二色補血草硫氧還蛋白過氧化物酶基因LbTPx的克隆及其表達1)

刁桂萍 楊傳平 王玉成

(東北林業(yè)大學，哈爾濱，150040)

二色補血草(Limonium bicolor)屬藍雪科補血草屬，2年生草本植物，是我國北方的一種重要牧草資源。它能在pH值8.5～9.0的堿性土壤中正常生長，是一種泌鹽植物，具有較強的抗鹽能力，不必改良土壤即可直接種植，是進行植物耐鹽堿基因克隆的理想材料之一［1］。

有氧環(huán)境下，各種生物的代謝產(chǎn)物中普遍含有活性氧(ROS)。ROS能與蛋白質(zhì)、脂類和DNA反應，分別引起酶活降低、膜透性增強及突變增加［2］。ROS一旦超出了植物的清除能力，會造成植物體氧化損傷［3］。近來認為硫氧還蛋白過氧化物酶(TPx)可能是ROS代謝中未被發(fā)現(xiàn)的重要環(huán)節(jié)。TPx屬于過氧化物酶超家族(Prx)中的一員，廣泛存在于原核和真核生物體中。它以硫氧還蛋白作為電子供體去除機體內(nèi)的活性氧類物質(zhì)(ROS)，不僅具有強大的抗氧化功能，而且在維持機體氧化還原平衡、細胞凋亡、增殖等方面都具有調(diào)節(jié)作用［4－6］。本文克隆了二色補血草的 LbTPx基因，對該基因的序列進行了分析，并用實時定量RT－PCR分析了該基因在NaCl、CdCl2、CuSO4、ZnCl2和 ABA 等 5 種脅迫下不同時間的表達情況。

1 材料與方法

1.1 二色補血草LbTPx基因的克隆及序列測定

已構(gòu)建了0.4 mol/L NaHCO3脅迫下的二色補血草葉片及嫩莖的cDNA文庫，通過對文庫克隆的隨機測序和EST分析獲得LbTPx基因的全長cDNA序列。采用NCBI的開放讀碼框?qū)ふ页绦?，確定該基因的開放讀碼框;用NCBI的Conserved Domains工具(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/cdd/wrpsb.cgi)預測蛋白的保守區(qū);通過 ExPASY網(wǎng)站(http://www.expasy.org/tools/pi_tool.html)計算蛋白的相對分子質(zhì)量和理論等電點;用BlastP程序進行同源性搜索，并對具有同源性、不同植物來源的TPx蛋白用ClustalX(1.83)進行多序列比對。

1.2 二色補血草LbTPx基因在非生物脅迫逆境下的表達分析

1.2.1 材料處理

將二色補血草種在溫室花盆中，生長基質(zhì)為沙和草炭土，二者體積比為2∶1。溫室的溫度為24℃，平均光強為400 μmol·m－2·s－1，相對濕度在 65%～ 75% 之間，每天澆水，保證土壤水分充足。種子萌發(fā)生長2個月后，取2月齡的二色補血草幼苗分別用 0.2 mol/L NaCl、150 μmol/L CdCl2、150 μmol/L CuSO4、150 μmol/L ZnCl2和 150 μmol/L ABA 溶液澆灌土壤進行脅迫處理。分別在脅迫后0、6、24、48 h取二色補血草的葉片(地上部分)和根部組織，用蒸餾水清洗，拭干后置于－70℃中保存，用于RNA的提取。

1.2.2 實時定量RT－PCR分析基因的表達

采取 CTAB法［7］提取二色補血草總 RNA，并用 DNaseΙ(Promega公司)消化，去除 DNA。然后參照TaKaRa Prime-ScriptTMRT試劑盒(大連寶生物公司 Code:DRR037S)，以消化后的RNA為模板，反轉(zhuǎn)錄合成cDNA。將反轉(zhuǎn)錄產(chǎn)物稀釋10倍，用作定量RT－PCR模板。

實時定量PCR反應試劑盒為SYBR Green Realtime PCR Master mix(Toyobo Co.，Ltd，Osaka，Japan)。反應體系為:2×SYBR Green Realtime PCR Master mix 10 μL，引物各 0.5 μL(濃度為 10 μmol/L)，水 7 μL，模板 2 μL。定量 PCR 反應條件為:94℃預變性30 s;94℃ 12 s，58℃ 30 s，72℃ 40 s;81℃讀板1 s，45個循環(huán)，然后在熒光定量PCR儀上完成RT－PCR。用18S rRNA(EU039827)和β－Tublin(EH793552)基因作為內(nèi)參基因。引物序列見表1。

表1 熒光定量PCR引物

2 結(jié)果與分析

2.1 二色補血草LbTPx基因全長cDNA的獲得及序列分析

經(jīng)BlastX分析顯示該基因cDNA全長為1 016 bp，其中:5’非翻譯區(qū)146 bp，3’非翻譯區(qū)69 bp。對其ORF進行分析，自147位的ATG起，止于947位的TGA，開放閱讀區(qū)全長為801 bp，共編碼266個氨基酸。通過ExPASY網(wǎng)站(http://www.expasy.org/tools/pi_tool.html)在線分析，計算該基因編碼蛋白的分子質(zhì)量為 47.99×10－24kg，理論等電點為 8.83，此蛋白為堿性蛋白質(zhì)。二色補血草LbTPx編碼區(qū)序列及由此推導的氨基酸見表2。

2.2 二色補血草LbTPx基因蛋白質(zhì)序列保守區(qū)預測

用 NCBI的 Conserved Domains 程序(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/cdd/wrpsb.cgi)預測蛋白的保守區(qū)。如圖1所示，根據(jù)預測的保守區(qū)結(jié)果可知，該基因?qū)儆?－Cys類Prx家族的硫氧還蛋白過氧化物酶基因，具有一個典型的2－CysPrx亞家族結(jié)構(gòu)域。

2.3 二色補血草LbTPx與其他植物TPx蛋白氨基酸序列同源性

利用Blastp進行蛋白質(zhì)序列相似性搜索，選擇了9種與二色補血草LbTPx蛋白氨基酸序列相似性較高的植物TPx氨基酸序列，用ClustalX(1.83)進行多序列比對分析(見表3)。從多序列比對結(jié)果可以看出，氨基酸個數(shù)從258～288不等，變化不大。但是這10種植物氨基序列的同源性很低，在60%～65%之間。

2.4 二色補血草LbTPx基因在非生物脅迫中的表達模式

為了研究LbTPx基因在鹽、ABA、重金屬不同脅迫處理下的表達模式，進行了實時熒光定量PCR(見表4)。由表4可見:在ABA脅迫下，葉中LbTPx的表達量除了在脅迫6 h時表達量略低于0 h外，其余的表達量都顯著高于0 h(P＜0.01)。而在根中ABA抑制了LbTPx基因的表達。CuSO4處理和NaCl處理時LbTPx基因在根和葉中的表達量明顯高于對照0 h(P＜0.01)，在脅迫24 h時LbTPx基因在葉中的表達量達到最高峰，說明CuSO4和鹽脅迫誘導了 LbTPx基因的表達。CdCl2和ZnCl2脅迫時，LbTPx基因在葉中的表達量明顯高于0 h，并且隨著時間進程而明顯上升，在脅迫48 h時達到最大值;但LbTPx基因在根中的表達受到了抑制?？傮w而言，不同脅迫下，LbTPx基因在根中的表達量總是低于葉部。以上結(jié)果說明，LbTPx基因能夠?qū)?NaCl、ABA、CuSO4、CdCl2及 ZnCl2等非生物脅迫作出應答。

表2 二色補血草LbTPx編碼區(qū)序列及由此推導的氨基酸序列

圖1 二色補血草LbTPx蛋白保守區(qū)預測結(jié)果

3 結(jié)論與討論

隨著對過氧化物酶研究的不斷深入，人們越來越認識到它在生物體內(nèi)的重要性。過氧化物酶在生物體內(nèi)的主要功能是細胞脫毒能力，抵抗氧化壓力和調(diào)節(jié)由過氧化氫介導的信號轉(zhuǎn)導和免疫反應。TPx屬于過氧化物酶超家族(Prx)中的一員，廣泛存在于酵母、真菌、植物、哺乳動物和人類等多種生物體內(nèi)。研究表明，硫氧還蛋白過氧化物酶能夠清除氧自由基而具有抗氧化脅迫的能力。

本研究從二色補血草cDNA文庫中分離出一個編碼硫氧還蛋白過氧化物酶的基因，將其命名為LbTPx。生物信息學分析表明，LbTPx基因?qū)儆?－Cys類Prx超家族成員之一。實時定量PCR結(jié)果表明，在不同的非生物脅迫條件下，LbTPx基因的表達模式不同。NaCl和CuSO4脅迫均能誘導LbTPx基因在二色補血草根和葉中的表達;ABA、ZnCl2和CdCl2處理則只能誘導LbTPx基因在二色補血草葉中的表達，而抑制其在二色補血草根中的表達。此外，LbTPx基因在二色補血草葉部器官和根部器官的表達量具有明顯的差異，LbTPx在二色補血草葉中的表達量明顯高于根中，說明該基因的表達具有一定的組織器官特異性。

表3 二色補血草LbTPx氨基酸序列與其它9種植物TPx氨基酸序列比較

表4 實時定量PCR分析二色補血草中LbTPx基因在根、葉中的表達模式

目前，國內(nèi)對TPx的研究還剛剛起步，而且已知的植物TPx基因數(shù)量不多。因此，從不同植物中克隆TPx基因，并對其在不同逆境下的不同組織中的表達情況進行研究，對進一步了解TPx基因的功能極為必要。本研究克隆了二色補血草的LbTPx基因，并對其在重金屬、鹽和ABA脅迫條件下的表達情況進行了分析，有助于進一步了解LbTPx基因的功能。

［1］張寶田.耐鹽堿的二色補血草［J］.植物雜志，2001(5):21.

［2］Hasegawa P M，Bressan P A，Zhu J k，et al.Plant cellular and molecular response to high salinity［J］.Anne Rev Plant Physiol Mol Biol，2000，51:463－499

［3］Desikan R，A-H-Mackerness S，Hancock J T，et al.Regulation of the arabidopsis transcriptome by oxidative stress［J］.Plant Physiology，2001，127:159－172.

［4］Butterfield L H，Merino A，Golub S H，et al.From cytoprotection to tumor suppression:the multifactorial role of peroxiredoxins［J］.Antioxid Redox Signal，1999，1(4):385－402.

［5］Kim H，Lee T H，Park E S，et al.Role of peroxiredoxins in regulating intracellular hydrogen peroxide and hydrogen peroxide-induced apoptosis in thyroid cells［J］.Biol Chem，2000，275(24):18266－18270.

［6］Jin D Y，Chae H Z，Rhee S G，et al.Regulatory role for a novel human thioredoxin peroxidase in NF-kappaB activation［J］.Biol Chem，1997，272(49):30952－30961.

［7］王玉成，薄海俠，楊傳平.胡楊、檉柳總RNA提取方法的建立［J］.東北林業(yè)大學學報，2003，31(5):99－100.