網箱中養殖的鮭魚，并非與其他野生物種完全隔離，可以與其他小到穿網的動物接觸，野生魚可以充當中間媒介傳播該病毒。在高密度的養殖區域，對鮭魚進行屠宰加工，如果不對宰割設備和養殖網箱進行全面徹底的清潔消毒，攜帶的ISAV病毒可以感染這些區域，并將病毒傳播到另一個新的區域，最終造成該疾病的爆發。

2 ?傳染性鮭魚貧血癥流行情況與檢測方法

2.1 ?流行情況

傳染性鮭魚貧血癥可能在一年四季隨時發生，初夏和秋季是死亡率的高峰季節。主要在海水魚或接觸到海水的魚中發現。疾病通常開始于一或兩個網塘，爆發開始時，可能只有幾條魚受到影響，最初的每日死亡率通常為0.5%～1%。如果病毒的傳播不受控制，死亡率會逐漸增加或者突然增加，累計死亡率從可忽略不計到中等或嚴重，高毒力的毒株可以在幾個月內殺死90%的魚類。多種魚類對該病易感，包括大西洋鮭魚、銀大馬哈魚、褐鱒、虹鱒等。

2.2 ?檢測方法

首先通過臨床癥狀做初步診斷，然后通過細胞分離、免疫學與分子生物學等實驗手段進一步檢查，以判斷魚類是否感染傳染性鮭魚貧血癥。

2.2.1 ?臨床癥狀

該病發病初期出現致死性全身臨床癥狀，貧血、腹水、肝脾腫大變黑，腹膜上出現瘀斑，眼前方可見出血。

2.2.2 ?實驗檢測方法

目前ISAV的主要檢測方法是病毒細胞分離并鑒定、間接免疫熒光檢測（Indirect immunoinfluore-scene assay， IFA）、RT-PCR技術等。ISAV能夠從SHK-1（大西洋鮭頭腎）或ASK（大西洋鮭頭腎白細胞）細胞系或其他易感系分離出來，但細胞分離鑒定費時費力，分離率低，有時實驗結果并不準確，難以滿足緊急情況下應急反應的要求。RT-PCR、Real-time RT-PCR是目前實驗室應用的主要檢測方法。杜雄偉[2]等建立了實時熒光RT-PCR探針檢測方法，針對ISAV基因序列保守區域設計一對特異性引物和一條特異性探針，進行特異性、敏感性、重復性檢測，檢出ISAV最小拷貝數為13拷貝。該方法操作簡單，花費時間短。史秀杰[3]等建立ISAV實時熒光環介導等溫擴增檢測方法，根據ISAV的基因保守序列，利用環介導等溫擴增LAMP（Loop-mediated isothermal amplification）Designer軟件設計了6條引物，采用新型的環介導等溫擴增設備進行擴增和檢測，分析所建立方法的特異性和靈敏度。研究表明，最適反應溫度為64℃，反應10min可觀察到明顯的擴增。該檢測方法比常規RT-PCR靈敏度高100倍，適用于無癥狀的ISA監測或者對可疑魚組織的檢測。同時實驗能對整個擴增過程進行實時監測，可防止由于開蓋跑電泳或加染料而導致的污染。徐淑菲[4]等建立SYBR-Green I實時熒光PCR方法，根據ISAV Y10404的序列合成部分基因片段，將其插入到T載體中，構建陽性質控品，并設計合成一對特異性引物，利用陽性質控品構建該檢測方法，進行特異性和敏感性分析，該方法能夠特異地檢測出ISAV，靈敏度比傳統RT-PCR高1000倍，且簡單、快速。

3 ?傳染性鮭魚貧血癥預防措施

3.1 ?控制

良好的管理和生物安全措施可以減少感染該病的風險。控制船舶、魚類、物資和人員的流動，隨時清潔船只、設備和工具。定期從網箱中清除死魚，加強水質管理，每天排污、換水，正確處理廢物、污水。鮭魚養殖場應保持一定距離，禁止從發病區運出魚和卵，一旦發病，將全場魚銷毀。

3.2 ?消毒

鮭魚養殖常用工具消毒十分重要，病魚用過的工具（如網箱等）不經過消毒而使用就會把病毒帶入新的魚池，造成病毒的再次傳播。可用多種消毒劑將ISAV滅活，例如次氯酸鈉，氯胺T，二氧化氯，碘伏，氫氧化鈉，甲酸，甲醛和過氧一硫酸鉀（Virkon?S）（2%的 溶液/10分鐘），然后用水沖洗。同時需要對魚池進行消毒，用一定濃度的生石灰或者漂白粉對魚池進行消毒，以殺死病菌和有害微生物[5]。

4 ? 結語

傳染性鮭魚貧血癥病毒是一種傳播較慢的弱性病毒，該病毒多方面與流感病毒類似。近年來，我國從國外進口的冰凍魚類種類越來越多，ISAV病毒可存在于鮭魚的鰓、貨物包裝材料、被接觸的冰等中，成為該病毒傳入我國的潛在危險因素。本文通過對傳染性鮭魚貧血癥的病因學、傳播途徑、流行情況、檢測方法等研究進展的綜述，讓大眾對該疾病有更深入的了解和掌握預防措施，并為進一步的研究提供參考。

參考文獻

[1]Tello M， Vergara F， Spencer E. Genomic adaptation of the ISA virus to Salmo salar codon usage [J]. Viral J. 2013，10：223.

[2]杜雄偉，李葉，龐艷華. ISAV實時熒光RT-PCR檢測方法的建立.食品與發酵工業，2013，39（6）：205-207.

[3]史秀杰，于力，王津津，等.傳染性鮭魚貧血癥病毒實時熒光環介導等溫擴增檢測方法的建立.[J].漁業科學進展. 2014，4：51-58.

[4]徐淑菲，孔繁德，高隆英，等. SYBR-Green I實時熒光PCR 檢測傳染性鯉魚貧血病[J].檢驗檢疫科學，2007，117 （5） 27-30.

[5]田潔莉，楊成輝.幾種鮭鱒魚類養殖過程中的病害綜合防治.[J]黑龍江水產. 2004，1：30-32.