








摘要: 【目的】研究鎘(Cd) 脅迫下不同濃度過氧化氫(H2O2) 對水稻幼苗生長、根系發育及活性氧、Cd 含量的影響,闡明H2O2 在水稻Cd 耐受和吸收分配中的作用機理。【方法】采用水培試驗方法,供試材料為粳型水稻(Oryza sativa L.,ZH11)。在水稻營養液中添加10 μmol/L CdCl2 進行Cd 脅迫,同時分別添加0、20、80 μmol/LH2O2 溶液,以正常營養液培養為對照(CK)。處理1 天后取根系鮮樣測定水稻幼苗內源H2O2、超氧陰離子含量;處理30 天后,測定水稻幼苗倒二葉的SPAD 值、株高、根系形態、干物質重、Cd2+含量,提取根表鐵膜及亞細胞組份。為驗證外源H2O2 在Cd 脅迫中的作用,設置了H2O2 清除劑碘化鉀(KI) 添加試驗,對水稻幼苗進行10 μmol/L CdCl2+20 μmol/L KI 和20 μmol/L KI 處理。處理20 天時,測定水稻幼苗倒二葉的SPAD 值和株高。從CK 和10 μmol/L CdCl2、10 μmol/L CdCl2+20 μmol/L H2O2 處理1 天的水稻根中提取總RNA。【結果】Cd 脅迫下,水稻生長受到抑制,外源添加H2O2 顯著緩解了水稻Cd 脅迫,且隨著濃度增加緩解效果減弱,但添加KI 加劇Cd 脅迫造成的抑制作用。20 μmol/L H2O2 處理下,水稻株高較無H2O2 處理增加了35.1%,倒二葉SPAD 值提高了50.5%,地上部和根部干重分別顯著提高227.1% 和339.0%,根系形態參數(總根長、根表面積、根體積、根尖數) 顯著增加。Cd 脅迫導致水稻幼苗根中超氧陰離子含量顯著增加,外源添加H2O2 可以顯著降低超氧陰離子含量。外源H2O2 通過下調OsNRAMP5 的表達水平,降低水稻對Cd 的吸收,根和地上部中Cd 離子含量均顯著下降。此外,H2O2 處理促進水稻根表鐵膜的形成,吸附較多的Cd 離子在根表,抑制了Cd 從根表向根內的轉移。在根內,H2O2 處理上調了果膠的合成和果膠甲酯酶基因表達水平,促進了細胞壁中Cd 的區隔化,降低了細胞質中Cd 含量,從而減輕Cd 的細胞毒性。【結論】外源添加適宜水平的H2O2 可降低O+2造造成的氧化損傷,同時下調OsNRAMP5 的表達水平,減少水稻對Cd 的吸收。外源H2O2 還可促進水稻根表形成鐵膜,抑制Cd2+從根表向根內的轉移,促進細胞壁中Cd 的區隔化,干擾細胞質中Cd 的移動,從而減輕Cd 的細胞毒性,提高水稻抗Cd 脅迫能力。但外源高水平H2O2 緩解水稻Cd 脅迫的效果大幅減弱,這可能與其抑制根表鐵膜的形成有關。
關鍵詞: 水稻; 活性氧; 過氧化氫; 鎘吸收; 細胞壁修飾
鎘(Cd) 不是植物生長發育所必需的元素,但其易被根系吸收并向地上部運輸積累[1]。植物地上部積累的Cd 通過食物鏈進入人體,危害人體健康導致多種疾病[2]。植物積累的Cd 會增大細胞膜的通透性,降低葉綠素和類胡蘿卜素含量及抗氧化酶活性,導致植物光合作用減弱,植株生長受抑制[3?6]。Cd 主要通過破壞生物分子官能團和電子傳遞鏈導致活性氧(reactive oxygen species, ROS) 的積累,造成細胞結構損傷、膜脂質過氧化,嚴重時導致植物死亡[7?8]。
Cd 與其他植物必需的微量金屬元素具有相似的理化性質,主要通過其他必需金屬元素(如Fe2 +、Mn2+和Zn2+) 的轉運蛋白進入植物根系 [9]。OsIRT1 在根系中受缺鐵誘導表達,促進Cd 的吸收和轉運[10]。OsNRAMP1 參與水稻對Cd 的吸收和運輸[ 1 1 ? 1 2 ]。OsNRAMP5 是一個參與水稻根系Cd 和錳(Mn) 吸收的轉運蛋白,敲除之后能減少水稻對Cd 的吸收[13?14]。OsCd1 屬于MFS 超家族轉運蛋白,是水稻根系Cd吸收的主要促進因子,參與水稻籽粒Cd 積累[15]。
根對Cd 的耐受和積累與Cd 和細胞壁結合的能力密切相關[16]。研究表明,細胞壁通過阻止Cd 進入根細胞來提高植物對Cd 的耐受性[17]。細胞壁主要由纖維素、半纖維素和果膠組成,其中果膠是細胞壁與重金屬結合的主要成分[18?19]。細胞壁中的果膠甲酯酶(PME) 可以水解果膠中的甲酯基,釋放甲醇并降低甲酯化程度,增加游離羥基(―OH) 和羧基(―COOH)的數量,從而有助于結合更多的Cd 離子[20?21]。
過氧化氫(H2O2) 是ROS 代謝的產物,它既是一種強氧化劑,對體內正常分子產生破壞作用,同時它也是重要的信號分子,調控植物的生長和環境適應性[22?23]。植物體內ROS 爆發產生的H2O2 是植物病原體防御反應和植物適應非生物脅迫的重要信號[24?25]。H2O2 在低濃度水平時作為信號分子,促進種子萌發、氣孔開放,提高葉綠素含量,延緩衰老[26],改善植物在逆境脅迫下的生長發育情況和抗氧化防御能力[27]。干旱和鹽脅迫下,H2O2 預處理提高了植物細胞內過氧化氫酶(CAT)、抗壞血酸過氧化物酶(APX) 等的活性,從而提高了植物對滲透脅迫的耐受性和抗鹽脅迫能力[28?29]。低溫脅迫下,H2O2 (0.1 mmol/L) 處理提高了CAT、超氧化物歧化酶(SOD) 的活性,促進了番茄植株的生長和光合效率,保護植物免受低溫脅迫[30]。
在重金屬脅迫中,H2O2 通過增強過氧化物酶(POD)、CAT、SOD 和APX 等抗氧化酶的活性,減少活性氧的積累來保護水稻的光合活性免受砷(As)毒害[31],提高番茄對銅(Cu) 脅迫的耐性[27]。鋁(Al)脅迫下,外源低濃度H2O2 作為信號分子,通過抑制H2O2 合成相關酶的活性,降低細胞壁中H2O2 含量,從而減少木質素的沉積以及鋁離子在水稻根尖的積累,緩解鋁毒引起的木質化作用[32?33]。大量的研究發現,Cd 脅迫導致植物體內積累大量的ROS,造成植物細胞受到氧化損傷。外源添加低濃度H2O2 可以提高脅迫環境下植物的抗氧化脅迫能力,然而關于外源H2O2 處理緩解Cd 毒害及影響植物對Cd 吸收、轉運的報道較少。
本研究通過水培研究了Cd 脅迫下外源H2O2 對水稻(Oryza sativa L.,ZH11) 幼苗生長、細胞脂膜過氧化、細胞Cd 吸收轉運特征的影響,探討外源H2O2 緩解水稻幼苗Cd 毒性的機制,為水稻的安全高效生產提供理論和技術參考。
1 材料與方法
1.1 供試材料和試驗設計
試驗材料為水稻“中花11 號”(Oryza sativa L.,ZH11)。水稻種子在0.05% (V/V) 的咪鮮胺中破除休眠14 h,用自來水沖洗干凈,置于去離子水中在37℃ 黑暗條件下浸泡,24 h 后將種子放置在濕潤的信封袋中進行催芽。將露白發芽的水稻種子播于含水稻營養液的96 孔塑料板中,置于植物生長溫室中正常培養。幼苗長至1 葉1 心時,挑選長勢整齊、形態良好的幼苗進行水培。將莖底部用裁剪好的海綿小心包住并固定于育苗板上,定植于裝有6 L 營養液(pH=5.8) 的8 L 水培盆中,盆外圍裹黑色膠帶以減少營養液中藻類生長。將水培盆置于溫室中培養,保持相對濕度60%,恒溫26℃,光照周期為16 h 光照、8 h 黑暗,光照強度300 μmol/(m2·s) 的生長環境,每3 天更換1 次營養液。
幼苗培養至2 葉1 心時進行處理,以正常營養液培養為對照,記為CK;6 L 的營養液中加入600 μL濃度為100 mmol/L 的CdCl2 溶液,營養液中CdCl2的終濃度為10 μmol/L,記為Cd;在CdCl2 脅迫下外源添加20、80 μmol/L H2O2,添加方式為:分別在6 L的營養液中加入1200、4800 μL 濃度為100 mmol/L的H2O2 溶液(現配現用),營養液中H2O2 的終濃度分別為20、80 μmol/L,分別記為20 H2O2、80 H2O2。處理1 天后取根系鮮樣測定水稻幼苗內源H2O2 和O-2含量;處理30 天后測定水稻植株高度、生物量、Cd 離子含量等指標,選擇倒二葉測定SPAD 值。
為驗證H2O2 在Cd 脅迫中的作用,設置了H2O2清除劑碘化鉀(KI) 添加試驗[ 3 4 ],對水稻幼苗進行10 μmol/L CdCl2+20 μmol/L KI 和20 μmol/L KI 處理,6 L 的營養液中加入1200 μL 濃度為100 mmol/L的KI 溶液,營養液中KI 的終濃度為20 μmol/L,處理20 天時測定株高和倒二葉的SPAD 值。
轉錄組樣品制備:水稻在正常條件下培養3 天后,進行10 μmol/L CdCl2、10μmol/L CdCl2+20 μmol/LH2O2 處理,以僅營養液培養為對照。處理1 天后取大小相對一致的根系置于液氮中,一個根系為1 個生物學重復,設置3 個生物學重復。
1.2 生長指標的測定
用直尺測量幼苗莖基部至頂端葉尖的長度,即為株高。選取水稻幼苗完全展開的倒二葉,利用SPAD儀(SPAD-502 Chlorophyll Meter Model, Konica Minolta,Japan) 測定葉片SAPD 值。選取7 株完整的水稻幼苗植株,采用根系掃描儀器(MRS-9600TFU2L, MICROTEK,China) 和萬深LA-S 根系圖像分析系統分別對根系總長、根系表面積、根體積和根尖數進行掃描分析,測定根系形態。用純水清洗根系3 次,吸水紙吸干根系表面水分后,將地上部和根部分別放入信封中進行105℃ 殺青30 min,75℃ 烘干至恒重,得到地上部、根部干重。
1.3 水稻幼苗根部抗氧化系統相關指標測定
H2O2 使用過氧化氫含量檢測試劑盒(Abbikne,USA) 檢測,超氧陰離子( ) 使用超氧陰離子含量試劑盒(Abbikne, USA) 檢測。水稻幼苗根鮮樣加入提取液進行冰浴勻漿,離心后取上清液待測,按照試劑盒實驗步驟進行操作。
1.4 根表鐵膜的提取和測定
根表鐵膜的提取采用連二亞硫酸鈉?檸檬酸鈉?碳酸氫鈉提取法(DCB 法)。取整株根系用去離子水清洗3 次,并用紙吸干表面水分,然后將根系浸沒于45 mL 的DCB 提取液中(包含40 mL 的0.27 mol/L檸檬酸鈉,5 mL 的0.11 mol/L 碳酸氫鈉,3 g 連二亞硫酸鈉)[35]。在25℃、180 r/min 的條件下振蕩3 h 后過濾,稀釋后用ICP 質譜儀(NexION 350X, Perkin-Elmer, America) 測定離子含量。同時上述的根系用去離子水清洗3 次,烘干至恒重,稱重。鐵膜離子濃度=鐵膜的離子含量/根干重,根表向根內的Cd2+轉移系數=根內Cd2+含量/根表Cd2+含量。
1.5 離子含量的測定
將地上部和去除鐵膜后的根部烘干樣粉碎,加入HNO3∶HClO4 (5∶1, V/V) 混合溶液消化,定容稀釋一定倍數后用ICP-MS 質譜儀(NexION350X,PerkinElmer, America) 測定Cd 離子含量[36]。根向地上部的Cd2+轉移系數=地上部Cd2+含量/根內Cd2+含量。
1.6 亞細胞組分的提取
采用差速離心法提取亞細胞組分[37]。提取液成分包含二硫蘇糖醇(DTT) 1 mmol/L,蔗糖250 mmol/L,Tris-HCl (pH=7.5)。將0.5 g 水稻鮮樣加入8 mL 提取液進行冰浴勻漿。得到的勻漿以6000 ×g 離心10 min,殘渣組成為細胞壁,濾液以20000 ×g 離心45 min,所得顆粒為細胞器,濾液為可溶性部分。所有步驟均在4℃ 下進行,兩次離心的沉淀都烘干稱重。以HNO3∶HClO4 (5∶1, V/V) 混合溶液消煮各部分,隨后定容稀釋,待測。
1.7 果膠的提取及糖醛酸含量的測定
果膠的提取參照Yang 等[38]的方法,取0.01 g 冷凍干燥的細胞壁放入離心管中,加入含有1.5 mL 0.1%NaBH4 (pH=4) 的0.5% 醋酸銨緩沖液,在沸水浴中煮1 h,13200 r/min 離心10 min,取上清液于干凈的離心管中,重復此步驟1 次,合并兩次所得上清液即為果膠成分。采用硫酸?苯酚比色法測定果膠糖醛酸含量[39]。取600 μL 果膠提取物加入3 mL 的98%H2SO4 (含0.0125 mol/L Na2B4O7),100℃ 水浴5 min。冷卻至室溫后,加入60 μL 的0.15% 間羥基聯苯(用0.5% NaOH 溶解),室溫、黑暗條件下反應30min。在520 nm 處測定吸光度,果膠濃度用半乳糖醛酸當量表示。
1.8 轉錄組測序及數據分析
總RNA 的提取使用RNAiso? Plus 試劑(TakaraBio, Japan),從CK、10 μmol/L CdCl2、10 μmol/LCdCl2+ 20 μmol/L H2O2 處理1 天的根中提取。測序平臺使用Illumina Hi Seq 2500 平臺上的轉錄組測序(Denovo Biotechnology Co, USA)。使用TopHat 2.0.8將干凈的讀數映射到水稻參考基因(RGAP 7.0),并使用每千個堿基的轉錄每百萬映射讀取的碎片(FPKM)方法對基因表達水平進行標準化處理。差異表達基因為錯誤發現率(1 discovery rate, FDR) 小于0.05且差異表達倍數(fold change,FC) 大于2 的基因。
1.9 數據處理
試驗采用完全隨機設計,重復3 次。試驗數據使用 Microsoft Excel 2010 進行整理,利用SPSS 26.0(Chicago, America) 軟件進行單因素方差分析 (onewayANOVA),用Duncan 檢驗(Plt;0.05 為差異顯著) 進行處理間的差異顯著性分析,柱狀圖采用Graph Pad Prism 8.0.2 制作,熱圖采用聯川生物云平臺制作。
2 結果與分析
2.1 Cd 脅迫下外源H2O2 對水稻幼苗生長和生物量的影響
如圖1 所示,Cd 脅迫強烈抑制了水稻生長。Cd 處理下水稻株高、SPAD 值、地上部干重、根干重相對于CK 顯著降低(Plt;0.05)。而外源添加H2O2后緩解了Cd 對水稻生長發育的抑制作用。與Cd 脅迫的水稻相比,H2O2 處理顯著提高了水稻幼苗的株高,增幅為13.7%~35.1%,倒二葉的SPAD 較Cd脅迫下提高了50.5%~165.9%。不同濃度H2O2 下植株地上部和根部干重較Cd 脅迫下均提高,但影響程度不一致,20 μmol/L H2O2 處理下地上部和根部干重顯著提高,增幅分別為227.1%~339.0%;而80 μmol/L H2O2 處理影響不顯著。
2.2 添加H2O2 清除劑(KI) 對水稻生長的影響
單獨添加K I 處理的水稻幼苗株高顯著低于CK 處理但高于Cd 脅迫處理,SPAD 差異不顯著,說明抑制水稻體內H2O2 的產生會抑制水稻幼苗的生長。Cd 脅迫下,添加H2O2 清除劑進一步顯著降低了水稻幼苗株高和SPAD 值(圖2,Plt;0.05)。
2.3 Cd 脅迫下外源H2O2 對水稻幼苗根系形態的影響
由圖3 可以看出,Cd 脅迫下,水稻根系發育受到抑制,總根長、根表面積、根體積、根尖數相較于CK 顯著下降(Plt;0.05)。20 μmol/L H2O2 處理下總根長、根表面積、根體積、根尖數較Cd 處理顯著提高(Plt;0.05),而80 μmol/L H2O2 處理下僅總根長顯著提高,其他指標沒有顯著變化(圖3)。說明外源添加低濃度H2O2 可以改變水稻幼苗的根系形態,減輕Cd 毒害。
2.4 Cd 脅迫下外源H2O2 對水稻內源H2O2 和含量的影響
由圖4 可知,與CK 相比,Cd 脅迫下水稻幼苗根部中O-2含量顯著提高(Plt;0.05),H2O2 含量沒有顯著差異。外源添加20 μmol/L H2O2 后,內源H2O2 和O-2含量較Cd 脅迫下顯著下降,特別是O-2含量下降了34.2%。在80 μmol/L H2O2 水平下,O-2含量較Cd脅迫下顯著降低,降幅為29.6%,而H2O2 含量沒有顯著變化。
2.5 Cd 脅迫下外源H2O2 對水稻Cd 吸收、運輸的影響
如圖5-A 所示,外源添加H2O2 后水稻幼苗根中的Cd 離子含量較Cd 脅迫下顯著降低(Plt;0.05),降幅為31.2%~34.5%。同時,地上部中的Cd 離子含量在添加H2O2 之后也較Cd 脅迫下顯著降低,降幅為24.2%~39.2% (圖5-B)。但H2O2 對Cd 轉移系數沒有顯著影響(圖5-C)。說明外源添加H2O2 可能通過影響水稻幼苗根部對Cd 離子的吸收來降低根部和地上部中的Cd 離子含量,不影響根部Cd 向地上部的轉移。
2.6 Cd 脅迫下外源H2O2 對水稻Cd 吸收基因的影響
如圖6 所示,轉錄組數據表明,Cd 脅迫下OsIRT1、OsNRAMP1 和OsNRAMP5 的表達水平較CK 處理顯著下降,而OsCd1 的表達水平顯著提高(Plt;0.05)。外源添加H2O2 后,OsIRT1 的表達水平較Cd 脅迫下顯著提高,而OsCd1 和OsNRAMP5 的表達水平較Cd 脅迫下顯著下降,OsNRAMP1 的表達水平沒有受到影響。以上結果表明H2O2 調控了Cd 轉運蛋白基因的表達水平,特別是抑制了Cd 吸收關鍵轉運蛋白基因OsNRAMP5 的表達水平。
2.7 Cd 脅迫下外源H2O2 對水稻根表鐵膜形成的影響
外源添加H2O2 后,水稻根表出現明顯的黃色鐵膜(圖7-A)。外源添加20、80 μmol/L H2O2 的根表Cd 濃度均顯著高于Cd 處理(圖7-B);20 μmol/LH2O2 處理根表Fe 濃度顯著高于Cd 處理,而80 μmol/LH2O2 處理與Cd 處理無顯著差異(圖7-C)。Cd 從根表向根內的轉移系數在外源添加H2O2 之后顯著降低(圖7-D)。說明H2O2 能促進根表鐵膜的形成,增強對Cd 的吸附能力,因而抑制了其向根內的轉移。
2.8 外源H2O2 對水稻幼苗根部亞細胞組分Cd 濃度的影響
為探究Cd 的亞細胞分布,將水稻根部進行分級提取細胞壁、細胞器、可溶性部分,并測定各部分的Cd2+濃度。Cd 脅迫下,外源添加H2O2 后,細胞壁、細胞器和可溶性部分中的Cd2+濃度均顯著降低(圖8-A~C,Plt;0.05)。Cd 脅迫下,Cd 離子大量積累在可溶性部分中,其次是細胞壁、細胞器,添加20 μmol/L H2O2 之后,可溶性部分中Cd 占比降低,而細胞壁中的Cd 占比顯著增加(圖8-D)。
2.9 外源H2O2 對細胞壁果膠糖醛酸和果膠甲酯酶基因的影響
果膠是細胞壁結合Cd 的主要成分,為了探究外源H2O2 對細胞壁果膠濃度的影響,對細胞壁進行分級提取,測定果膠糖醛酸濃度。Cd 處理下,細胞壁中的果膠糖醛酸濃度與對照組相比沒有顯著差異,而外源添加H2O2 之后,細胞壁果膠糖醛酸的濃度較Cd 脅迫下顯著升高(圖9-A),說明外源H2O2 促進了果膠的合成。為了探究H2O2 對水稻根系細胞壁果膠甲酯酶和擴展蛋白的合成是否有影響,對相關基因進行分析。如圖9-B 所示,Cd 脅迫下,外源添加H2O2后,顯著上調了 OsPME14、OsPME40、 OsEXPA3、OsEXPA8、OsEXPA10 的表達水平。說明H2O2 通過上調果膠甲酯酶表達水平,促進果膠的去甲酯化作用;而擴展蛋白的表達水平在H2O2 處理下也顯著提高,說明擴展蛋白可能參與了水稻細胞壁的修飾過程。
3 討論
ROS 是植物有氧代謝的副產物,但同時也作為信號物質控制植物的生長過程[22]。重金屬脅迫導致ROS 大量積累,從而破壞細胞膜、葉綠體的結構,引起脂質過氧化,破壞植物正常的生理生化環境[40?41]。ROS 有多種類型,包含了O-2H2O2、單線態氧和羥基自由基[42]。O-2的化學性質活潑,具有很強的氧化能力,通常對植物細胞膜造成氧化損傷,引起核酸及蛋白質變性[ 4 3 ]。H2O2 是一種氧化性較弱的活性氧,高濃度時會導致細胞氧化損傷,而低濃度的H2O2 處理則可以改善植物幼苗的生長狀況、根系形態、光合能力和代謝狀態,緩解逆境脅迫產生的生長抑制[27, 44?45]。本研究結果表明,外源添加H2O2 有效緩解Cd 脅迫對水稻幼苗的生長抑制和葉片失綠,提高水稻幼苗的株高、根和地上部干重(圖1),在20 μmol/L H2O2 處理下,水稻幼苗的根長、根表面積、根體積和根尖數均顯著提高;80 μmol/L H2O2 水平下,除根長外其他指標沒有顯著變化(圖3)。以上結果表明外源添加低濃度的H2O2 可以緩解Cd 的毒害作用,而高濃度H2O2 的緩解效果不顯著,這可能是由于H2O2 具有信號和氧化性的雙重作用。
低濃度的H2O2 作為信號分子,通過提高抗氧化酶的活性,減少細胞氧化損傷,提高植物對非生物脅迫的耐受力[28?29]。本研究中,與對照相比,Cd 脅迫誘導了O-2的產生,表明細胞出現了氧化脅迫。外源添加20 μmol/L H2O2 后,O-2含量顯著降低(圖4-B),說明外源H2O2 可以緩解水稻根系細胞膜過氧化程度,且低濃度H2O2 效果更好。Cd 脅迫下添加H2O2清除劑后,水稻幼苗的生長受到嚴重抑制(圖2),可能是由于H2O2 清除劑降低了抗氧化酶活性,導致O-2的積累。在植物受到非生物脅迫時,外源低濃度H2O2 可能通過增強SOD、APX、CAT 等抗氧化脅迫相關酶活性,降低內源活性氧的積累;而添加H2O2抑制劑會抑制植物中APX、CAT 等酶的活性,降低植物對脅迫環境的抗性[46?48]。
OsNRAMP5 是介導水稻根系吸收Cd 的主要轉運蛋白[49]。本研究中,Cd 脅迫下外源添加H2O2 后顯著抑制了OsNRAMP5 的表達水平,導致水稻對Cd 的吸收減弱,根和地上部中Cd 離子含量均顯著下降(圖5-A、B,圖6-D)。此外,外源添加H2O2 促進水稻根系表面形成鐵膜, 根表F e 濃度顯著提高,OsIRT1 的表達上調(圖6-A,圖7-C)。有研究表明鐵膜的形成會誘導水稻的缺鐵響應,上調OsIRT1 的表達水平[50],與本試驗結果一致。鐵膜是由于水稻泌氧在根表形成的鐵氧化物,由于其疏松多孔的特性和富含羥基等多種官能團,具有阻滯有害金屬離子進入根系的屏障作用[51]。Cd 脅迫下,水稻根表形成的鐵膜可以有效地把Cd 阻擋在根外,減少根系對Cd的吸收,降低Cd 毒害[52?53]。本研究結果表明,H2O2處理提高了根表Cd 的濃度,根表向根內的Cd2+轉移系數較Cd 脅迫下顯著降低(圖7-B、D)。因此,H2O2 促進了根表鐵膜的形成,將較多的Cd 離子吸附在根表面[36],從而降低了根系對Cd 離子、鐵離子的吸收。
細胞壁對Cd 的區隔化是植物降低細胞Cd 毒性的重要途徑,本研究中,外源H2O2 處理降低了水稻根系可溶性部分中的Cd 含量占比,將更多的Cd 固定在細胞壁中(圖8),從而減輕了細胞質中Cd 的毒害作用。研究表明,H2O2 促進水稻根系細胞壁果膠的生物合成和去甲基化,釋放細胞壁果膠與Cd 結合的相關基團,從而增強水稻根系細胞壁與Cd 的結合能力,降低根系Cd 的毒害[54?55]。本研究中,外源H2O2 顯著提高了細胞壁果膠糖醛酸的含量(圖9-A)。果膠甲酯酶 (PME) 通過水解果膠中的甲酯基,降低果膠的甲酯化程度[20]。有報道指出,OsPME12參與了鋁誘導的細胞壁修飾[56]。擴展蛋白 (EXPA) 是一種引起植物細胞壁松弛的蛋白質,在植物細胞伸展及細胞壁修飾的生命活動中起著關鍵作用[57]。本研究中外源添加H2O2 后,與果膠去甲酯化相關基因OsPME14、OsPME40 及與細胞壁修飾相關的細胞壁松弛蛋白基因OsEXPA3、OsEXPA8、OsEXPA10 的表達水平上調 (圖9-B)。因此,H2O2 通過促進細胞壁果膠的合成和去甲酯化作用,提高了細胞壁對Cd 的結合能力。
4 結論
Cd 脅迫導致水稻體內產生大量O-2,造成水稻幼苗生長抑制。外源添加適宜水平H2O2 可降低O-2造成的氧化損傷,同時下調OsNRAMP5 的表達水平,減少水稻對Cd 的吸收。外源H2O2 還可促進水稻根表形成鐵膜,抑制Cd2+從根表向根內的轉移,促進細胞壁中Cd 的區隔化,干擾細胞質中Cd 的移動,從而減輕Cd 的細胞毒性,提高水稻抗Cd 脅迫能力。但外源高水平H2O2 緩解水稻Cd 脅迫的效果大大減弱,可能與其抑制根表鐵膜的形成有關。
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基金項目:國家自然科學基金項目(32172669);湖南省教育廳重點項目(22A0157)。