壇紫菜蛋白質提取工藝優化及其特性分析

徐海菊，馮尚坤，陳正冬，鮑若晗

（臺州科技職業學院，浙江臺州 318020）

隨著人類對優質蛋白質需求的不斷增長，海洋藻類作為新型蛋白質的來源越來越受到人們的廣泛關注。壇紫菜（Porphyra haitanensis），隸屬紅藻門（Rhodophyta）、紅藻綱（Rhodophyceae）、紅毛菜科（Bangiaceae）、法紫菜屬（Pyropia），是一種生長在沿海潮間帶中高潮區的巖礁或筏架上的大型藻類，是我國特有的經濟海藻之一，主要分布在浙江、福建和廣東等省[1-3]。

壇紫菜味道鮮美，含有大量人體所必需的蛋白質、多糖、氨基酸、礦物質和維生素，有著“營養寶庫”的美稱[4-6]。壇紫菜蛋白質含量達到31.33%～50.94%，脂肪含量0.34%～1.04%，具有低脂肪高蛋白的特點[7]。針對這一特點，對其蛋白質進行研究和綜合開發利用，可以提供人們對于高品質蛋白質的需求。但目前對于壇紫菜蛋白質的提取與特性研究較少，而且不同種類的紫菜蛋白在含量、組成與特性方面存在較大差異，因此開展壇紫菜蛋白的提取工藝和特性研究，對提高壇紫菜原料附加值具有十分重要的意義。

傳統提取方法如水溶液提取法、組織破碎法和反復凍融法，存在著產品耗時長、易變性、提取率低和能耗高等缺點。隨著提取技術的發展，新型提取方法如超聲波輔助提取法、微波輔助提取法和液氮研磨法被應用到蛋白質的提取過程中，具有設備簡單、安全環保、無化學殘留、耗時短、效率高等優勢。本研究以壇紫菜為原料，研究開發一種超聲波輔助提取壇紫菜蛋白質的方法，并對其蛋白質的理化性質及抗氧化特性進行研究，旨在為壇紫菜資源的開發利用提供一定的理論依據和技術支撐。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

壇紫菜 采自浙江省臺州市路橋海勝水產養殖場，水洗，除去泥沙等雜質，晾干備用；總蛋白定量測試盒（BCA法）、ABTS試劑盒、T-AOC測定試劑盒

南京建成生物工程研究所；Bradford蛋白濃度測定試劑盒 上海碧云天生物技術有限公司；DPPH 色譜純，上海麥克林生化科技有限公司；氯化鈣、磷酸氫二鈉、磷酸二氫鈉、硫酸銅、硫酸鉀、濃硫酸、硫酸銨等 均為分析純；金龍魚大豆油 超市購買。

DHG-9145A型電熱恒溫鼓風干燥箱 上海一恒科技有限公司；JY99-IIDN超聲波細胞破碎儀 上海滬析實業有限公司；Avanti J-26高速冷凍離心機

貝克曼庫特爾；SUNRISE吸光酶標儀 瑞士TECAN公司；GB204電子天平 瑞士METTLER公司；FOSS 2300全自動凱氏定氮儀 上海艾研生物科技有限公司；Delta320精密pH計 梅特勒-托利多儀器公司；751石英比色皿 宜興市偉鑫儀器有限公司；Alpha1-4冷凍干燥機 德國Christ；UV2550紫外可見分光光度計 日本SHIMADZU公司；T50均質機 德國IKA公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 超聲波法輔助提取蛋白的單因素實驗 壇紫菜蛋白提取工藝流程[8-10]：壇紫菜→50 ℃烘干至恒重→高速粉碎機粉碎→過120目篩→稱取藻粉→按料液比（w:v）加入溶劑→磁力攪拌器攪拌均勻→超聲輔助提取→4 ℃，10000 r/min離心15 min→取上清液→測定蛋白含量。

以上工藝流程中蛋白質提取率的計算公式如下：

式中，壇紫菜粉蛋白質含量測定采用凱氏定氮法，上清液中蛋白質含量測定采用BCA試劑盒測定。

單因素實驗根據前期預實驗及參考文獻[9-10]，考察了不同溶劑（蒸餾水、20 mmol/L pH7.0 PBS、20 mmol/L CaCl2）、超聲發生時間和間隔時間（2、3、4、5、6、7、8 s）、料液比（50:4、50:5、50:6、50:7、50:8、50:9、50:10 mg/:mL）、pH（3、4、5、6、7、8、9）、超聲功率（180、540、900、1260、1440、1620 W）和超聲全程時間（10、20、30、40、50、60 min）對壇紫菜蛋白提取率的影響。單因素實驗時，其他條件分別按固定為蒸餾水、超聲發生時間和超聲間隔時間為4 s、料液比50:5 mg/mL、pH7、超聲功率1260 W、超聲全程時間20 min。

1.2.2 壇紫菜粉蛋白質含量的測定 采用微量凱氏定氮法測定蛋白質含量，參照GB 5009.5-2016《食品中蛋白質的測定》[11]。

1.2.3 正交試驗設計 在單因素實驗結果的基礎上，以超聲全程時間（A）、pH（B）、超聲功率（C）確定正交試驗設計自變量及水平，以蛋白質提取率為考察指標，進行三因素三水平正交試驗，以確定超聲處理的最佳工藝條件。試驗因素水平見表1。

表1 正交試驗因素水平設計Table 1 Factor level charts of orthogonal test

1.2.4 壇紫菜蛋白制備過程中的光譜學特征 壇紫菜蛋白的制備工藝流程：超聲離心得到的蛋白溶液，裝入透析袋，放入飽和度為60%硫酸銨溶液中鹽析，在4 ℃下靜置過夜后，離心20 min（4 ℃，4900 r/min），收集沉淀，加入少量蒸餾水溶解后置于透析袋除鹽，在4 ℃下連續透析48 h，中間換水4～5次，截留液用PEG 20000濃縮后冷凍干燥得到蛋白質粉末。

對不同工藝階段后的組分進行200～700 nm全波長掃描，得到光譜掃描圖。

1.2.5 壇紫菜蛋白特性分析

1.2.5.1 等電點的測定 取得到的蛋白提取液，50 mL共7份，調整pH分別為3、4、4.5、5、6、7、8、9；

10000 r/min離心分離15 min后取上清液，用Bradford蛋白濃度測定試劑盒測定，記錄在595 nm處的吸光度，吸光度最小時的pH即為壇紫菜蛋白的等電點。

1.2.5.2 乳化性質的測定 根據Pearce等[12]的方法測定。配制6 mL 0.1%（w/v）的樣品復溶液，將pH分別調到3.5、4、4.5、5、5.5然后加入2 mL的金龍魚大豆油，利用高速分散器1×104r/min均質1 min后，立刻從底部取25 μL樣液，加入0.1%的SDS溶液5 mL混勻。以SDS溶液為空白，測定其在500 nm處的吸光值。放置15 min后，再測定一次。乳化活性及乳化穩定性的計算公式如下：

式中：C為溶液中的蛋白質濃度（g蛋白/mL）；φ為油相在乳化液中所占的比例（0.25）；L為比色杯寬度（1 cm）；N為稀釋倍數；A0為初始乳化液的吸光度值；A15為15 min后的吸光度值。

1.2.5.3 起泡性質的測定 參照Fernandez等[13]的方法略有改動。取20 mL 2%（w/v）的蛋白溶液，分別調pH至3.5、4、4.5、5、5.5后，在高速分散器中以1×104r/min均質2 min，測量此時泡沫和溶液的總體積V0及攪拌停止30 min后泡沫和溶液的總體積V1，起泡性及泡沫穩定性按如下公式表示：

式中：V0表示攪拌停止時泡沫和溶液的總體積，mL；V1表示攪拌停止30 min后泡沫和溶液的總體積，mL。

1.2.5.4 壇紫菜蛋白質的抗氧化能力測定 按試劑盒說明書進行測定。樣品濃度0、5、10、20、40、50 mg/mL，每個濃度重復實驗3次，取平均值，按下式計算總抗氧化能力。

1.2.5.5 DPPH自由基清除能力測定 采用96孔板測定樣品的DPPH自由基清除活性[14]。在96孔板內，精確移取20 μL樣品（濃度0～10 mg/mL）+180 μL的0.2 mmol/L的DPPH溶液，室溫下將二者混合均勻，避光放置30 min，517 nm處測定其吸光值，用A樣品表示。空白組以無水乙醇代替樣品，對照組以無水乙醇代替DPPH溶液，其吸光值分別用A對照和A空白表示。以Trolox做陽性對照。

式中：A樣品表示樣品+DPPH；A對照表示樣品+無水乙醇；A空白表示無水乙醇+DPPH。

1.2.5.6 ABTS+自由基清除能力測定 參照ABTS試劑盒說明書配制ABTS所需工作溶液。用樣品配制溶液對標準品進行稀釋，把10 mmol/L Trolox標準溶液依次稀釋成0.1、0.2、0.4、0.8、1 mmol/L。于96孔板內分別加入工作液和樣品，將加好樣品的孔板混和均勻，室溫孵育6 min后測定405 nm處的吸光值。

1.3 數據處理

實驗數據以平均值±標準差表示，采用Excel軟件進行數據整理及作圖，采用SPSS Statistics 23.0軟件進行統計分析，Ducan氏法進行顯著性差異分析，P＜0.05，差異顯著。

2 結果與分析

2.1 壇紫菜粉蛋白質含量

本實驗所采用的原料壇紫菜的蛋白質含量為21.02%±0.11%（以干基計），遠高于海帶（10.2%～10.7%）[15]、脆江蘺（10.12%～14.13%）[16]和羊棲菜（6.05%）[17]中蛋白質含量，表明壇紫菜是一種蛋白含量較高的可食用海藻資源。

2.2 單因素實驗結果

2.2.1 不同溶劑對提取率的影響 由表2可知，用不同溶劑溶解壇紫菜粉時，進行超聲波破碎細胞后得到的蛋白質提取率有所不同，其中以蒸餾水和20 mmol/L pH7.0 PBS為溶劑進行超聲波細胞破碎后，蛋白質提取率顯著高于以20 mmol/L CaCl2為溶劑時的提取率（P＜0.05）。考慮到簡便操作，本實驗選取蒸餾水為溶劑。

表2 不同溶劑時的壇紫菜蛋白質提取率Table 2 Protein extraction rate of Porphyra haitanensis in different solvents

2.2.2 超聲間隔時間對蛋白質提取率的影響 由圖1可見，固定超聲發生時間為4 s時，隨著超聲間隔時間的增加，壇紫菜蛋白質的提取率先上升后迅速下降，在4 s時達到最高點，在5～7 s范圍內保持平穩，到達8 s時又迅速下降，之后隨著超聲間隔時間的增加，超聲實際作用時間減少，不利于蛋白質的溶出。因此，選擇超聲細胞破碎儀的占空比為50%（即超聲發生時間4 s，超聲間隔時間4 s），此時超聲破碎效率最高。

2.2.3 料液比對提取率的影響 從圖2可見，隨料液比的增加，壇紫菜蛋白質提取率呈先上升后下降的趨勢。當料液比為50:8 mg/mL時，提取率達到最大，達到47.28%，其他后隨著料液比的增加，提取率開始呈下降趨勢。這是由于當溶劑用量較低時，藻粉溶液粘度大，液體難以產生空化泡，導致超聲波處理效果弱化；隨著溶劑用量增大，溶液粘度降低，超聲波的空化作用加強，蛋白質提取率上升；當料液比繼續增加時，由于細胞壁破裂導致的內容物大量溶出，使得溶液的粘度大幅升高，影響了蛋白質的溶出量，因而提取率下降[18]。此外，料液比過高帶來提取液中蛋白質濃度降低的問題，這也是實際生產時應當考慮的問題。

圖 1 超聲間隔時間對蛋白質提取率的影響Fig.1 Effect of ultrasonic interval time on protein extraction rate

圖 2 料液比對蛋白質提取率的影響Fig.2 Effect of solid-liquid ratio on protein extraction rate

2.2.4 pH對蛋白質提取率的影響 由圖3可知，在pH3～9范圍內，溶液pH對舌狀蜈蚣藻蛋白質提取率的影響比較明顯。隨著pH的增大，提取率呈現先增加隨后趨于平衡的趨勢，當pH為7時達到最大值。這可能是因為隨著pH的升高，兩性解離性質使得蛋白質分子的表面電荷增加，蛋白質對水的親和性增強，與此同時，一部分非水溶性蛋白轉變為水溶性的蛋白；但是當pH升高到偏堿性條件時，蛋白質容易變性，導致在水溶液中的溶解度降低，使得提取率稍有降低[19]。

2.2.5 超聲功率對提取率的影響 由圖4可見，隨著超聲功率的增加，蛋白質的提取率呈現逐漸提高趨勢，在1260 W處到達最高點后降低，各處理組間存在顯著性差異（P＜0.05）。超聲功率影響超聲作用，超聲功率越高，空化強度越大，超聲效果越好，有效成分分離越快。在超聲功率較小時，超聲強度不足以完全破碎細胞壁，隨著空化效應和機械效應的增強，蛋白質分子與水分子之間相互作用增強，促進蛋白質的溶解[20]。到達1260 W時，蛋白質得以完全充分地溶出，然而繼續增大超聲功率，產生的熱效應使部分蛋白質發生變性，形成沉淀，在后續操作中被除去，因此提取率下降。考慮到生產成本和儀器使用壽命，超聲波功率選擇1080～1440 W較為合適。

圖 3 pH對蛋白質提取率的影響Fig.3 Effect of pH on protein extraction rate

圖 4 超聲功率對蛋白質提取率的影響Fig.4 Effect of ultrasonic power on protein extraction rate

圖 5 超聲全程時間對蛋白質提取率的影響Fig.5 Effect of whole ultrasonic time on protein extraction rate

2.2.6 超聲全程時間對提取率的影響 由圖5可見，保持其它條件不變，改變超聲全程時間時，壇紫菜蛋白質提取率隨時間的延長先升高后下降。與對照組（0 min，即未經過超聲處理）相比，處理組的蛋白質提取率顯著提高（P＜0.05）。由于溶脹作用，對照組中也會有蛋白質溶出，這正是溶脹法提取蛋白的原理。但由于溶脹法的效率太低，不利于實際的大規模生產，同時也說明了利用超聲波破碎細胞壁提取蛋白質的必要性。

在0～50 min范圍內，隨著時間的延長蛋白質提取率升高，這是因為延長超聲時間能讓更多細胞的細胞壁破碎，使細胞內蛋白質更多地溶解出來。當時間超過50 min時，溶液溫度隨著超聲時間的延長而增高，原本位于蛋白質結構內部的疏水基團暴露，蛋白質分子間通過非共價鍵相互聚集形成沉淀，因此蛋白質提取率下降[21]。

2.3 正交試驗結果與驗證實驗

由表3可見，各因素對壇紫菜蛋白質提取率的影響程度不一致。影響由大到小分別為：A＞C＞B，即超聲全程時間對提取率的影響最大，其次是超聲功率，最后是pH，最優水平組合為A2B2C3，即超聲全程時間50 min，pH7，超聲功率1350 W。

表3 正交試驗結果Table 3 Results of orthogonal test

從正交表中可以看出，最優水平組合A2B2C3并不在正交試驗的9組實驗中，因此在A2B2C3（超聲時間50 min，pH7，超聲功率1350 W）條件下進行三次驗證實驗，測得壇紫菜蛋白質的提取率為60.98%±1.01%。以同樣作為藻類蛋白的提取工藝為參考，提取率在50%左右[22-24]。

2.4 壇紫菜蛋白質制備過程中的紫外-可見光光譜特征

將超聲破碎提取得到的上清液、鹽析后蛋白提取液以及透析后的蛋白質溶液進行200～700 nm全波長掃描，得到完整的光譜掃描圖如圖6～圖8所示。

圖6中出現了4個吸收峰，分別在326、494、540、668 nm處。326 nm處的特征吸收峰，說明上清液中含有維生素等物質，因為維生素等物質的特征吸收峰在330 nm附近[25]。668 nm處的吸收峰則表明蛋白提取液中含有少量的葉綠素a[26]。

圖 6 超聲后蛋白提取液吸收光譜圖Fig.6 Absorption spectrogram of protein extract after ultrasound

圖 7 鹽析后蛋白提取液吸收光譜圖Fig.7 Absorption spectrogram of protein extract after salting out

圖 8 透析后蛋白提取液吸收光譜圖Fig.8 Absorption spectrogram of protein extract after dialysis

如圖7所示，鹽析后的蛋白提取液的4個吸收峰，分別在495、541、612、672 nm處。與鹽析之前對比，326 nm處的高吸收峰消失，說明通過鹽析除去了大部分的維生素等雜質。同時，經過硫酸銨鹽析，蛋白質的濃度有所提高，從而使得612 nm處的微弱吸收峰顯現出來，說明上清液中可能存在藻藍蛋白，因為藻藍蛋白的特征吸收峰在620 nm附近。而圖8在495和544 nm處存在吸收峰，說明經過透析后，藻藍蛋白的吸收峰消失，提示若想從壇紫菜蛋白質提取物中進一步獲得高純度的藻紅蛋白，鹽析和透析等分離純化操作是必要的[27]。

從圖6～圖8可以看出，上清液在220～280 nm曲線吸收較高，是因為大部分氨基酸在紫外區的吸收峰多集中在200～220 nm，苯丙氨酸（Phe）的吸收峰在222與259 nm，酪氨酸（Tyr）的吸收峰在231及272 nm，色氨酸（Trp）的吸收峰在227與279 nm[26]。

同時，通過對比超聲提取液、鹽析液及透析后溶液吸收光譜的特征吸收峰，可以發現吸收峰的紅移現象，如表4所示。據文獻報道，蛋白質的純度、溶液pH不同都會影響其光譜特性[27]。

表4 壇紫菜蛋白質制備過程中溶液吸收光譜圖的特征吸收峰Table 4 Characteristic absorption peaks of solution absorption spectra during protein preparation of Porphyra haitanensis

2.5 壇紫菜蛋白質的特性

2.5.1 等電點 由圖9可見，當pH在3～9變化時，吸光度值先下降然后上升，在pH4.5時，吸光度達到低谷，蛋白質的溶解度最小，說明此點即為壇紫菜蛋白質的等電點。

圖 9 蛋白質等電點測定結果Fig.9 Determination results of protein isoelectric point

圖 10 壇紫菜蛋白質的pH-乳化活性Fig.10 pH-emulsifying activity of Porphyra haitanensis protein

2.5.2 乳化性質 圖10所示為壇紫菜蛋白質的乳化活性（EAI）隨pH的變化情況。從圖中可看出，在3.5～5.5范圍內，隨著pH增大，蛋白質的乳化活性先減弱后增強，在pH4.5時乳化活性最差。接近pI時，蛋白質溶解度小，對乳化作用的影響小。偏離pI時，蛋白質氨基酸側鏈的離解，產生了有利于乳化體系穩定的靜電斥力，避免了液滴聚集[28]。

由圖11可見，與乳化活性一致，pH4.5時壇紫菜蛋白質的乳化穩定性達到最低值。這可能是由于蛋白濃度較低時，分子間相互作用較大，蛋白質與油相互作用較小，因此空氣-油界面形成的膜較薄且不穩定[29]。壇紫菜蛋白在pH5.5時乳化活性可達112.49±5.33 m2/g，乳化穩定性為40.52±1.08 min，其乳化活性遠高于吳鳳娜[30]提取的海帶蛋白（40 m2/g），但乳化穩定性與其（105 min）相比則較低。這也提示，壇紫菜蛋白質具有開發成天然乳化劑的潛力，可通過物理、化學和生物學方法對其進行蛋白質改性，使其獲得更加良好的乳化性質。

圖 11 圖11 壇紫菜蛋白質的pH-乳化穩定性Fig.11 pH-emulsifying stability of Porphyra haitanensis protein

2.5.3 起泡性質 由圖12可見，在pH3.5～5.5范圍內，隨著pH增大，壇紫菜蛋白質的起泡性呈現先減弱后增強的趨勢，在pH4.5時起泡性最差。這可能是由于偏離蛋白質等電點時，蛋白質的溶解性增強，使蛋白質黏度下降，從而增加了蛋白質的起泡性。在pH3.5～5.5時，壇紫菜蛋白質的起泡性在20.25%～24.75%范圍內變動，而李玉娥等[31]提取的燕麥分離蛋白在pH2～9時，起泡性在8%～21%范圍內變動。

圖 12 pH對蛋白質起泡性的影響Fig.12 Effect of pH on protein foaming

由圖13可見，壇紫菜蛋白質的泡沫體系在接近pI時很穩定，一般來說具有良好發泡能力的蛋白質其泡沫穩定性一般很差。壇紫菜蛋白質在pH4.5時泡沫穩定性可達80.84%±2.95%，而許英一等[32]從提取的燕麥蛋白的泡沫穩定性最高在60%左右，吳鳳娜[30]提取的海帶蛋白的泡沫穩定性最高在80%左右，說明本實驗提取的壇紫菜蛋白質具有良好的泡沫穩定性。

圖 13 pH對蛋白質起泡穩定性的影響Fig.13 Effect of pH on protein foaming stability

2.6 壇紫菜蛋白質的抗氧化能力

2.6.1 總抗氧化能力 由圖14可知，在0～50 mg/mL范圍內，隨著濃度提高，壇紫菜蛋白質總抗氧化能力先提高后趨于穩定，存在一定的量效關系。當濃度為50 mg/mL時，壇紫菜蛋白質的T-AOC值為2.89±0.09 U/mL，表明壇紫菜蛋白具有一定的抗氧化能力。總抗氧化能力（T-AOC）能夠反映被測物中各種抗氧化物質和抗氧化酶等構成的總抗氧化水平，在醫學領域、生物學研究中用于檢測各種抗氧化物溶液的綜合抗氧化活性。實驗結果顯示壇紫菜蛋白質具有開發為天然抗氧化劑的潛力。

圖 14 壇紫菜蛋白質的總抗氧化能力Fig.14 Total antioxidant capacity of Porphyra haitanensis protein

2.6.2 DPPH自由基清除能力 壇紫菜蛋白質對DPPH的清除作用見圖15。在0～10 mg/mL范圍內，壇紫菜蛋白質對DPPH自由基表現出一定的清除活性，且與其濃度水平成量效關系，即隨濃度得升高，對DPPH的清除率也增強。經SPSS 22.0軟件計算，其DPPH半數清除濃度IC50為3.79 mg/mL。壇紫菜蛋白質對DPPH的清除作用低于Trolox。

圖 15 壇紫菜蛋白質的DPPH自由基清除能力Fig.15 DPPH free radical scavenging capacity of Porphyra haitanensis protein

當壇紫菜蛋白濃度10 mg/mL時，對DPPH的清除率達到68.04%±0.73%。而胡雙飛等[14]所提取的螺旋藻粗蛋白，其DPPH清除率在10 mg/mL時接近60%，顯著高于傳統水提取方法提取的粗蛋白DPPH清除率，表明本實驗所提取的壇紫菜蛋白質具有較強的DPPH自由基清除能力。

2.6.3 ABTS+自由基清除能力 以Trolox濃度為橫坐標，OD值為縱坐標繪制標準曲線，如圖16所示。

圖 16 Trolox溶液標準曲線Fig.16 Standard curve of Trolox solution

如圖17所示，當樣品濃度從5到50 mg/mL時，壇紫菜蛋白質的TEAC值先增加后趨于穩定，表明壇紫菜蛋白質對ABTS+自由基有一定的清除作用。當蛋白濃度為50 mg/mL時，TEAC值達到0.83±0.08 mmol/L，即相當于具有0.83倍Trolox的ABTS+自由基清除能力。

圖 17 壇紫菜蛋白質的TEAC值Fig.17 TEAC value of Porphyra haitanensis protein

由上述抗氧化結果分析可知，當壇紫菜蛋白質濃度在一定范圍內增加時，清除自由基的能力也逐漸增強。增大到一定程度時，清除自由基的能力增長的趨勢越來越緩慢，清除率難以達到較高水平。有文獻報道，蛋白質在經體外模擬胃腸液消化后抗氧化能力增強[33-34]，而與蛋白質消化產物的抗氧化作用緊密相關的是消化產物中的小分子肽類。生物活性肽所具有的功能活性比蛋白質更加豐富，這也提示，對于壇紫菜蛋白質的開發利用，可以從酶解獲得生物活性肽的方面進行研究。

3 結論

本研究以壇紫菜為原料，確定了超聲輔助提取壇紫菜蛋白質的最適提取工藝，其提取率達到60.98%±1.01%；對所提取的壇紫菜蛋白質特性指標和抗氧化特性分析顯示其溶液具有較好的泡沫穩定性，壇紫菜蛋白質在5～50 mg/mL范圍內具有較強的抗氧化活性，濃度為50 mg/mL時，總抗氧化能力為2.89±0.09 U/mL，ABTS+自由基清除能力相當于0.83±0.08 mmol/L Trolox，DPPH清除率在10 mg/mL時達到68.04%±0.73%。本研究內容是對壇紫菜蛋白質提取工藝和其特性的初步研究，下一步有待對其分離純化，分子結構等方面開展研究，并根據其特性將提取到的壇紫菜蛋白應用于食品、化工等領域以發揮其功效作用。