肺炎克雷伯菌毒力因子與耐藥機制及其相互影響

摘要：肺炎克雷伯菌是一種革蘭陰性病原體，常見于社區和醫院感染，可引發肺炎、眼內炎和肝膿腫。肺炎克雷伯菌可分為經典型和高毒力型。高毒力肺炎克雷伯菌具有更多種類和數量的毒力因子，能夠造成更嚴重的傷害。最初認為高毒力肺炎克雷伯菌對抗菌藥物的治療較為敏感，但隨著抗生素時代的到來，濫用抗生素導致肺炎克雷伯菌出現了耐藥性，給臨床治療帶來了巨大挑戰。細菌獲得耐藥性通常包括以下兩種途徑：耐藥基因決定簇的水平轉移和自身耐藥相關基因的突變/缺失。這種獲得耐藥性的途徑通常伴隨細菌致病性的變化。本綜述主要介紹肺炎克雷伯菌的毒力因子和耐藥機制，并綜合探討兩者之間的相互影響，為肺炎克雷伯菌的防治提供理論依據和思路。

關鍵詞：肺炎克雷伯菌；毒力因子；耐藥機制；致病機理；耐藥進化策略

中圖分類號：R978.1 文獻標志碼：A

Virulence factors and drug resistance mechanism of Klebsiella pneumoniae and their interaction

Nie Zihan1，2，" Xiao Lisheng1，" Zhao Xilin1，" and Niu Jianjun1，2

（1 State Key Laboratory of Molecular Vaccinology and Molecular Diagnostics， School of Public Health， Xiamen University， Xiamen 361102; 2 Zhongshan Hospital Affiliated to Xiamen University， Xiamen 361004）

Abstract Klebsiella pneumoniae is a Gram-negative pathogen commonly associated with community and nosocomial infections that can cause pneumonia， endophthalmitis and liver abscesses. Klebsiella pneumoniae can be divided into classic and highly virulent types. Highly virulent Klebsiella pneumoniae has a greater variety and quantity of virulence factors and is capable of causing more severe damage. It was initially believed that highly virulent Klebsiella pneumoniae was more sensitive to antibacterial drug treatment. However， with the advent of the antibiotic era， the misuse of antibiotics has led to the emergence of drug resistance in Klebsiella pneumoniae， which has brought huge challenges to clinical treatment. Bacteria usually acquire drug resistance by the following two ways： Horizontal transfer of drug resistance gene determinants and mutation/deletion of their own resistance-related genes. This acquisition of resistance is often accompanied by changes in bacterial pathogenicity. This review mainly introduced the virulence factors and drug resistance mechanisms of Klebsiella pneumoniae， and comprehensively discussed the interaction between the two to provide a theoretical basis and ideas for the prevention and treatment of Klebsiella pneumoniae.

Key words Klebsiella pneumoniae; Virulence factor; Resistance mechanism;" Mechanism of pathogenesis; Strategy of evolution of drug resistance

肺炎克雷伯菌（Klebsiella pneumoniae，Kp）是腸桿菌目克雷伯菌屬中一類條件致病菌。感染病灶中常見黏液滲出，是社區和醫院感染中常見且重要的病原菌之一。肺炎克雷伯菌可分為經典肺炎克雷伯菌（classic Klebsiella pneumoniae， cKp）和高毒力肺炎克雷伯菌（hypervirulent Klebsiella pneumoniae， hvKp）。hvKp的致病性和傳播能力較cKP更強，同時hvKp往往具有特別的高黏液表型，但不能僅憑此來區分兩種病原體。現有的鑒別方法主要從一些重要的生物標志（iroB、iucA、prmpA和prmpA2） 等方面進行聯合鑒定，其特異性超過95%[1]。hvKp的患病率與病死率關系密切，hvKp侵襲性綜合征患者的死亡率在3%～31%之間[2]。高黏性Kp菌血癥患者的死亡率大于35%，造成了嚴重的公共衛生危害[3]。及早使用抗生素治療是有效的抗菌手段。然而，隨著全球范圍內抗生素濫用，多重耐藥肺炎克雷伯菌（multidrug resistant Klebsiella pneumoniae， MDR-Kp）也開始出現，為人類醫療健康服務帶來了巨大負擔。并且，抗生素耐藥還增加了患者的病死率[4]。起初，MDR-Kp與hvKp關聯不大，一些研究室發現Kp獲得多耐藥表型的同時往往伴隨致病性的降低[5]。然而，隨著多重耐藥高毒力肺炎克雷伯菌（multidrug resistant highly virulent Klebsiella pneumoniae， MDR-hvKp）的出現，它在世界范圍內不斷傳播，給公共衛生來了極大壓力。本文總結了Kp獲得性耐藥的機制和主要的毒力因子（圖1），并探討了兩者之間的聯系，旨在為Kp的治療提供思路。

1 Kp主要的毒力因子

1.1 莢膜（capsule）

莢膜是Kp細胞壁外包裹著的一層松散的高親水性黏液狀物質，由多糖類物質組成。其中主要成分包括己糖或甲基戊糖和糖醛酸等。莢膜的存在對于Kp的毒力維持是必不可少的[6]。早期研究發現莢膜與Kp的高黏度表型有關，但這種說法存在不準確之處。一項研究指出rmpC突變體雖然莢膜合成減少，但高黏度表型依然存在[7]。莢膜多糖是Kp的表面抗原和K抗原。根據K抗原，Kp可分為K1-K78型，其中K1和K2型Kp一般具有較高毒力[8]。

當Kp感染宿主時，莢膜可通過多種機制來抵抗宿主的免疫應答。例如，莢膜可以形成纖維狀結構覆蓋在細菌表面，從而有效地抵抗寄主免疫細胞的吞噬和抗菌肽的殺傷。此外，莢膜的黏性特質也使得細菌體彼此黏連或黏附于物體表面，提高了細菌的定植能力。此外，當細菌直接接觸到環境中的有害物質時，莢膜可以抵抗它們的直接損害作用，或者利用其高親水性來抵抗缺水環境。此外，當細菌缺乏營養物質時，它們會通過自身裂解來提供碳源和氮源，以支持自身的生長和發育。莢膜多糖賦予的保護作用更依賴于多糖的厚度而不是多糖的化學成分[9]。莢膜的厚度可以直接影響抗菌藥物進入Kp的能力，從而影響細菌對藥物的敏感性。此外，莢膜的產生會影響Kp的膜通透性，進而間接影響其對藥物的敏感性。調控莢膜合成的基因位于染色體的莢膜多糖合成（capsular polysaccharide synthesis， cps）區域，包括3個啟動子：galF，wzi和manC。在Kp中，調控莢膜形成量的基因主要有莢膜合成基因A（regulator of capsular polysaccharide synthesis A，rcsA）、莢膜合成基因B（rcsB）、黏液表型調節因子A（regulator of the mucoid phenotype A，rmpA）、黏液表型調節因子C（rmpC）、黏液相關基因A（mucoviscosity-associated gene A，magA）以及克雷伯菌毒力調節因子A（Klebsiella virulence regulatory factor A，kvrA）、克雷伯菌毒力調節因子B（kvrB）。此外，莢膜生產過程需要一種重要的轉錄因子rfaH，它通過抑制轉錄終止來激活cps操縱子。富馬酸鹽硝酸鹽還原調節劑（fumarate nitrate reduction regulator，fnr）是一種氧響應性轉錄調節劑，活化的Fnr抑制rmpA的轉錄，并減少Kp表面莢膜多糖的含量。莢膜多糖的生物合成與環境中可用的鐵元素有關。鐵元素的攝取調節劑Fur抑制了負責莢膜合成的RmpA和RcsA蛋白的表達。此外，Fur在結合到啟動子區域上時直接抑制了非編碼RNA ryhB的轉錄，以1種不依賴 RmpA和RcsA的方式減少莢膜形成。最后，cAMP受體蛋白（cAMP receptor protein， CrP）通過直接相互作用降低了cps的表達，該基因編碼的蛋白質對manC和wzi啟動子也起到了調控作用。

1.2 鐵載體（siderophore）

鐵離子是細菌生長代謝所必需的元素，但細胞外液中鐵離子有限且細菌本身無法產生鐵離子。這增加了細菌獲取鐵離子的困難。通常，細菌通過合成一種名為鐵載體的蛋白來獲取鐵離子。鐵載體被分泌到細菌外，從環境中攝取游離的鐵離子，并將其運送回細菌內。與宿主分泌的脂質運載蛋白-2 （lipocalin-2，LCN2）相比，鐵載體更具有鐵離子親和力。這使得Kp能夠突破宿主的營養封鎖，確保在宿主體內定殖和傳播[10]。hvKp中表達了4種鐵載體，分別是腸桿菌素、氣桿菌素、耶爾森桿菌素和沙門菌素。腸桿菌素和耶爾森桿菌素在hvKp和cKp中均可檢測到，而氣桿菌素和沙門菌素主要存在于hvKp中[11]。鐵載體的作用涉及感染部位和嚴重程度，其致病功能超出了僅僅獲取鐵的范圍。

1.2.1 腸桿菌素（enterobactin）

腸桿菌素是1種鄰二苯酚鹽型鐵載體。它含有3個兒茶酚環，存在于cKp和hvKp中。腸桿菌素是4種鐵載體中對鐵離子親和力最強的，因此在hvKp中起著重要的作用。然而，與其他3種鐵載體相比，腸桿菌素會受到宿主分泌的脂質運載蛋白-2的抑制[12]。在Kp中，腸桿菌素的生物合成所需基因位于entABCDEF基因簇上。而fepABCDG基因簇編碼介導其轉運所需蛋白質，其中fepA是特異性編碼腸桿菌素受體的基因。

1.2.2 沙門菌素（salmonellin）

沙門菌素是腸桿菌素的C-葡萄糖基化形式。它的修飾、攝取和降解依賴于Iro操縱子-iroBCDE和iroN[13]。IroB發揮葡萄糖基轉移酶作用，介導腸桿菌素的C-葡萄糖基化。IroC負責調節沙門菌素的分泌，IroN負責識別并轉運含鐵形式的沙門菌素。IroD和IroE分別負責在細胞質和周質中裂解沙門菌素的鐵離子復合物形式，并降低鐵離子對螯合劑的親和力，從而避免游離鐵在細胞中積聚[14-15]。這種糖基化修飾使得沙門菌素不會被脂質運載蛋白-2所抑制。因此，它減少了炎癥反應的發生，同時增強了Kp在富含脂質運載蛋白-2的鼻咽部的定殖能力和毒力。由于沙門菌素的表達允許Kp在能夠產生脂質運載蛋白-2的宿主中進行鼻咽定植，預測感染沙門菌素陽性菌株的患者群體免疫功能水平較低，并且這些菌株的毒性更強。與這一預測一致的是，沙門菌素只存在于約2%至4%的醫院感染Kp中，但在hvKp中更為普遍。一項研究結果報告顯示，在超過90%的以化膿性肝膿腫為典型感染癥狀的hvKp中存在沙門菌素[16-17]。

1.2.3 氣桿菌素（aerocin）

氣桿菌素是1種檸檬酸鹽-異羥肟酸鐵載體，存在于hvKp中的＞93%，在cKp中僅約有6%存在。在引起肺部感染的Kp中，氣桿菌素是主要表達的鐵載體，并且在小鼠肺炎模型中是4種鐵載體的必有成分[18-19]。它的存在通常與Kp的高黏度表型有關，但它本身并不調節莢膜的產生或其他黏度表型調節因子。它之所以出現是因為氣桿菌素基因簇iucABCD經常與氣桿菌素轉運蛋白IutA和RmpA一起存在于相同的毒力質粒上，其中rmpA是調控莢膜產生的基因。

1.2.4 耶爾森桿菌素（yersiniabactin）

耶爾森桿菌素最初發現于革蘭陰性菌耶爾森菌的毒力島中。后來，它被鑒定為鐵載體，并在Kp中被發現[20]。耶爾森桿菌素的合成所需的蛋白質是由irp基因編碼的。在Kp中，分泌和攝取該鐵載體所需的轉運蛋白則由ybtS和fyuA基因編碼[21]。在＞90%的hvKp中觀察到，部分cKp中也可檢出耶爾森桿菌素。有報道稱在肺部感染時可以檢測到其表達，肺部感染早期耶爾森桿菌素的鐵離子親和力并不會受到脂質運載蛋白-2的抑制，但當宿主轉鐵蛋白存在時，其仍無法獲得細菌生長所需要的鐵，故Kp僅含耶爾森桿菌素這一類鐵載體時無法支持Kp的生長以及通過含轉鐵蛋白的血液傳播至其他部位[22]。

在某些情況下，鐵載體的過度表達可能與細菌對某些抗生素的耐藥性有關。例如，因為鐵的過量存在會導致細胞內氧化應激的增加，從而促進自由基的生成。所以，通過有效地控制鐵的攝取，細菌鐵載體在某種程度上有助于抵御氧化應激，這可以被視為一種抗氧化機制。因此，鐵載體可以幫助細菌抵抗抗生素引起的氧化應激。鐵載體還可以通過調節細菌細胞壁的合成來影響抗生素的滲透。

1.3 菌毛（fimbriae）

菌毛是Kp的重要毒力因子之一。它可以幫助Kp附著在宿主細胞上，從而增強其在宿主體內的定植和傳播能力。在Kp中，主要存在兩種類型的菌毛：I型和III型菌毛。盡管菌毛能提高Kp的附著能力，從而增強其在宿主體內定殖的能力，但同時也增加了被吞噬細胞吞噬和被免疫細胞結合的機會，從而被宿主清除。值得注意的是，hvKp中的厚莢膜會覆蓋菌毛，這不僅減少了被吞噬的可能性，還抑制了因菌毛促進的生物膜形成能力[23]。

1.3.1 I型菌毛

I型菌毛是細菌細胞表面的細線狀突起，由FimA和FimH組成可以結合細胞壁成分中的D-甘露糖基化糖蛋白。亞基FimA構成I型菌毛結構的大部分，而黏附功能由尖端上的次要亞基FimH提供，其由fimH編碼。

I型菌毛有助于尿路感染，且有助于小鼠尿路感染模型中膀胱內生物膜的形成，但對胃部及肺部的定殖與毒力無影響[24]。目前尚無確鑿結論表明I型菌毛能促進Kp在非生物表面上形成生物膜，但一些文獻報道了其可能性[25]，另一項研究報告證實I型菌毛在生物膜細胞中被下調，但并不影響生物膜的形成[26]。

1.3.2 III型菌毛

III型菌毛是以螺旋狀細絲的形式呈現。菌毛的編碼基因簇為mrkABCD。其中，大部分結構由MrkA亞基組成，而黏附素MrkD位于菌毛尖端。與胃腸道和肺部定殖不同，III型菌毛在小鼠感染模型中對尿路定殖并未發揮貢獻。此外，在Kp中當I型和III型菌毛同時缺失時，毒力與野生型菌株相似[24]，相對于I型菌毛，III型菌毛不會與細胞壁成分中的D-甘露糖基化糖蛋白結合。推測I型和III型菌毛在Kp中的功能不同。在Kp生物膜模型中，特別是III型菌毛的重要性已被證明。然而，III型菌毛的活性和生物膜形成可能受到鐵的可用性以及C-di-GMP含量的影響，并受到Fur積極調控。這表明在鐵含量有限的條件下，III型菌毛對Kp感染可能不太重要[27]。

菌毛對生物膜形成的貢獻促進了Kp對抗菌藥物耐藥性的產生。并且，因為菌毛能夠使細菌輕易地附著在宿主細胞上，這種能力促進了耐藥基因的橫向傳遞。

1.4 外膜蛋白（outer membrane protein， OMP）

外膜蛋白是Kp的重要組成部分，約占外膜結構的50%。它以共價鍵的形式與肽聚糖結合，形成進出物質的通道。外膜蛋白的變化會影響細菌膜的滲透性，從而影響細菌對藥物的敏感性。根據文獻，Kp有3種外膜蛋白發揮毒力作用，分別是：①外膜蛋白A（outer membrane protein A， OmpA）；②肽聚糖相關脂蛋白（peptidoglycan associated lipoprotein， Pal）；③細胞壁脂蛋白A（cell wall lipoprotein A， LppA）。

OmpA通過抵抗先天免疫反應來維持Kp的毒力。在細菌內環境中，OmpA能抑制細胞因子的產生，并增加細菌對抗菌肽（如α-防御素）的耐藥性[28]，但有實驗室發現純化的OmpA會結合免疫細胞，促進免疫因子的產生并引起中性粒細胞聚集，從而導致Kp的清除[29-30]。

Pal和LppA主要通過減弱中性粒細胞對細菌的吞噬和血清殺傷作用來提高Kp在宿主體內的適應性。此外，它們還可以通過非莢膜、脂多糖依賴的途徑來促進細胞膜完整性和選擇滲透性，從而增強對陰離子洗滌劑和某些抗生素的抵抗力[31]。

另外，還有兩種特殊的外膜蛋白，即OmpK35和OmpK36，它們是外膜孔蛋白。由于這些蛋白可以作為抗生素進入細菌的通道，所以在耐藥菌株中，它們的表達往往會減少或功能喪失。然而，一旦恢復了外膜孔蛋白的表達，耐藥菌株會重新變得對抗生素敏感[32-33]。

外膜孔蛋白的下調可能減弱Kp的毒力。在小鼠腹膜內感染模型中，與只含有OmpK36或OmpK35的Kp相比，同時表達OmpK35和OmpK36的菌株表現出更高的毒力[33]。已有研究證明中性粒細胞對ompK36基因缺失突變體的攝取增加。這表明OmpK36在抵抗吞噬作用中起貢獻作用[34]。

外膜蛋白在合成后，需要與多種分子伴侶相互作用，以幫助它們正確地折疊并穩定。這些伴侶蛋白包括SurA和Skp等，它們對于外膜蛋白的正確折疊和穩定至關重要。如果這些伴侶蛋白缺失或功能受損，會導致外膜蛋白不能正確地插入到外膜中，從而影響了細菌對抗生素的抵抗力。

1.5 外膜囊泡（outer membrane vesicles， OMVs）

Kp的OMVs是由于肽聚糖和外膜之間交聯的減少所形成的一層囊泡結構，其中主要含有核酸、外膜蛋白、脂多糖以及黏附素等一系列活性因子，它在細菌的致病過程中扮演著重要的角色。OMVs能在體外誘導促炎反應，并對不同類型的細胞表現出不同的細胞毒性[35]。OMVs的主要作用體現在其可以攜帶并保護內部的遺傳物質或毒力因子的遞送以及細胞間通訊的調節，這種功能除了賦予Kp將活性因子釋放入宿主體內造成組織損傷的能力外，還可以將毒力基因與耐藥基因向外部環境以及生物間傳播。

2 Kp耐藥機制

Kp自被發現以來就對氨芐西林天然耐藥，且hvKp的抗生素耐藥率低于cKp。然而，隨著抗生素時代的到來和臨床抗生素的濫用，多重耐藥 （multidrug resistant， MDR）和全耐藥（pandrug resistant， PDR）Kp不斷出現。Kp產生耐藥性主要通過以下3種途徑[36]：抗生素分子的修飾、減少接觸靶標的抗生素和目標位點或旁路的變化。

2.1 抗生素分子的修飾

2.1.1 抗生素化學的變化

Kp能夠分泌多種修飾酶，催化抗生素發生一系列化學反應，包括乙酰化、磷酸化和腺苷酸化等作用。這些修飾主要影響抗生素在核糖體水平上抑制蛋白質合成的作用[37]，例如，Kp中存在保守的磷酸轉移酶系統，其主要包含兩個胞質磷酸轉移酶：酶I （EI）和組氨酸磷酸載體蛋白（HPr）。編碼以上兩種酶的基因都位于ptsHI操縱子上。經過磷酸轉移酶修飾過后的大環內酯類抗生素便無法高效結合到50S核糖體上，從而無法發揮其殺菌作用。但目前暫無因細菌分泌修飾酶來修飾抗生素從而產生的耐藥性對Kp毒力及宿主適應度產生影響的報道。

2.1.2 抗生素分子的破壞

Kp除了分泌某些酶來對抗生素進行修飾，還可以分泌的一些酶直接破壞抗生素的結構，從而降低其殺菌效果。例如，受到廣泛關注的Kp碳青霉烯酶 （Klebsiella pneumoniae carbapenemase， KPC），這是一種β-內酰胺酶中的A類酶，Kp中編碼KPC的基因主要有blaKPC-2和blaKPC-3等，其活性部位為絲氨酸。可以水解β-內酰胺環的酰胺鍵從而導致青霉素類、頭孢菌素類以及碳青霉烯類抗生素的失效[38]。故現臨床上通常使用具有廣譜β-內酰胺酶抑制劑活性的第二、第三代β-內酰胺酶抑制劑，如：阿維巴坦等與β-內酰胺類抗生素聯用以保證抗生素的效用。

2.2 減少接觸靶標的抗生素（通過降低滲透性或主動排出抗菌化合物）

2.2.1 通透性降低

革蘭陰性菌通常具有雙層膜結構，這種結構既能允許營養物質進入，又能阻止抗生素進入。一些抗生素若想發揮抗菌效果，例如某些親水性抗生素（如β-內酰胺類、四環素類和部分氟喹諾酮類藥物），需要通過細胞膜上充滿水的孔蛋白進入細胞發揮殺菌作用[39]。當編碼外膜孔蛋白OmpK36的基因ompK36缺失后，孔蛋白的數量發生變化，細菌細胞膜的滲透性降低，從而導致美羅培南和頭孢類抗生素耐藥性產生[33]。并且，外膜孔蛋白是Kp的毒力因子之一，外膜孔蛋白的數量減少或者類型變化時可能會降低Kp的毒力以及宿主適應性。

2.2.2 外排泵

細菌的外排泵系統是一種進化出來的系統，用于防止有毒化合物在細菌內積累，并將這些物質泵出細菌體。基因組分析表明，外排泵占細菌所有轉運蛋白的6%～18%。最初，外排泵被認為是四環素類和大環內酯類的特異性耐藥機制[40]，隨后逐漸發現了一系列抗生素的耐藥機制，如氟喹諾酮類、β-內酰胺類、碳青霉烯類和多黏菌素類。外排泵基因在染色體上編碼，這些基因可以解釋某些細菌的內在抗生素耐藥性。細菌外排泵系統通常可以分為5類，包括主要促進劑（major facilitator， MF）家族、ATP結合盒（ATP-binding cassette， ABC）家族、耐藥結瘤分裂（resistance-nodulation-cell division， RND）家族、小型多重耐藥（small multidrug resistance， SMR）家族和多藥、毒性化合物排出（multidrug and toxic compound extrusion， MATE）家族[41]。過表達的外排泵在泵出抗菌藥物的同時還可能泵出Kp中某些毒力因子表達所需要的酶以及大量代謝產物，增加了菌株的代謝負擔。從而影響Kp的毒力及適應性。

2.3 目標位點或旁路的變化

細菌產生抗生素耐藥性的重要途徑之一是阻止抗生素與目標靶點結合。為了達到這一目標，細菌已經進化出多種策略，例如保護/修飾抗生素作用的靶點。

2.3.1 靶點保護

最早發現的編碼靶點保護蛋白的基因是四環素耐藥基因tetM和tetO。TetM和TetO屬于翻譯因子超家族的GTP酶。TetM和TetO與核糖體相互作用，并以GTP依賴性的方式使四環素從其結合位點脫離[42]。同時，已證實TetM和TetO與四環素競爭相同的核糖體位置，并改變抗生素結合位點的幾何形狀，從而使抗生素分子能夠從核糖體上脫離并恢復蛋白質合成[43]。

2.3.2 靶點的修飾

對靶點進行修飾是Kp中最常見的抗生素耐藥機制之一。這種機制可能包括以下情況：①編碼靶點的基因發生點突變。點突變導致耐藥性最典型的例子之一是利福平的耐藥機制。已證明高水平利福平耐藥性源自編碼RNA聚合酶β亞基的rpoB中的單個點突變，導致氨基酸替換。已報道了許多不同的遺傳變化，且突變多位于531、516和526位點。值得注意的是，雖然這些突變導致藥物對其靶點的親和力降低，但它們通常保留了RNA聚合酶的催化活性，從而允許轉錄繼續進行[44]。②細菌通過酶催化反應來改變抗生素的結合位點。這一現象最早在大環內酯類抗生素的耐藥機制中被發現。在細菌染色體上，erm基因編碼的酶會催化核糖體的甲基化，導致抗生素分子與其靶標的結合受損[45]。Erm通過介導耐藥性引起細胞的適應性代償，因為甲基化核糖體翻譯效率較低，這意味著在沒有抗生素的情況下，耐藥菌株通常無法有效合成所需的蛋白質[46]，從而導致其在宿主體內的適應性降低。

3 Kp耐藥性進化策略

Kp上述的3種抗生素耐藥途徑主要涉及兩種遺傳進化策略：水平基因轉移和耐藥相關基因突變。

3.1 水平基因轉移

Kp可以通過水平基因轉移來獲取外界環境或物種體內的耐藥遺傳信息。主要包括轉化（transformation）、轉導（transduction）和接合（conjugation）[47]。

轉化是指細菌生長條件下可能發生的細胞外DNA的穩定攝取、整合和功能表達[48]。轉化首先依賴于環境中暴露的細胞外DNA。這些DNA通常來自于破碎的細胞或病毒顆粒，并在一定條件下穩定存在。當它們與處于感受態的Kp接觸時，這些細胞外DNA會與細胞表面上的位點非共價結合，并與高度同源的基因組區域重組，從而獲得新的遺傳特征。一旦Kp通過自然轉化重組到耐藥基因片段，它就能獲得相應的抗藥特征。

轉導是指噬菌體在供體菌內增殖時可能切割供體菌的DNA并包裹進自身頭部的蛋白質衣殼中，然后攜帶供體菌的DNA感染受體菌。如果發生基因重組，受體菌就有可能獲得相應的性狀[49]。

接合是指細菌通過直接接觸互相連接，利用某種孔或通道將兩者連接起來。接著，供體菌的質粒或其他可移動遺傳元件通過該通道轉移到受體菌中，使受體菌獲得新的特征。Kp通常通過性菌毛上的中空通道來進行共軛轉移[48]。但是攜帶耐藥性相關質粒往往導致適應性降低，這種現象可能是質粒在缺乏抗生素選擇壓力下不穩定狀態所造成的[50]。

3.2 耐藥基因突變

當細菌長期處于抗生素壓力環境下時，會產生耐藥性。在這個演變過程中，抗生素耐藥基因的每個核苷酸位點都可能發生突變。有些突變會使細菌對抗生素更敏感，而有些則會導致更高的耐藥性。抗生素選擇壓力使得更耐藥的突變類型更容易被篩選出來，從而引起逐步擴散和傳播。然而，這種突變依賴于抗生素的存在，并且通常會伴隨著宿主適應度代償的產生。對耐藥突變株進行測序發現，這些突變涉及對抗生素本身的修飾，抗生素作用靶標的修飾，以及抗生素滲透、吸收和外排的變化[36，51-52]。

4 總結與展望

本文介紹Kp的主要毒力因子和抗生素耐藥機制。Kp是最常見的醫院病原體之一，也是新生兒敗血癥的主要原因。尤其是hvKp的出現，使得該病原體相對于cKp有更多數量和種類的毒力因子。Kp患者往往被過度使用抗生素治療，但這種做法導致了Kp在抗生素壓力下產生了耐藥問題。據報道，Kp已經對幾乎所有可用的抗生素產生了耐藥性[53]。Kp作為一種重要的醫院及社區感染病原體，廣泛分布于各類環境生態位中。它不僅自身具有耐藥相關遺傳元件，還能不斷傳播這些元件給hvKp及其他病原菌，加重了其危害性。Kp的耐藥性和其毒力因素都有利于其在不利條件下生長，毒力是Kp特異表達的產物，有利于突破宿主的防御機制。而對抗生素的耐藥性則有利于在抗生素的壓力和苛刻環境下存活下來。Kp耐藥性的獲得往往會影響其毒力，從而對Kp的宿主適應性產生影響，通常認為Kp獲得抗菌藥物耐受性的同時會降低它在宿主體內的適應度，但感染時往往會接觸到來自外界的高濃度抗菌藥物，從而相較于非耐藥菌株在宿主體內保持一個較高的適應性，耐藥菌在后續治療中更易逐漸積累，成為危害性極高的MDR-hvKp。目前，主要依賴研發新的抗生素以及多種抗生素聯用來應對Kp感染。不過，由于Kp的耐藥性發展速度較快，新型抗生素研發周期過長，能有效治療Kp感染的新型抗生素的研發速率遠遠趕不上Kp對現有抗生素耐藥的速率，雖然臨床醫護人員提出不同藥物聯用以增強單種抗生素的治療效率，但該種治療方案無法根本上解決耐藥問題。所以發現新的治療靶點以提高新藥研發速率或者抑制Kp的耐藥速率是當前應對Kp感染的主要研究方向。本文綜述了Kp的毒力因子和抗生素耐藥機制，并就耐藥性與毒力因子的相互影響進行探討。旨在探索兩者分子機制間的聯系，為當前嚴峻的Kp感染及治療問題提供新的思路。

參 考 文 獻

Russo T A， Olson R， Fang C T， et al. Identification of biomarkers for differentiation of hypervirulent Klebsiella pneumoniae from classical K. pneumoniae[J]. J Clin Microbiol， 2018， 56（9）： e00776-18.

Lee H C， Chuang Y C， Yu W L， et al. Clinical implications of hypermucoviscosity phenotype in Klebsiella pneumoniae isolates： Association with invasive syndrome in patients with community-acquired bacteraemia[J]. J Intern Med， 2006， 259（6）： 606-614.

Li J， Ren J， Wang W， et al. Risk factors and clinical outcomes of hypervirulent Klebsiella pneumoniae induced" bloodstream infections[J]. Eur J Clin Microbiol， 2018， 37（4）： 679-689.

Lin Y T， Cheng Y H， Juan C H， et al. High mortality among patients infected with hypervirulent antimicrobial-resistant" capsular type K1 Klebsiella pneumoniae strains in Taiwan[J]. Int J Antimicrob Ag， 2018， 52（2）： 2511-257.

Kochan T J， Nozick S H， Valdes A， et al. Klebsiella pneumoniae clinical isolates with features of both multidrug-resistance and hypervirulence have unexpectedly low virulence[J]. Nat Commun， 2023， 14（1）： 7962.

Doorduijn D J， Rooijakkers S H， van Schaik W， et al. Complement resistance mechanisms of Klebsiella pneumoniae[J]. Immunobiology， 2016， 221（10）： 1102-1109.

Walker K A， Miner T A， Palacios M， et al. A Klebsiella pneumoniae regulatory mutant has reduced capsule expression but retains hypermucoviscosity[J]. Mbio， 2019， 10（2）： e00089-19.

Kim Y J， Kim S I， Kim Y R， et al. Virulence factors and clinical patterns of hypermucoviscous Klebsiella pneumoniae isolated from urine[J]. I Nfect Dis-Nor， 2017， 49（3）： 178-184.

Cano V， March C， Insua J L， et al. Klebsiella pneumoniae survives within macrophages by avoiding delivery to lysosomes[J]. Cell Microbiol， 2015， 17（11）： 1537-1560.

Raffatellu M， George M D， Akiyama Y， et al. Lipocalin-2 resistance confers an advantage to Salmonella enterica serotype Typhimurium for growth and survival in the inflamed intestine[J]. Cell Host Microbe， 2009， 5（5）： 476-486.

Russo T A， Shon A S， Beanan J M， et al. Hypervirulent K. pneumoniae secretes more and more active iron-acquisition molecules than \"classical\" K. pneumoniae thereby enhancing its virulence[J]. PLos One， 2011， 6（10）： e26734.

Goetz D H， Holmes M A， Borregaard N， et al. The neutrophil lipocalin NGAL is a bacteriostatic agent that interferes with siderophore-mediated iron acquisition[J]. Mol Cell， 2002， 10（5）： 1033-1043.

Muller S I， Valdebenito M， Hantke K. Salmochelin， the long-overlooked catecholate siderophore of Salmonella[J]. Biometals， 2009， 22（4）： 691-695.

Lin H， Fischbach M A， Liu D R， et al. In vitro characterization of salmochelin and enterobactin trilactone hydrolases IroD， IroE， and Fes[J]. J Am Chem Soc， 2005， 127（31）： 11075-11084.

Zhu M， Valdebenito M， Winkelmann G， et al. Functions of the siderophore esterases IroD and IroE in iron-salmochelin utilization[J]. Microbiol-Sgm， 2005， 151（Pt 7）： 2363-2372.

El F R， Messai Y， Alouache S， et al. Virulence profiles and antibiotic susceptibility patterns of Klebsiella pneumoniae strains isolated from different clinical specimens[J]. Pathol Biol （Paris）， 2013， 61（5）： 209-216.

Hsieh P F， Lin T L， Lee C Z， et al. Serum-induced iron-acquisition systems and TonB contribute to virulence in Klebsiella pneumoniae causing primary pyogenic liver abscess[J]. J Infect Dis， 2008， 197（12）： 1717-1727.

Russo T A， Olson R， MacDonald U， et al. Aerobactin， but not yersiniabactin， salmochelin， or enterobactin， enables the growth/survival of hypervirulent （hypermucoviscous） Klebsiella pneumoniae ex vivo and in vivo[J]. Infect Immun， 2015， 83（8）： 3325-3333.

Russo T A， Olson R， Macdonald U， et al. Aerobactin mediates virulence and accounts for increased siderophore production under iron-limiting conditions by hypervirulent （hypermucoviscous） Klebsiella pneumoniae[J]. Infect Immun， 2014， 82（6）： 2356-2367.

Bach S， de Almeida A， Carniel E. The Yersinia high-pathogenicity island is present in different members of the family Enterobacteriaceae[J]. Fems Microbiol Lett， 2000， 183（2）： 289-294.

Lawlor M S， O'Connor C， Miller V L. Yersiniabactin is a virulence factor for Klebsiella pneumoniae during pulmonary infection[J]. Infect Immun， 2007， 75（3）： 1463-1472.

Bachman M A， Oyler J E， Burns S H， et al. Klebsiella pneumoniae yersiniabactin promotes respiratory tract infection through evasion of lipocalin 2[J]. Infect Immun， 2011， 79（8）： 3309-3316.

Matatov R， Goldhar J， Skutelsky E， et al. Inability of encapsulated Klebsiella pneumoniae to assemble functional type 1 fimbriae on their surface[J]. Fems Microbiol Lett， 1999， 179（1）： 123-130.

Struve C， Bojer M， Krogfelt K A. Identification of a conserved chromosomal region encoding Klebsiella pneumoniae type 1 and type 3 fimbriae and assessment of the role of fimbriae in pathogenicity[J]. Infect Immun， 2009， 77（11）： 5016-5124.

Rosen D A， Pinkner J S， Walker J N， et al. Molecular variations in Klebsiella pneumoniae and Escherichia coli FimH affect function and pathogenesis in the urinary tract[J]. Infect Immun， 2008， 76（7）： 3346.

Schroll C， Barken K B， Krogfelt K A， et al. Role of type 1 and type 3 fimbriae in Klebsiella pneumoniae biofilm formation[J]. BMC Microbiol， 2010， 10： 179.

Shon A S， Bajwa R P， Russo T A. Hypervirulent （hypermucoviscous） Klebsiella pneumoniae： A new and dangerous breed[J]. Virulence， 2013， 4（2）： 107.

Llobet E， March C， Gimenez P， et al. Klebsiella pneumoniae OmpA confers resistance to antimicrobial peptides[J]. Antimicrob Agents Ch， 2009， 53（1）： 298-302.

Eannin P， Bottazzi B， Sironi M， et al. Complexity and complementarity of outer membrane protein A recognition by cellular and humoral innate immunity receptors[J]. Immunity， 2005， 22（5）： 551-560.

Eannin P， Magistrelli G， Goetsch L， et al. Outer membrane protein A （OmpA）： A new pathogen-associated molecular pattern that interacts with antigen presenting cells-impact on vaccine strategies[J]. Vaccine， 2002， 20 （Suppl 4）： A23-7.

Hsieh P F， Liu J Y， Pan Y J， et al. Klebsiella pneumoniae peptidoglycan-associated lipoprotein and murein lipoprotein contribute to serum resistance， antiphagocytosis， and proinflammatory cytokine stimulation[J]. J Infect Dis， 2013， 208（10）： 1580-1589.

Hernandez-Alles S， Conejo M， Pascual A， et al. Relationship between outer membrane alterations and susceptibility to antimicrobial agents in isogenic strains of Klebsiella pneumoniae[J]. J Antimicrob Chemoth， 2000， 46（2）： 273-277.

Tsai Y K， Fung C P， Lin J C， et al. Klebsiella pneumoniae outer membrane porins OmpK35 and OmpK36 play roles in both antimicrobial resistance and virulence[J]. Antimicrob Agents Ch， 2011， 55（4）： 1485-1493.

Chen J H， Siu L K， Fung C P， et al. Contribution of outer membrane protein K36 to antimicrobial resistance and virulence in Klebsiella pneumoniae[J]. J Antimicrob Chemoth， 2010， 65（5）： 986-990.

Zhang J， Zhao J， Li J， et al. Outer membrane vesicles derived from hypervirulent Klebsiella pneumoniae stimulate the inflammatory response[J]. Microb Pathogenesis， 2021， 154： 104841.

Munita J M， Arias C A. Mechanisms of antibiotic resistance[J]. Microbiol Spectr， 2016， 4（2）： 10.

Wilson D N. Ribosome-targeting antibiotics and mechanisms of bacterial resistance[J]. Nat Rev Microbiol， 2014， 12（1）： 35-48.

Chen L， Mathema B， Chavda K D， et al. Carbapenemase-producing Klebsiella pneumoniae： Molecular and genetic decoding[J]. Trends Microbiol， 2014， 22（12）： 686-696.

Pages J M， James C E， Winterhalter M. The porin and the permeating antibiotic： A selective diffusion barrier in Gram-negative bacteria[J]. Nat Rev Microbiol， 2008， 6（12）： 893-903.

Butaye P， Cloeckaert A， Schwarz S. Mobile genes coding for efflux-mediated antimicrobial resistance in Gram-positive and Gram-negative bacteria[J]. Int J Antimicrob Ag， 2003， 22（3）： 205-210.

Putman M， van Veen H W， Konings W N. Molecular properties of bacterial multidrug transporters[J]. Microbiol Mol Biol R， 2000， 64（4）： 672-693.

Donhofer A， Franckenberg S， Wickles S， et al. Structural basis for TetM-mediated tetracycline resistance[J]. P Natl Acad Sci USA， 2012， 109（42）： 16900-16905.

Li W， Atkinson G C， Thakor N S， et al. Mechanism of tetracycline resistance by ribosomal protection protein Tet（O）[J]. Nat Commun， 2013， 4： 1477.

Floss H G， Yu T W. Rifamycin-mode of action， resistance， and biosynthesis[J]. Chem Rev， 2005， 105（2）： 621-632.

Schaenzer A J， Wright G D. Antibiotic resistance by enzymatic modification of antibiotic targets[J]. Trends Mol Med， 2020， 26（8）： 768-782.

Katz L， Ashley G W. Translation and protein synthesis： macrolides[J]. Chem Rev， 2005， 105（2）： 499-528.

Graf F E， Palm M， Warringer J， et al. Inhibiting conjugation as a tool in the fight against antibiotic resistance[J]. Drug Develop Res， 2019， 80（1）： 19-23.

Thomas C M， Nielsen K M. Mechanisms of， and barriers to， horizontal gene transfer between bacteria[J]. Nat Rev Microbiol， 2005， 3（9）： 711-721.

Li W， Zhang G. Detection and various environmental factors of antibiotic resistance gene horizontal transfer[J]. Environ Res， 2022， 212（Pt B）： 113267.

Lenski R E， Simpson S C， Nguyen T T. Genetic analysis of a plasmid-encoded， host genotype-specific enhancement of" bacterial fitness[J]. J Bacteriol， 1994， 176（11）： 3140-3147.

Blair J M， Webber M A， Baylay A J， et al. Molecular mechanisms of antibiotic resistance[J]. Nat Rev Microbiol， 2015， 13（1）： 42-51.

Darby E M， Trampari E， Siasat P， et al. Molecular mechanisms of antibiotic resistance revisited[J]. Nat Rev Microbiol， 2023， 21（5）： 280-295.

Karami-Zarandi M， Rahdar H A， Esmaeili H， et al. Klebsiella pneumoniae： an update on antibiotic resistance mechanisms[J]. Future Microbiol， 2023， 18： 65-81.

收稿日期：2024-03-04

基金項目：國家自然科學基金（No. 82172316）

作者簡介：聶子涵，男，生于1998年，在讀碩士研究生，主要研究方向為病原微生物抗感染及耐藥機制，E-mail： 854053702@qq.com

*通信作者：趙西林，E-mail： zhaox5@xmu.edu.cn；牛建軍，E-mail： Niujianjun211@xmu.edu.cn