金柑磷酸蔗糖磷酸酶的基因克隆、表達與蛋白結構分析

龍凌云 黃秋嵐 黃秋偉 檀小輝 李慧敏 劉功德 單 彬 毛立彥

（廣西壯族自治區亞熱帶作物研究所/農業農村部亞熱帶果品蔬菜質量安全控制重點實驗室/廣西亞熱帶特色水果質量安全控制重點實驗室，廣西 南寧 530001）

蔗糖是植物維持正常生命活動必需的碳水化合物，在平衡植株內“庫-源-流”關系［1-2］、調節轉運蛋白和酶活性，參與信號轉導、調控組織分化和發育等過程中發揮著重要作用［3-6］。植物的蔗糖生物合成是由蔗糖磷酸合成酶（sucrose phosphate synthase，SPS）催化尿苷二磷酸葡萄糖和6-磷酸果糖形成蔗糖-6-磷酸，再由磷酸蔗糖磷酸酶（sucrose phosphate phosphatase，SPP）進一步水解蔗糖-6-磷酸形成蔗糖，其中SPP 催化蔗糖生物合成的酶反應是不可逆的［7］。早期研究認為植物SPS 是蔗糖生物合成途徑的關鍵酶，SPP 并非主要調節點［2］。Chen 等［8］對煙草SPP基因進行RNA干擾沉默表達，發現轉基因植株中隨SPP表達量的大幅度降低，蔗糖和六碳糖含量同步大幅度下降，淀粉含量則高出正常植株3～5 倍，表明SPP基因可影響光合碳在不同儲能物質間的分配。Maloney 等［9］借助酵母雙雜和雙分子熒光互補（bimolecular fluorescent complimentary，BiFC）發現擬南芥（Arabidopsis thaliana）的SPS 和SPP 蛋白存在互作關系，可形成二聚體復合物，將35SP：SPP-SPS-YFP 載體轉化入擬南芥和楊樹進行表達，發現過量表達SPP-SPS 融合體可使蔗糖等可溶性糖含量升高和淀粉含量下降，促進植株生長。上述研究表明，SPP 也可作為關鍵酶調控蔗糖生物合成過程，影響植物生長和發育。

現已從擬南芥（A.thaliana）［10］、水稻（Oryza sativa）［11］、玉米（Zea mays）［3］、小麥（Triticum aestivum）［12-13］等植物中鑒定出眾多SPP基因。這些植物SPP蛋白與HAD超家族成員在含有催化酶活性位點的保守基序上存在同源性，其磷酸酶/水解酶催化活性位點位于N 末端的S6PP 結構域，而C 末端存在1 個不具催化作用的S6PP_C 結構域［3，11，14］，單子葉與雙子葉植物SPP 蛋白均含有S6PP 和S6PP_C 結構域，但兩者進化趨勢差別明顯，結構域部分序列的突變可能使單子葉和雙子葉植物SPP 蛋白在酶活力、穩定性等功能上產生微小變化［15］。因此，酶基因及其編碼蛋白的結構是決定其活性功能和催化效率的決定因素之一［16］，探究植物SPP基因及其編碼蛋白的結構差異和進化演變規律，對開展SPP的基因工程研究具有重要意義。

金柑（Fortunella crassifioliaSwingle）是可帶皮食用的蔗糖積累型柑橘類水果［17-19］，果實內可溶性糖積累以蔗糖為主，蔗糖含量高低很大程度上影響了金柑果實的甜味品質［20-22］。為進一步研究金柑蔗糖生物合成分子機理，本研究基于廣西壯族自治區亞熱帶作物研究所廣西名特優農產品加工研究團隊（本課題組）前期獲得的四倍體品種脆蜜金柑（F.crassifioliaSwingle cv.Cuimi）果肉轉錄組測序數據，克隆得到金柑的1 個SPP基因，并對其進行原核表達和組織特異表達，及編碼蛋白結構和功能預測等分析，以期為后續金柑分子植物育種研究奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

供試材料為廣西壯族自治區亞熱帶作物研究所（北緯22°90'，東經180°34'）收集保存的四倍體金柑品種脆蜜金柑，2019 年種植于廣西亞熱帶特色水果質量安全控制重點實驗室試驗大棚（北緯22°90'53″，東經180°34'18″），植株為嫁接苗，砧木為枳殼。脆蜜金柑是從二倍體滑皮金柑（F.crassifioliaSwingle cv.Huapi）的芽變單株選育而成的高糖新品種，花期為6 月上旬至7 月上旬，果實成熟期在11 月下旬至12 月中旬，全年開花2～3 批次［23］。根據脆蜜金柑果實物候期，本試驗樣品采集于2022 年6 月至12 月，選擇第一批次花的果實作為試驗對象，并對結果枝綁定標簽牌記錄開花時間，分別按花開放后15 d（初果期，DAF15）、60 d（生長期，DAF60）、120 d（膨大期，DAF120）和180 d（成熟期，DAF180）采集樣品，第二批和第三批次花進行人工摘除。按標簽牌所記錄開花時間，從果樹東、南、西、北4 個方向采集無病蟲害、無機械損傷的新鮮果實，每個時期采集20個果實，均分為4份，隨后將果實樣品放入自封袋，每個時期均按1～4 號進行編號，其中1～3 號樣品用于轉錄組測序和實時熒光定量PCR（quantitative real-time PCR，qRT-PCR），4 號樣品用于基因克隆。在廣西亞熱帶特色水果質量安全控制重點實驗室進行樣品前處理，除15 d（DAF15）采摘時期的樣品果實較小，無法分離果肉和果皮外，其他時期樣品均去除果皮、種子保留果肉組織，按對應編號將樣品進行液氮速凍和研磨，分裝到10 mL 離心管并編號，-80 ℃超低溫冰箱保存，用于后續基因的克隆和表達分析。

1.2 試驗方法

1.2.1 總RNA 提取和cDNA 第一鏈合成 參照RNAiso plus RNA 提取試劑盒（大連TaKaRa 生物技術有限公司）說明書提取金柑果肉樣品總RNA。提取的RNA 用ND5000 超微量紫外可見分光光度儀（北京百泰克生物技術有限公司）上，測定260和280 nm的吸收值，確保抽提樣品的OD260/OD280在1.8～2.0 范圍，并用濃度為1.0%的瓊脂糖凝膠電泳檢測RNA 的完整性和DNA 污染情況，確保條帶清晰。隨后將符合質量的RNA 進行反轉錄，以提取的總RNA 為模板，按HiScriptⅢ 1st Strand cDNA Synthesis Kit （+gDNA wiper）反轉錄試劑盒（南京諾唯贊生物技術有限公司）說明書合成cDNA第一鏈，于-40 ℃保存備用。

1.2.2 金柑FcSPP基因cDNA 全長克隆 根據本課題組前期脆蜜金柑果肉轉錄組數據篩選的Unigene（ID：sjg218640），經開放閱讀框（open reading frame，ORF）預測分析并設計ORF 序列引物FcSPP-5CDS 和FcSPP-3CDS（如表1 所示），經PCR 的擴增產物用1%瓊脂糖凝膠電泳檢測，擴增產物切膠回收后，參照pMDTM19-T Vector Cloning Kit 克隆載體試劑盒（TaKaRa 生物技術有限公司，大連）說明書連接到pMD19-T載體上，轉化大腸桿菌DH5α感受態細胞，篩選鑒定陽性克隆并進行測序檢測，測序結果與篩選的Unigene進行序列比對，確認擴增序列為FcSPP基因編碼序列（coding sequence，CDS），重組質粒命名為pMD19T-FcSPP。根據擴增獲得的CDS，按Vazyme HiScript-TS 5'/3' RACE Kit RACE 試劑盒（南京諾唯贊生物技術有限公司）說明書的反應體系和程序，分別合成5'/3'RACE-Ready cDNA。然后設計RACE 擴增的5'-RACE 引物FcSPP-5GSP1 和3'-RACE 引物FcSPP-3GSP1（如表1 所示），分別將獲得的5'/3'RACE-Ready cDNA 產物經Dilution Buffer 以1∶1 體積進行稀釋并作為模板，按RACE 試劑盒操作流程進行第一輪擴增。用1%瓊脂糖凝膠電泳檢測擴增產物，并根據試驗結果參照RACE 試劑盒中可選的巢式PCR（nested PCR）流程，設計巢式PCR 引物，即5'-RACE 引物FcSPP-5GSP2 和3'-RACE 引物FcSPP-3GSP2（如表1 所示）。將第一次RACE擴增產物按1∶49 ddH2O稀釋后作為模板，分別擴增5'/3'RACE 產物，擴增產物用1%瓊脂糖凝膠電泳檢測。

表1 試驗中所用FcSPP基因的引物序列、名稱及用途Table 1 Olionucleotide primer names，sequences and function in the amplification of FcSPP genes

切膠回收產物，參照pMDTM19-T Vector Cloning Kit 克隆載體試劑盒（TaKaRa 生物技術有限公司，大連）說明書，將回收產物分別連接到pMD19-T 載體上，隨后進行大腸桿菌感受態細胞轉化，在抗性平板上挑選陽性克隆送南京集思慧遠生物科技有限公司測序。

利用DNAMAN 8.0 軟件將上述PCR 擴增獲得的FcSPP基因CDS，以及5'末端和3'末端cDNA 序列進行拼接獲得的FcSPP基因cDNA 全長序列，在NCBI 數據庫中的ORF Finder 功能查找ORF，并在基因兩端UTR區域設計引物FcSPP-5UTR 和FcSPP-3UTR（如表1所示），以總RNA 的反轉錄cDNA 為模板，參照PCR 擴增試劑盒（TransTaq?High Fidelity （HiFi） PCR SuperMix，北京全式金生物技術有限公司）說明書的反應體系和程序進行擴增。擴增產物切膠回收后送南京集思慧遠生物科技有限公司測序，測序結果進行ORF 分析，并將拼接的目的基因全長序列與擴增測序序列進行比對，確定所拼接的序列是否為目的基因cDNA序列。

1.2.3FcSPP基因及編碼蛋白的生物信息學分析 利用在線分析工具Translate（https：//web.expasy.org/translate/）將FcSPP基因CDS翻譯成蛋白序列；ProParam（https：//web.expasy.org/protparam/）進行蛋白理化性質預測。SignalP 4.1（https：//services.healthtech.dtu.dk/services/SignalP-4.1/）預測蛋白信號肽；NetPhos 3.1（https：//services.healthtech.dtu.dk/services/NetPhos-3.1/）預測蛋白磷酸化位點；SOPMA（https：//npsa-prabi.ibcp.fr/cgi-bin/npsa_automat.pl？page=/NPSA/npsa_sopma.html）預測蛋白二級結構；Pfam（http：//pfam-legacy.xfam.org/）在線軟件分析蛋白結構域；借助在線軟件CD Search（https：//www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/cdd/wrpsb.cgi）和本地軟件CLUSTAL X 2.1、GeneDOC 2.7 對FcSPP 蛋白序列進行保守序列分析，并將其與擬南芥、水稻、玉米等物種的SPP蛋白序列進行比對，采用鄰接法（neighbor-joining，NJ）在MEGA11繪制系統進化樹。

1.2.4FcSPP基因的原核表達 以獲得的重組質粒pMD19T-FcSPP為模板，在FcSPP基因CDS 的FcSPP-5CDS 和FcSPP-3CDS 上添加NdeⅠ（CATATG）和XbaⅠ（TCTAGA）酶切位點，進行PCR 獲得擴增產物。經電泳檢測回收擴增產物，經T4DNA 連接酶連接到空pCZN1 載體，連接產物經16 ℃過夜培養轉化到Arctic Express（DE3）感受態細胞，在含有氨芐青霉素（Amp）的平板培養基上進行抗性篩選，菌液PCR 擴增篩選陽性克隆，并送公司測序鑒定，鑒定正確的表達載體重命名為pCZN1-FcSPP。

挑取轉化平板上測序正確的陽性克隆菌株接種到TB 培養液（含50 mg·L-1Amp），37 ℃、220 r·min-1條件下振蕩培養過夜；次日按1∶100 比例轉接于含Amp 的TB培養液，37 ℃、220 r·min-1振蕩培養過夜；待OD600值在0.6～0.8時，吸取1 mL培養液經離心、棄上清后，加入100 μL上樣緩沖液重懸菌體沉淀，備用；剩余培養物中加入異丙基-β-D-硫代半乳糖苷（isopropyl beta-Dthiogalactopyranoside，IPTG）并調整濃度至0.2 mmol·L-1，15 ℃、220 r·min-1振蕩培養過夜，誘導融合蛋白表達，次日吸取1 mL培養液，經離心、棄上清后，加入100 μL上樣緩沖液重懸菌體沉淀，備用；剩余培養液經離心、棄上清，用磷酸鹽緩沖溶液（phosphate buffer saline，PBS）重懸菌體沉淀，重懸液隨后經超聲波破碎，分別吸取取上清液和沉淀液體加入上樣緩沖液重懸。采用12%十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰胺凝膠電泳（sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis，SDS-PAGE）對上述重懸液進行電泳檢測，考馬斯亮藍染色顯帶。

1.2.5 FcSPP 蛋白的制備和純化 將最適IPTG 濃度和溫度條件下誘導表達后的培養菌液，經低溫離心后，收集菌體沉淀加入裂解液重懸，重懸液經超聲破碎、離心，收集沉淀。使用包涵體洗滌液清洗包涵體3 次，并用溶解緩沖液按一定比例溶解包涵體，4 ℃放置過夜。利用低壓層析系統，將包涵體溶液以0.5 mL·min-1流速上樣至Ni-IDA-Sepharose Cl-6B 親和層析柱，并用Ni-IDA 緩沖液洗脫目的蛋白，收集洗脫液。將洗脫液裝入透析袋，4 ℃環境下經PBS 溶液透析過夜，獲得FcSPP 純化蛋白。采用12% SDS-PAGE 對上述純化蛋白進行電泳檢測，考馬斯亮藍染色顯帶檢測純度，并采用0.5 mg·mL-1牛血清蛋白（bovine serum albumin，BSA）標準品對純化蛋白進行分子量鑒定。

1.2.6 qRT-PCR檢測 每個時期均取1～3號樣品作為生物學重復，分別制備總RNA和反轉錄，以FcSPP基因的CDS序列片段設計定量表達引物FcSPP-F和FcSPPR，參照魏清江等［24］已發表的Actin基因為內參基因設計引物actin-F 和actin-R（表1），經qRT-PCR 檢測金柑FcSPP基因在果實發育4 個時期的果肉組織表達情況。qRT-PCR 擴增體系為20μL：2×SYBR Premix Ex Taq 10 μL，FcSPP-F 引物1 μL，FcSPP-R 1 μL，cDNA 模板1 μL，RNase-free ddH2O 7μL；反應程序為：95 ℃預變性5 min；95 ℃變性10 s，60 ℃退火30 s，72 ℃延伸1 min，共40 個循環；72 ℃延伸10 min。采用2-ΔΔct方法計算結果，每個時期每個編號樣品均重復測試3次。

2 結果與分析

2.1 金柑FcSPP基因的克隆

根據前期脆蜜金柑果肉組織轉錄組測序結果，經差異表達分析篩選Uingene 序列（ID：sjg218640）并按該Unigene 預測的CDS 序列設計引物，以脆蜜金柑果肉組織提取的總RNA反轉錄合成的cDNA為模板進行PCR 擴增，擴增產物長度約為1 200 bp；擴增條帶經測序顯示片段長度為1 191 bp（圖1-A），與預期結果基本符合。利用5'-RACE 引物擴增獲得長度為262 bp 的片段，3'-RACE 引物擴增獲得長度為283 bp 的片段（圖1-B）。利用DNAMAN 軟件拼接上述CDS 擴增片段、5'-RACE 和3'-RACE 擴增片段，獲得金柑FcSPP基因cDNA 全長序列1 638 bp（圖2）。根據拼接的cDNA 全長序列兩端UTR 區設計引物，PCR 擴增獲得一條長度為1 537 bp 的片段（圖1-C 和圖2）。將獲得的片段測序后與拼接的全程序列進行BLAST 比對，結果顯示該片段包含基因的ORF 區域，且UTR 區域與拼接序列一致，表明成功獲得金柑FcSPP基因cDNA 全長序列，并將其命名為FcSPP。

圖1 金柑FcSPP基因的PCR擴增結果Fig.1 Amplification of FcSPP from Fortunella crassifiolia Swingle

圖2 RACE擴增產物拼接的金柑FcSPP基因cDNA全長序列Fig.2 Full-length cDNA sequence of FcSPP gene in Fortunella crassifiolia Swingle

2.2 金柑FcSPP 基因及編碼蛋白序列的生物信息學分析

經NCBI的ORF Finder分析后，發現克隆基因含有一個1 191 bp 的ORF，編碼396 個氨基酸（圖3）。通過ProParam 在線預測該基因編碼蛋白的理化性質可知，FcSPP 蛋白分子質量為44 519.93，理論等電點（pI）為6.57，包含6 271 個原子，分子式為C1984H3139N543O590S15，如表2 所示該蛋白序列中數量排名前三的氨基酸分別為Leu（9.10%）、Lys（7.80%）、Ser（7.60%），數量最少的為Cys（1.80%）。帶負電荷殘基（Asp+Glu）53 個，帶正電殘基（Arg+Lys）51 個，脂肪系數為88.13，不穩定指數為34.70，總平均親水性值為-0.337，預測蛋白為穩定的親水性蛋白。亞細胞定位預測該蛋白定位于細胞質內，推測該蛋白在細胞質內發揮作用。磷酸化位點預測結果顯示（圖3），該蛋白中發現23個潛在的Ser磷酸化位點、10個潛在的Thr磷酸化位點和4個潛在的Tyr 磷酸化位點。二級結構中α-螺旋和無規則卷曲所占比例較大，分別占比為38.89%和38.64%（圖4-A）。如圖4-B、C 所示，信號肽預測顯示該蛋白的C-MAX為0.173，Y-MAX 為0.161，S-MAX 為0.321，均小于閾值0.5，且跨膜結構分析顯示該蛋白無明顯的疏水區域和跨膜結構，推測該蛋白為親水性蛋白。

圖3 金柑FcSPP蛋白的磷酸化位點分析Fig.3 Analysis of phosphorylation sites of FcSPP protein in Fortunella crassifiolia Swingle

圖4 FcSPP蛋白親疏水性、信號肽和二級結構分析Fig.4 Hydrophobicity or hydrophilia，signal peptide and secondary structure analysis of FcSPP protein

保守結構域分析結果如圖5-A 所示，金柑FcSPP蛋白含有2 個屬于植物SPP 家族特征的保守結構域，從N 端到C 端分別為S6PP（殘基9～261）和S6PP_C（殘基262～394）。對FcSPP 的保守基序（Motif）分析結果如圖5-B 和圖6 所示，該蛋白的S6PP 保守結構域內含有3 個與L-2-鹵代酸脫鹵酶HAD 超家族同源的保守基序，分別為Motif Ⅰ：DLDNTM（殘基15～20）、Motif Ⅱ：LVFSTGR（殘基48～54）和Motif Ⅲ：KG（23x）GDSGND（殘基176～206），其中Motif Ⅰ中D（Asp-15）、L（Leu-16）、D（Asp-17）、H（His-18）和T（Thr-19），Motif Ⅱ的T（Thr-51），Motif Ⅲ的K（Lys-176）、G（Gly-201）、D（Asp-202）、D（Asp-206）均預測與HAD 超家族成員的蛋白催化或活性位點的氨基酸殘基同源匹配。

圖5 金柑FcSPP的保守結構域（A）與保守基序（B）分析Fig.5 Conserved domains （A） and conserved motif （B） analysis of FcSPP in Fortunella crassifiolia Swingle

圖6 金柑與其他高等植物的SPP蛋白序列比較分析Fig.6 Comparative analysis of SPP protein sequences between Fortunella crassifiolia Swingle and other higher plants

從NCBI和UniProt數據庫中獲得擬南芥（A.thaliana）、水稻（O.sativa）、玉米（Zea mays）、甜橙（Citrus sinensis）等物種的25 個SPP 蛋白序列，并與克隆基因FcSPP編碼蛋白進行系統進化樹分析，從圖7 可知，FcSPP 蛋白與同為蕓香科柑橘亞科的甜橙（C.sinensis）、克萊門柚（C.clementina）的進化關系最近，首先聚為一支，與擬南芥、蘋果（Malus domestica）、蓖麻（Ricinus communis）、獼猴桃（Actinidia chinensis）等雙子葉植物聚為一個大分支，親緣關系較近，而與玉米、甘蔗（Saccharum officinarum）、水稻、大麥（Hordeum vulgare）等單子葉植物的親緣關系較遠。來源于雙子葉植物的SPP蛋白均聚為一大分支，來源于單子葉植物的劃分為另一大分支，表明單子葉植物和雙子葉植物的SPP 蛋白在進化過程出現了明顯的分化。為了進一步探究單子葉植物和雙子葉植物SPP 蛋白出現明顯進化變異的因素，本研究對供試的26 個SPP 蛋白分別進行了全序列和結構域序列的比對分析。比對結果顯示26 個SPP 蛋白的全序列比對平均相似度為72.06%，表明植物SPP 蛋白的氨基酸全長序列較為保守；而S6PP結構域的平均相似度高達82.03%，S6PP_C 保守結構域的平均相似度僅為53.94%，故推測S6PP_C 結構域的穩定性低于S6PP 結構域，該結構域序列上的突變是導致單子葉植物和雙子葉植物SPP蛋白的進化趨勢出現明顯差異的重要因素。

圖7 金柑與其他高等植物的SPP蛋白進化樹分析Fig.7 Evolutionary tree analysis of SPP proteins in higher plants and Fortunella crassifiolia Swingle

2.3 金柑FcSPP基因的原核表達與蛋白純化

將重組質粒pCZN1-FcSPP轉化至Arctic Express（DE3）感受態細胞中，經菌液PCR 驗證和陽性克隆菌株測序驗證，篩選成功插入表達載體的陽性重組菌株。以空載pCZN1 質粒的菌株為陰性對照，將陽性重組菌株和陰性對照菌株在最適IPTG 濃度0.2 mmol·L-1和15 ℃溫度誘導條件下進行培養，并對菌液和菌株破碎裂解后的上清液與沉淀進行SDS-PAGE電泳檢測。由圖8-A可知，陰性對照菌株誘導表達后菌液和未經誘導表達的重組菌株菌液在45 kDa 處均無明顯條帶，經誘導表達的重組菌株的菌液及其菌株破碎裂解后收集的上清液與沉淀均在45 kDa處有明顯蛋白條帶，其大小與預期FcSPP 重組蛋白條帶大小相符合，且收集的沉淀所顯示的條帶單一、明顯，表明重組蛋白主要以包涵體形式存在。隨后對收集的重組蛋白包涵體進行溶解、Ni 親和層析柱洗脫和PBS 溶液透析純化，經標準品分子量鑒定顯示FcSPP 純化蛋白的分子量為45.96 kDa（圖8-C），與生物信息學預測的分子量相近。

圖8 金柑FcSPP蛋白誘導表達與純化、鑒定Fig.8 Induced expression，purification，and identification of FcSPP protein in Fortunella crassifiolia Swingle

2.4 金柑FcSPP基因的表達分析

用qRT-PCR 檢測脆蜜金柑發育4 個時期即初果期（DAF15）、生長期（DAF60）、膨大期（DAF120）和成熟期（DAF180）的果肉組織中FcSPP基因表達量。如圖9所示，熔解曲線顯示目的基因FcSPP有一個特異峰，表明試驗所用引物具有較好的特異性，排除了引物二聚體、非特異性擴增產物對試驗結果的影響。定量數據分析結果顯示，在脆蜜金柑果實發育4 個時期FcSPP基因相對表達量呈逐步上升趨勢，果實膨大期、成熟期的基因表達量顯著高于果實發育初期和生長期（P＜0.05）。

3 討論

3.1 金柑FcSPP蛋白的結構特征

SPP 是生物體蔗糖生物合成途徑的末端酶，具有一個特征性的磷酸水解酶結構域，廣泛存在于光合細菌、藍藻、苔蘚、裸子植物和被子植物［25-27］，依據結構域種類可將SPP蛋白分為3種類型，低等植物如藍藻僅含有具備磷酸水解酶功能的S6PP 結構域（Ⅰ型： S6PP），高等植物含有S6PP 結構域和位于C 末端的S6PP_C 結構域（Ⅱ型： S6PP～S6PP_C），而細菌含有糖基轉移酶功能結構域和S6PP 結構域（Ⅲ型：GT～S6PP）［15，28］。本研究基于前期轉錄組測序數據，從脆蜜金柑果實中成功克隆到1個磷酸蔗糖磷酸酶基因FcSPP。生物信息學分析結果顯示，該基因編碼蛋白存在S6PP和S6PP_C這2個結構域，共含有37個潛在磷酸化位點，表明克隆基因編碼蛋白中含有發揮磷酸酶/水解酶催化功能的核心元件，屬于高等植物磷酸蔗糖磷酸酶家族成員。前人研究表明，大多數被子植物存在多個SPP異構體，且不同異構體編碼基因的表達隨植株發育、組織類型和環境信號的變化而變化［25］。在擬南芥［10］、水稻［11］、玉米［3］、小麥［12-13］等作物中均鑒定出多個SPP 異構體。本研究中僅克隆了1個磷酸蔗糖磷酸酶基因FcSPP，金柑是否還存在其他構型的磷酸蔗糖磷酸酶基因FcSPP有待進一步研究。

3.2 金柑FcSPP蛋白S6PP_C結構域序列變化的意義

不同植物物種的細胞內蔗糖代謝水平存在明顯差異，造成這種差異可部分歸因于SPP、SPS 等參與蔗糖生物合成的關鍵酶在細胞質內中的活性、穩定性、pH值的變化，而這些變化又由關鍵酶基因及其編碼蛋白的序列變化差異造成的［15］。前人研究認為，植物SPP的S6PP 結構域是由共同的細菌祖先通過基因分裂和融合進化而來，作為催化活性中心的S6PP結構域為維持其催化機制、空間結構折疊穩定的需求，在跨物種間的進化速率較低，而S6PP_C結構域在進化上形成的時間晚于S6PP 結構域，兩者的進化壓力存在較大差異，S6PP_C 結構域表現出較高的序列變化率［15，29］。本研究中金柑、擬南芥、水稻等17個物種的26個SPP蛋白，在系統進化樹中可劃分為單子葉植物和雙子葉植物兩大類，而這兩大類SPP 蛋白的S6PP_C 結構域的序列相似度明顯低于S6PP結構域，推測單子葉和雙子葉植物的SPP蛋白在進化上的進化速率與方向出現分化，主要來自于S6PP_C 結構域序列變化的影響。此外，Tomás等［10］將擬南芥SPP2 （Q9SJ66）蛋白的S6PP_C 結構域去除后，形成的單體酶且活性顯著低于完整的SPP2蛋白，并將藍藻（Synechocystissp.PCC 6803）SPP（僅含有S6PP 結構域）與去除了S6PP_C 結構域的擬南芥SPP2蛋白進行重組融合，經凝膠過濾和BiFC 分析發現S6PP_C 可促進融合蛋白的二聚化。推測植物SPP 蛋白的S6PP_C 結構域可能通過氨基酸殘基的變化影響SPP的空間結構，進而影響酶活力變化。

3.3 金柑FcSPP基因在果實發育不同時期的表達變化

擬南芥［10］、水稻［11］、玉米（Z.mays）［3］、小麥（T.aestivum）［12-13］、芒果（Mangifera indicaL.）［30］、辣椒（Capsicum annumm）［31］、橡膠樹（Hevea brasiliensis）［32］等植物中已鑒定的SPP基因表達模式研究顯示，該基因表達水平在植物不同組織和發育過程中存在明顯的變化。此外，前人研究表明植物中的SPP 活性與SPS 活性相似，兩者有可能相互結合形成一個多酶復合體，提高蔗糖-6-磷酸的合成速率，在蔗糖合成過程中發揮著重要作用［9-10］。本研究克隆的FcSPP基因，在金柑果實從初果期到成熟期的表達量呈現逐步上升趨勢，膨大期和成熟期的表達量顯著高于初果期和生長期，推測克隆的FcSPP基因可能參與調控了金柑果實中后期的糖代謝和分配過程，從而影響果實生長發育。但金柑的SPP和SPS基因編碼蛋白之間是否可形成復合體或存在互作關系尚需進一步研究。

4 結論

本研究從脆蜜金柑果肉中成功克隆到1 個磷酸蔗糖磷酸酶基因FcSPP，可在異源的大腸桿菌中順利誘導表達，為后期開展細胞工程制備SPP 蛋白酶提供了可用的目標基因。生物信息學預測了可能影響金柑FcSPP 蛋白催化效率的10 個活性殘基位點D（Asp-15）、L（Leu-16）、D（Asp-17）、H（His-18）、T（Thr-19）、T（Thr-51）、K（Lys-176）、G（Gly-201）、D（Asp-202）和D（Asp-206）；系統進化分析表明負責SPP 蛋白二聚化作用的S6PP_C 結構域的堿基突變頻率較高，對SPP 蛋白的酶活力變化具有重要影響。故而后期開展金柑FcSPP基因的基因編輯等工程研究中，應重點關注上述活性位點和結構域序列堿基突變區域。