通過型固相萃取－高效液相色譜－串聯質譜法同時測定水產品中的5種硝基咪唑和地西泮

何連軍 王鼎南 張宜明 汪思佳

(1杭州職業技術學院，浙江杭州 310018；2浙江農林大學，農業與食品科學學院，浙江杭州 311300；3浙江省水產技術推廣總站，浙江杭州 310023)

硝基咪唑類是一類具有5－硝基咪唑環結構的藥物，具有較強的抗厭氧菌和抗原蟲作用，曾被用于畜牧、水產品中厭氧菌和寄生蟲的防治[1－2]，現已發現其對人體具有致突變和致癌危害[3－4]。地西泮又稱安定，是一種鎮靜催眠藥物[5]，常用于人和動物的鎮靜和催眠治療[6]，一些不法分子為便于水產品的捕撈和運輸[7]，擅自在水體中添加地西泮等鎮靜劑，造成水產品中地西泮的殘留，最終通過食物鏈危害人體健康[8－9]。根據我國農業農村部頒布的相關公告，甲硝唑、洛硝達唑、地美硝唑和地西泮在動物源性食品中均不得檢出[10－12]，而羥基甲硝唑和羥甲基甲硝咪唑作為硝基咪唑原藥的代謝物，在動物源性食品中同樣不得檢出[13]。

目前，我國針對硝基咪唑和地西泮的檢測標準主要有GB/T 21318－2007[14]和SN/T 3235－2012[15]。其中GB/T 21318－2007 中采用了凝膠色譜、C18 固相萃取凈化，整個提取凈化過程極繁瑣，效率低，不適合高通量檢測的開展。同時因使用外標法定量，對檢測人員的操作要求較高，精確定量難以得到保證。而SN/T 3235－2012 采用了QuEChERS 方法，一定程度上簡化了提取凈化過程，且該方法能同時測定甲硝唑、地美硝唑、洛硝達唑、羥甲基甲硝咪唑和地西泮，但該方法的缺點在于使用乙腈提取時會帶出大量極性物質，而N－丙基乙二胺(primary secondary amine sorbent，PSA)和C18 這2 種吸附劑不能很好地消除極性物質的干擾，僅能凈化色素、脂類等弱極性干擾物，因此只適合基質成分較單一的魚類(基質干擾主要為脂類、蛋白)，對于極性較強的羥基甲硝唑，因凈化不足，無法滿足精確定量的要求，故無法同時測定。我國水產品品種繁多，涵蓋了貝類、爬行類、魚類、甲殼類等多種生物，生物體組成成分差異較大，導致樣品基質不同，可引起基質干擾的物質包括脂類、色素、糖類、可溶性蛋白或多肽、胺類、無機鹽等。因此，開發一種適用于多種樣品基質，基于液相色譜－ 串聯質譜(liquid chromatography tandem mass spectrometry，HPLC-MS/MS)檢測水產品中多獸藥殘留的方法非常必要。

為消除樣品基質的干擾，進一步增強HPLC－MS/MS 法高靈敏度的優勢，國內外學者在此基礎上開發了多種前處理方法來分析和測定硝基咪唑和鎮靜劑類藥物，如固相萃取法[16－19]、QuEChERS 法[20－21]、分散固相萃取法[22]、液液微萃取法[23]以及通過型固相萃取法[24－25]等。其中，C18 固相萃取小柱應用較廣泛，但其缺點在于對極性較強的化合物保留性較差，易造成損失；MCX 復合陽離子交換柱則是利用離子交換作用來捕獲目標物，需通過調節pH 值來改變目標物在小柱上的保留能力，由于不同類的化合物化學性質千差萬別，因此較難應用于多類化合物的同時提取和凈化。此外還有HLB、PEP2、RP 等以高聚物為填料的小柱，其主要機理為反相和疏水作用。以上固相萃取小柱均需要通過吸附和解吸附的過程達到提取凈化的目的，操作步驟繁瑣。而采用PSA 作為吸附材料的QuEChERS 方法雖然操作簡便，但由于PSA 主要吸附基質中的有機酸、色素和糖類雜質，對富含蛋白、磷脂類的動物源性食品凈化能力有限。近年來，美國Agilent 公司開發了一款通過型固相萃取小柱Captiva EMR-Lipid(EMR)，其原理是通過空間位阻和疏水作用，阻止脂類物質通過，實現高選擇性的脂質去除，同時能夠兼顧親水性和疏水性化合物的回收率。本研究在EMR 小柱的基礎上，對色譜條件、提取條件、凈化條件等進行優化，旨在建立一種高通量、適用于多種水產品基質，并能同時檢測水產品中5 種硝基咪唑和地西泮的檢測方法，以期在水產品大規模篩查檢測中得到較好地應用。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

試驗中所采用的樣品基質，品種包括草魚(Ctenopharyngodon idella)、大黃魚(Larimichthys crocea)、中華鱉(Trionyx sinensis)、南美白對蝦(Penaeus vanname)和貽貝(Mytilus edulis)。其中草魚、中華鱉、南美白對蝦采自杭州某水產養殖場，大黃魚購自杭州某大型超市，貽貝采自溫州南麂島某養殖戶。

5 種硝基咪唑類藥物混標[包括地美硝唑(dimetridazole，DMZ)、羥甲基甲硝咪唑(dimetridazole-2-hydroxy，HMMNI )、羥基甲硝唑 ( hydroxymetronidazole，MNZOH)、甲硝唑( metronidazole，MNZ)、洛硝噠唑( ronidazole，RNZ)]、地西泮(diazepam，DZP)標準溶液、甲硝唑-D4(metronidazole-D4，MNZ-D4)標準溶液、洛硝噠唑-D3(ronidazole-D3，RNZ-D3)標準溶液、地美硝唑-D3(dimetridazole-D3，DMZ-D3) 標準溶液、羥甲基甲硝咪唑-D3(dimetridazole-2-hydroxy-D3，HMMNI-D3)標準溶液、羥基甲硝唑-D4(hydroxy metronidazole-D4，MNZOHD4)標準溶液、地西泮-D5(diazepam-D5，DZP-D5)標準溶液，濃度均為100 μg·mL－1，購自天津阿爾塔科技有限公司。將5 種硝基咪唑類藥物混標、甲醇中地西泮標準溶液配置成100.0 ng·mL－1的混合內標工作液。將MNZ-D4 標準溶液、RNZ-D3 標準溶液、DMZ-D3 標準溶液、HMMNI-D3 標準溶液、MNZOH-D4 標準溶液、DZP-D5 標準溶液配制成500.0 ng·mL－1的混合內標工作液，所有標準工作液均－20℃儲存備用。

乙腈、甲醇、乙酸乙酯(色譜純)，美國Thermo Fisher 公司；無水磷酸氫二鉀、無水碳酸鈉(分析純)，上海麥克林生化試劑有限公司；甲酸(色譜純)，上海麥克林生化試劑有限公司；無水硫酸鈉(5.0 g 離心管裝，灼燒處理)，北京迪馬科技有限公司。

1.2 主要儀器與設備

UltiMate3000 液相色譜儀，美國Thermo Fisher 公司；API4000 Qtrap 三重四級桿質譜儀，美國SCIEX 公司；Multi Reax 全能型振蕩器，德國Heidolph 公司；Allegra X－15 高速冷凍離心機，美國BECKMAN 公司；N-EVAP112 水浴式氮吹濃縮儀，美國Organomation 公司；innoLab 10P 手持式pH 計，英國PRIMA 公司；Captiva EMR-Lipid 固相萃取柱(600 mg·6.0mL－1)，美國Agilent 公司； PRiME HLB 固相萃取柱(200 mg·6.0 mL－1)，美國Waters 公司。

1.3 樣品制備

魚類、中華鱉樣品取肌肉組織，蝦類樣品去頭去尾去殼后取肌肉組織，貽貝樣品洗凈開殼后取出貝肉，所有樣品均放入攪拌機中制為勻漿狀，置于－20℃冷凍備用。

1.4 樣品前處理

對前處理條件進行優化，主要考察提取溶劑、提取環境的pH 值對目標化合物提取效率的影響；比較過柱時有機溶劑的比例對目標化合物損失的影響； 考察EMR 小柱用于樣品凈化時，不同樣品間的基質效應；考察2 種通過型固相萃取小柱(EMR 小柱和PRiME HLB 小柱)凈化效果的差異。

優化后樣品前處理過程如下:準確稱取均質樣品5.0 g 于50 mL 離心管中，加入100 μL 混合內標工作液，再加入1.0 mL 1.0 mol·L－1磷酸氫二鉀和5.0 mL 10%碳酸鈉，置于振蕩器中充分振蕩。加入20 mL 乙酸乙酯，振蕩提取5 min。加入5.0 g 無水硫酸鈉，消除乳化。樣品于4℃、3 750 r·min－1離心6 min。離心后取上層乙酸乙酯8 mL 于10 mL 離心管，氮吹吹干。使用5 mL 80%乙腈/水溶液復溶，過EMR 小柱，再用1.25 mL 80%乙腈/水潤洗小柱，收集濾液氮吹吹干，用0.5 mL 10%乙腈/水溶液復溶，過0.2 μm 親水型PTFE 濾膜后備用。

1.5 LC-MS/MS 條件

1.5.1 色譜條件 考察目標化合物在兩種C18 色譜柱上的色譜行為，同時比較不同溶劑作為流動相時對色譜行為的影響。其余液相條件統一為:柱溫40℃；流速0.3 mL·min－1；進樣量10 μL。梯度洗脫程序:0～1 min，5% B；1～8 min，95% B；8～10 min，95% B；10～13 min，5% B。

1.5.2 質譜條件 離子源模式為ESI＋，離子源溫度550℃，電噴霧電壓5 500 Ⅴ，霧化氣(GS1)壓力345 kPa，輔助氣(GS2)壓力345 kPa，氣簾氣(CUR)壓力172 kPa，掃描方式為多反應監測(multiple reaction monitoring，MRM)模式，具體質譜參數見表1。

1.6 方法學驗證

采用同位素內標稀釋法，對目標化合物進行檢測分析。建立6 個濃度水平的系列梯度工作溶液，濃度分別為2、5、10、20、50、100 ng·mL－1，以此考察方法的線性、相關系數。通過信噪比計算確定方法的檢出限(limit of detection，S/N ＝3) 和定量限(limit of quantitation，S/N＝10)。

1.7 精密度和準確度驗證

按照試驗方法，在空白的草魚、中華鱉、南美白對蝦、大黃魚和貽貝樣品中，做2、4 和10 μg·kg－13 個添加水平的加標回收試驗，每個添加水平做6 次平行測定，計算其回收率和相對標準偏差。

1.8 與國標方法進行對比

比較本試驗方法與國家標準在消耗時間、可操作性以及結果準確性方面的優劣。

2 結果與分析

2.1 色譜條件的優化

良好的分離度和靈敏度是多藥物同時分析的關鍵。在C18 分析柱基礎上，對液相條件進行了優化。首先，在流動相的水相中加入0.1%的甲酸，能提升各化合物在ESI＋模式下的靈敏度。其次，在0.1%甲酸水溶液中加入2 mmol·L－1甲酸銨可降低基線噪音，但MNZOH 和HMMNI 的靈敏度大幅下降，與唐志理等[24]的研究結果一致，這可能是甲酸銨抑制了這2 種化合物的離子化，因此水相選用0.1%甲酸水溶液。

隨后，分別考察了在2 種有機相(甲醇、乙腈)體系下，以及2 種不同C18 分析柱(Agilent Eclipse Plus C18、Phenomenex Kinetex C18)條件下，各目標化合物的色譜行為，詳見圖1、2、3、4。

圖1 甲醇作為流動相，Eclipse Plus C18 為分析柱的色譜圖Fig.1 The chromatogram with the condition of methanol and Eclipse Plus C18

圖2 甲醇作為流動相，Kinetex C18 為分析柱的色譜圖Fig.2 The chromatogram with the condition of methanol and Kinetex C18

圖3 乙腈作為流動相，Eclipse Plus C18 為分析柱的色譜圖Fig.3 The chromatogram with the condition of acetonitrile and Eclipse Plus C18

圖4 乙腈作為流動相，Kinetex C18 為分析柱的色譜圖Fig.4 The chromatogram with the condition of acetonitrile and Kinetex C18

結果表明，在相同流動相條件下，各化合物在Eclipse Plus C18 上的保留時間較遲，具有較強的保留能力。在相同分析柱條件下，甲醇作為流動相時，各化合物的靈敏度明顯高于乙腈，峰形更尖銳對稱，這可能是由于甲醇相較乙腈能夠提供質子，改善了化合物的離子化效率。由于乙腈洗脫能力強于甲醇，化合物更易從色譜柱洗脫下來，MNZOH 和HMMNI 在色譜柱上保留能力較弱，若以乙腈作為流動相，容易造成極性干擾物與這2 種目標物共流出，從而引起基質干擾。因此，選用Eclipse Plus C18 作為分析柱，甲醇作為有機相。

2.2 前處理方法的優化

2.2.1 提取條件的考察與優化 由EMR 小柱凈化機理可知，其對基質中的小分子干擾物、鹽、可溶性蛋白等物質的凈化具有一定的局限性。且EMR 小柱為通過型凈化小柱，不存在富集、凈化、洗脫過程，因此在選擇提取劑時，需盡量避免干擾物溶解于提取劑，同時盡可能保持過柱時的通暢性。當使用甲醇或乙腈提取時，極性干擾物、無機鹽、可溶性蛋白等可直接或通過基質中的水分間接溶于其中，因此選擇與水不互溶的乙酸乙酯作為提取劑。由于乙酸乙酯不能直接通過EMR 小柱，故采取溶劑替換的方法，彌補EMR 小柱凈化能力的不足。

由于大部分硝基咪唑類為兩性化合物[17，24]，地西泮為堿性化合物[9]，因此在堿性環境中，目標化合物能夠呈分子態而易于被有機溶劑萃取。首先，試驗嘗試將提取用的有機溶劑堿化，即使用3%氨化乙酸乙酯直接提取，但該方法的提取液經氮吹吹干和80%乙腈/水復溶后，樣液中存在較多的不可溶性油脂狀顆粒物，在上柱時導致EMR 小柱堵塞，樣液無法靠重力自然下滴，因此該方法被舍棄。其次，在樣品中添加pH調節劑來提高提取環境的pH 值，作為對比，試驗也比較了弱酸性和中性的pH 值條件下，各化合物的提取效率。試驗是在無樣品基質干擾的條件下，在不同pH值條件下的水溶液中添加相同濃度標準品，再使用乙酸乙酯萃取，通過回收率的比較，來考察不同pH 值對目標化合物提取效率的影響。考察的pH 條件包括以下4 種:0.1%甲酸水溶液，pH 值3.0；純水，pH 值7.0；混合緩沖液(1.0 mol·L－1磷酸氫二鉀∶10%碳酸鈉，v1∶v2＝1 ∶5)，pH 值10.3；10%碳酸鈉溶液，pH 值11.7。各目標化合物在不同pH 條件下的回收率見圖5。

圖5 不同pH 條件下目標化合物的回收率Fig.5 The recovery rates of target compounds under different pH conditions

結果表明，大部分目標化合物在弱堿性環境下提取率更高，但DMZ 在弱酸性條件下回收率最好，隨著堿性的增強，提取效率反而下降，這可能是因為DMZ有1 個硝基，堿性增強后DMZ 呈離子態[17]，不利于提取。在混合緩沖液(pH 值10.3)條件下，各目標化合物的回收率較為均衡，因此選用混合緩沖液作為樣品pH 環境的調節劑。經過pH 計測試，在5 種不同種類的樣品基質中添加6.0 mL 混合緩沖液，各類樣品基質的pH 值非常接近，pH 值范圍為9.9～10.1，能夠保證提取方法在應對不同基質時擁有較一致的提取效率。此外，使用混合緩沖液調節pH 值再用乙酸乙酯萃取的方法，不會出現類似氨化乙酸乙酯提取時大量不溶性油脂狀顆粒物堵塞小柱的現象。因此以混合緩沖液調節pH 值后再用乙酸乙酯萃取的方法更合適。對于加入混合緩沖液造成的乳化現象，則通過加入5.0g 無水硫酸鈉來進行消除。

2.2.2 凈化條件的優化 EMR 小柱在上樣時，需要一定比例的水活化吸附劑，但過高或過低比例的水會影響化合物的回收率。故試驗中配置了不同濃度的乙腈/水溶液(70%、75%、80%、85%、90%)，并以此配置了相同濃度的標準溶液進行上柱試驗，過柱后步驟同1.4 節中方法，考察了不同乙腈濃度下上柱后各目標化合物的回收率，結果見圖6。

圖6 不同乙腈濃度下目標化合物的回收率Fig.6 The recovery rates of target compounds under different concentration of acetonitrile

結果表明，在80%乙腈/水條件下，各化合物回收率均保持在80%以上，較為均衡，故選用80%乙腈/水作為上柱前復溶用的溶劑。

2.3 基質效應評價

基質效應的干擾主要來源于樣品的前處理過程以及檢測時的離子化階段。如果在前處理時凈化不完全，則會對分析物的離子化效率造成干擾，造成分析物信號的增強或減弱，進而影響測定結果的準確性。因此，在試驗分析驗證過程中，對基質效應影響的評估是必不可少的。本試驗采取峰面積比值法來評價基質效應。具體操作如下，選取草魚、南美白對蝦、大黃魚、貽貝和中華鱉共5 種常見的水產品基質，采用1.4 節中的前處理方法，分別制備5 種基質的基質空白液，并用5 種基質空白液分別配制20 ng·mL－1基質空白加標液，通過質譜分析，與20 ng·mL－1的溶劑空白加標溶液進行峰面積的比對來考察基質效應。具體計算公式為:基質效應＝(基質空白液加標峰面積－溶劑空白加標峰面積)/溶劑空白加標峰面積×100%，負值表示基質減弱效應，正值表示基質增強效應[24]。由表2可知，該方法在應對草魚、大黃魚、南美白對蝦和中華鱉樣品時，均達到了較好的凈化效果，6 種目標物的基質減弱效應均不超過－30%。特別是針對高脂類樣品大黃魚，基質減弱效應最高不超過－21%，表明EMR 小柱對樣品起到了較好的除脂作用。但在應對貽貝基質時，凈化效果較差，尤其是地西泮，其基質減弱效應達－49%，由于貽貝制樣時連同內臟一起勻漿，故基質本身較為復雜，多糖、色素、蛋白、多肽等均包含其中，使最終的凈化效果弱于其他基質的凈化效果。盡管如此，所有樣品的絕對回收率大于50%。通過內標法補償，可以有效地校正樣品的絕對回收率，最終所有樣品相對回收率為88.9%～106.2%。

表2 目標化合物在不同基質中的基質效應Table 2 The matrix effects of target compounds in different samples

2.4 不同通過型凈化小柱的提取、凈化效果對比

試驗選用同為通過型固相萃取的PRiME HLB 小柱與EMR 小柱進行對比，同時比較乙酸乙酯萃取和乙腈萃取對提取效果的影響。試驗選用中華鱉作為基質，同時在樣品中添加相同濃度的標準品，按照不同前處理方法凈化樣品，通過比較化合物的峰面積來考察各凈化方法的效果，具體方法如下:

方法1:參照1.4 節前處理。

方法2:參照1.4 節前處理，將EMR 小柱替換成PRiME HLB 小柱。

方法3:參考唐志理等[24]、馬東杰等[25]的前處理方法，并結合1.4 節中pH 值調節方法，然后使用20 mL 乙腈作為提取劑。等提取完成后，加入5 g 無水硫酸鈉促進乙腈與水相分層，取8 mL 乙腈與2 mL 超純水混合均勻，過EMR 小柱凈化。

方法4:參照方法3，將EMR 小柱替換成PRiME HLB 小柱。

每種方法均做3 個相同濃度的加標平行(10 μg·kg－1)，通過計算目標化合物的峰面積，比較不同提取凈化方式對6 種目標化合物的影響，結果見圖7。

圖7 不同提取、凈化條件下6 種目標化合物的峰面積Fig.7 Peak areas of 6 target compounds under different extraction and purification conditions

對比發現2 種小柱的凈化效果存在差異。PRiME HLB 小柱對極性較強的甲硝唑、羥甲基甲硝咪唑、羥基甲硝唑具有較好的凈化效果，這3 種化合物在凈化時的損失要小于EMR 小柱或持平，但PRiME HLB 小柱對極性較弱的地美硝唑和地西泮并不友好，凈化后出現了較大的損失，這可能是因為地美硝唑和地西泮具有較強的疏水性，被保留在PRiME HLB 小柱上，未被完全洗脫下來。此外，乙酸乙酯作為提取劑時，各目標化合物的提取率顯著高于乙腈。因此，乙酸乙酯提取與EMR 小柱凈化組合方法的通用性明顯優于其他方法。

2.5 方法學驗證

2.5.1 方法的線性范圍、回歸方程、檢出限與定量限

6 種目標化合物在2～100 ng·mL－1范圍內線性良好，各目標物的線性方程、相關系數、檢出限及定量限如表3所示。

表3 各目標化合物的線性方程、相關系數及定量限Table 3 Linear equations，correlation coefficient and method quantification limit

2.5.2 精密度和準確度驗證 由表4可知，方法中5種硝基咪唑類藥物和地西泮的平均回收率為87.7%～110.0%，相對標準偏差為0.63%～11.17%，說明優化后方法具有良好的重現性和準確度。

2.6 與國標方法的對比

與GB/T 21318－2007 和SN/T 3235－2012 相比，本試驗方法簡化了前處理過程，用溶劑替換和通過型固相萃取凈化替代了操作繁瑣的凝膠色譜、C18 固相萃取和QuEChERS 方法，將試驗時間從1 天縮短至半天完成。在試驗結果方面，以草魚基質為例，GB/T 21318－2007 需要在草魚空白基質液校準的情況下，才能將5 種硝基咪唑的加標回收率控制在78.1%～ 86.9%之間；而SN/T 3235－2012 僅使用RNZ-D3 和DZP-D5 作為同位素內標校準，存在目標物與同位素內標提取效率不同步的問題，草魚基質中4 種硝基咪唑和地西泮的加標回收率在69.0%～118.6%之間。而本試驗方法能夠適用于多種水產品基質的凈化，通過一對一的同位素內標校準，檢測結果的準確性得到保證，6 種目標物在5 種水產品基質中的的平均回收率在87.7%～110.0%之間，優于上述國家標準，各目標化合物的定量限也明顯優于國家標準。同時還彌補了SN/T 3235－2012 中不能測定羥基甲硝唑的缺陷。

3 討論

本研究結果表明，乙酸乙酯提取與EMR 小柱凈化結合的預處理方法，在檢測水產品中5 種硝基咪唑和地西泮時具有較好的適用性。乙酸乙酯適合萃取中等極性或弱極性的物質，相較偏極性的乙腈，可以提高5種硝基咪唑和地西泮的提取效率。同時，乙酸乙酯也能將一些強極性的干擾物排除在外，而隨乙酸乙酯被一起提取的脂類等弱極性物質，在EMR 小柱的空間位阻和疏水作用下，可得到有效的凈化。此外，通過添加混合緩沖鹽，較溫和地改變了基質pH 環境，提高了提取效率，作為對比，氨化乙酸乙酯因堿性較強，易引起基質的水解，產生更多干擾物，對后續凈化不利。試驗方法還借鑒了QuEChERS 法中的鹽析過程，在基質中加入過量的無水硫酸鈉，使一些蛋白質變性沉淀，同時由于無水硫酸鈉的吸水作用，乙酸乙酯與水相獲得了更好的分層效果。從方法的定量限、準確度和精密度來看，本方法較MCX 小柱固相萃取法[26－27]，擁有更好的靈敏度和重現性，基質適用范圍也更廣。從基質效應來看，在相同基質下，本方法的凈化效果不亞于QuEChERS 法[28]和PRiME HLB 小柱固相萃取法[24]。作為對比，QuEChERS 法[29－31]的吸附劑對部分藥物有吸附，使其適用范圍受到一定的限制；PRiME HLB 小柱則在應對極性較弱的化合物時，回收率不佳。本研究方法也存在一定的不足，由于乙酸乙酯不能直接過EMR 小柱，需要進行溶劑替換，氮吹時可能會引起藥物的損失；在貽貝樣品中基質效應也較大。目前，在多組分獸藥同時分析時，單一的凈化手段已經無法滿足試驗需要，已有學者研發了QuEChERS 法和通過型固相萃取聯用的方法用于水產品的檢測[32]。盡管如此，本研究的方法在檢測水產品中的獸藥殘留方面，仍具有較好的應用前景。

4 結論

本研究基于通過型固相萃取－高效液相色譜－串聯質譜技術建立了快速測定水產品中5 種硝基咪唑類藥物和地西泮的檢測方法。相較國家標準，將硝基咪唑類和地西泮兩類化合物使用同一種方法提取、凈化和分析，縮短了分析時間，降低了人力成本。本試驗還驗證了該方法在多種水產品基質中檢測的可行性，6種目標化合物的平均回收率在87.7～110.0%之間，相對標準偏差均小于11.17%，本研究還證明了通過型萃取小柱能夠適應極性跨度較大的復雜基質中多種有害獸藥殘留檢測。因此該方法適用于大多數水產品中5 種硝基咪唑和地西泮的同時分析。