犬瘟熱診斷方法研究進展及應用概況

郭偉軍 （山西隆克爾生物制藥有限責任公司 山西 太谷 030800）莫偉強 （山西省長治市畜牧局）

犬瘟熱診斷方法研究進展及應用概況

郭偉軍 （山西隆克爾生物制藥有限責任公司 山西 太谷 030800）莫偉強 （山西省長治市畜牧局）

犬瘟熱也稱犬瘟，是由副黏病毒科(Paramyxovirida e)、麻疹病毒屬(Morbillivirus)的犬瘟熱病毒(canine distemper virus，CDV)引起的危害犬科、鼬科、浣熊科及貓科動物的一種急性、熱性、敗血性、高度接觸病毒性傳染病[1]。CD的死亡率可高達80%，素有“毀滅性傳染病”之稱[2]。CDV本病最早發現于18世紀后葉，1905年由Carr’e氏首次報道為病毒性疾病，1926年由Dunkin氏及Laidlaw氏兩位確定本病病原是病毒所致。我國從1972年起陸續在貂、犬和狐等動物中發現該病。目前該病呈世界分布，我國也廣為流行，是當前養犬業、毛皮動物養殖業以及野生動物保護事業危害最大的傳染病之一。目前CDV血清型只有一種，但根據分支上H基因氨基酸序列同源性高于95%的毒株可歸為同一基因型的原則，到目前為止CDV主要可區分為亞洲Ⅰ型(Asia-Ⅰ)、亞洲ⅠⅠ型(Asia-ⅠⅠ)、歐洲型(Europe)、美國型(USA或America)、北極型(Arctic)和疫苗型(Vaccine或OldCDVs)6個基因型[3]。前5個基因型均由CDV野毒株組成，并且均與起源于上世紀50～60年代的弱毒疫苗株在遺傳關系上存在較遠距離。近年來，隨著生態環境改變和病毒的進化，CDV自然感染的宿主范圍正在不斷擴大[4]，已經出現了人感染CDV的報道[5]。臨床上CDV感染動物后多繼發細菌、病毒感染，癥狀多變，難以早期診斷，動物一但發病多預后不良，因此預防及早期診斷是防治本病的最佳手段。因此，早期快速而準確的檢測CDV致病毒株對有效控制CDV的流行具有重要意義。

1 病原學診斷方法

1.1 病毒的分離鑒定

CDV病毒的分離培養鑒定被認為是確診該病的最根本的方法，但由于分離過程繁瑣，時間長，材料成本較高，DV對外界環境的抵抗力很弱，易被光和熱滅活，并且在發病后期由于中和抗體的出現，致使病毒分離成功率較低[6]。但傳統的病毒分離鑒定技術的結果準確、可靠，一般作為新方法建立的驗證方法。常用分離和培養CDV病毒的有原代培養細胞和傳代細胞系。實驗室CDV分離成功后，可通過動物回歸試驗對該病毒的毒力進行判定，最敏感的實驗動物是雪貂，接種后其死亡率可達100%[7]。

1.2 電鏡的病毒檢測

電鏡技術可以直觀、準確的鑒別病毒，根據病毒的形態、結構和大小等不同特征，可以做出診斷。房紅瑩等[8]將離子捕獲電鏡技術與免疫電鏡技術結合起來，建立了改良離子捕獲電鏡法，效果比單純離子捕獲電鏡法好，提高了完整CDV粒子的檢測率。電鏡觀察表明犬瘟熱病毒粒子呈現多形性，多數為球形，病毒粒子的直徑為110～550nm之間。核衣殼呈螺旋狀，總長度為1000nm，螺旋直徑15～19nm，螺旋中心5nm的孔，螺距5～6nm，核衣殼由囊膜包裹，其內部為M，厚約5nm，表面為H和F兩個糖蛋白組成的纖突，纖突長度為9nm[9]。該方法直觀、快速，但該方法比較復雜，一般不作為常規手段，僅限于以研究為目的的應用。

1.3 包涵體檢查

在CDV感染的細胞中出現一種特征性的形態學變化包涵體(inclusion body)。這是CDV感染的重要標志之一，可通過診斷病理學進行檢查，這是診斷CD的重要輔助方法。采樣部位包括皮膚、眼結膜、呼吸道、肺、胃腸道、膀胱刮取物、陰道黏膜或外周血液等。在光學顯微鏡下感染細胞中常可發現呈紅色或暗紅色、具有清晰的邊界和勻質的邊緣的多形性包涵體，一般呈圓形或橢圓形，也有見到呈鐮刀形而緊貼于胞核上者，存在于核內的包涵體屬CowdryA型[10]。發現包涵體對診斷CD有一定的意義，但由于與狂犬病病毒、犬傳染性肝炎病毒等所形成的包涵體及細胞本身某些反應產物難以區分，因此作出診斷需與其他方法結合[11]。

2 血清學診斷

2.1 傳統血清學試驗

2.1.1 瓊脂擴散試驗(AGP) 自從1966年Woernle將AGP標準化以來，該方法已經用于CDV的檢測。任文陟等[12](1994)利用犬瘟熱雞胚成纖維細胞弱毒疫苗免疫動物制備了瓊脂擴散抗體，并對患犬瘟熱病貉肝臟中的抗原進行檢測，與電鏡結果相比較，陽性符合率達85.7%，陰性符合率為75%，總體符合率為90%。雖然瓊脂免疫擴散試驗只能粗略的對抗體進行測定，靈敏性較差，但不需要特殊的儀器，操作簡單，適宜于在基層臨床中推廣使用。

2.1.2 病毒中和試驗(VNT) 通常用抑制病毒檢查待檢血清中的特異性抗體和抗體效價的測定，該試驗敏感、特異、穩定，并一直被國內外學者作為CDV抗體標準檢測方法，用來評價CD疫苗的免疫效果和檢測犬的抗體水平。喬貴林等[13]采用固定病毒——稀釋血清法以CD弱毒和自制的高免犬血清建立了檢測CDV抗體的中和試驗。本方法特異性強、敏感性較高，穩定性較好，是目前診斷CD和臨床上監測犬免疫力的標準方法，但是診斷所需時間較長，工作量大，不利于CDV的快速診斷。

2.1.3 SPA直接平板協同凝集試驗 該方法的基本原理是由于SPA能與ⅠgG的Fc片段非特異性結合，同時不影響Fab片段的活性，所以當帶有SPA的金黃色葡萄球菌與抗體混合，再加入適量的相應抗原，結果會使出現的凝集反應更容易觀察。遇秀玲等(1998)應用酶標SPA(葡萄球菌A蛋白)染色法對接種CDV的Vero細胞進行染色后發現，有相應CDV抗原部位，同樣滴加CDV陽性血清的對照細胞片，未見相應反應。CDV MD-77株感染后3、6、9、12h，胞漿可見細小陽性顆粒(呈淡黃色至棕褐色著染)；1d后陽性反應明顯增強，多見于胞漿，胞漿亦可見大空泡；2d后壞死細胞呈強陽性反應，細胞間拉網；3～4d后合胞體細胞呈強陽性反應，壞死細胞呈棕褐色至黑褐色；5d后陽性反應主要見于新生細胞胞漿；6d后合胞體細胞呈大圓形，陽性反應主要見于胞漿；7d后整個合胞體細胞呈一棕褐色大團塊；8d后大部分細胞脫落，殘留細胞呈強陽性反應[14]。該法敏感性高、特異性強、重復性好等優點，與瓊脂擴散試驗及對流免疫電泳試驗比較，三者之間無明顯差異，且操作方法簡單、快速、節省材料，是一種CDV的早期病原診斷及流行病學調查的新技術。

2.2 酶聯免疫吸附試驗(ELⅠSA)

ELⅠSA檢測法已竟被廣泛應用與吃CDV的檢測，ELⅠSA在CDV的早期感染、持續感染中均得到應用，并可以同時用于特異性抗原和抗體的檢測。在診斷方面，定期采血監測正常犬中的CDV抗體的ELⅠSA效價，根據ELⅠSA抗體升高的程度判斷是否存在感染CDV。母源抗體的存在對疫苗的免疫效果產生影響，常應用ELⅠSA檢測方法對疫苗免疫后血清中抗體的情況進行調查。在敏感性方面，ELⅠSA的敏感性比較高。

2.2.1 間接ELⅠSA 該方法主要用于抗體ⅠgM和ⅠgG的檢測。付少才[15]等以犬瘟熱病毒(CDV)抗原包被酶標板，用辣根過氧化物酶標記羊抗犬ⅠgG，建立了檢測犬血清中CDV/ⅠgG抗體的間接酶聯免疫吸附試驗的方法，對46只小犬進行了抗體水平測試、犬抗CDV血清效價的測定，結果都較滿意，此方法與免疫熒光檢測方法比較，其靈敏度高，方便簡捷。Blixenkrone-Moller[16]等建立了檢測抗犬瘟熱病毒ⅠgM的ELⅠSA，用于犬和水貂的血清抗體檢測，并將檢測結果與檢測抗犬瘟熱病毒ⅠgG的ELⅠSA和病毒中和試驗的檢測結果進行比較，結果表明該方法可用于犬和水貂CDV早期感染的檢測。Messling[17]等利用桿狀病毒重組表達的CDV野生分離株(2544/Han95)的N蛋白做為包被抗原，建立捕獲夾心ELⅠSA，并將其用于檢測犬血清中的ⅠgM和ⅠgG，結果表明在特異性ⅠgG的定性測定上，該方法可以替代病毒中和試驗，并且通過對特異性ⅠgM的測定可以彌補病毒中和試驗和RT-PCR在診斷急性犬瘟熱方面的不足。

2.2.2 DOT-ELⅠSA 該方法是一種以硝酸纖維素膜等固相化基質膜為載體的ELⅠSA，用于檢測抗體或抗原，具有簡便、經濟、結果判定直觀等優點，但是也存在結果判斷主觀性強的不足。金鑫等(2000)用建立的三抗體夾心法Dot-ELⅠSA檢測犬瘟熱病毒(CDV)抗原，其抗原最低檢出量為1.15ug/ml(0.57625ng/點)，經與常規ELⅠSA對104份自然感染犬的血液白細胞樣本，60份眼結膜分泌物樣本，73份脾、肝、淋巴結等臟器樣本進行檢測，檢測的陽性率分別為92.31%、66.67%、83.56%和90.72%、63.29%、81.86%；兩種方法檢出的總陽性率分別為83.54%(198/237)和80.17%(190/237)，總陽性符合率為95.96%，表明兩者呈高度正相關(r=0.92，P＜0.01)。經電子顯微鏡觀察驗證比較，三抗體夾心法Dot-ELⅠSA檢測的可信度為94.74%[18]。

2.2.3 單克隆抗體(MAb)

夾心ELⅠSA 該方法利用MAb包被ELⅠSA板，具有極高的特異性。張鴻[19]等建立的單克隆抗體夾心ELⅠSA法，對純化的CDV最小檢出濃度為0.01μg/ml，敏感性接近于N-PCR法，兩種方法的符合率為85%。

2.3 膠體金試紙診斷技術

膠體金免疫層析法是將免疫膠體金技術與層析技術有機結合起來建立的一種快速免疫學檢測技術。該技術最早用作電鏡的示蹤標記物，并逐步應用于禽病檢測。An[20]等利用獲得的2株單克隆抗體建立了CDV膠體金試紙條診斷技術，并用巢式PCR進行比較，雖然敏感性(89.7%和85.7%)和特異性(94.6%和100%)略低，但其使用方便，造價低廉，所以更容易在臨床上推廣。

3 病毒RNA診斷技術

3.1 核酸雜交技術

核酸雜交技術是一種分子水平的檢測技術，是利用堿基互補原理檢測目的核有酸片段具有敏感性、特異性強等特點，其最重要的一環就是特異性探針標記，目前常用的標記物有同位素、生物素及地高辛等。在利用核酸雜交技術對犬瘟熱進行診斷的應用上，國內報道較少，國外在這方面的研究報道較多。Oglesbee等[21]利用針對犬瘟熱病毒N蛋白設計的放射性同位素32P標記的雙鏈DNA探針對溶細胞性病毒株(Ond-CDV)感染的Vero細胞和持續性感染細胞株(CCL64-RCDV)感染的水貂肺傳代細胞進行原位雜交實驗，在兩種細胞中均檢測到犬瘟熱病毒核酸，結果表明核酸探針有較高的敏感性和特異性，同時根據結果顯示可以通過減少核酸探針的長度來提高其靈敏性。Gaedke等[22]針對CDV的N蛋白的RNA分別制作了用地高辛標記的1種單鏈RNA，2種雙鏈DNA和一種只有10個核苷酸的寡聚核苷酸鏈的探針，對感染了CDV的Vero細胞和犬的組織進行原位雜交試驗，結果表明在三種核酸探針中，單鏈RNA探針是目前檢測組織中CDV RNA 最敏感的探針。核酸雜交技術含量要求較高，操作繁瑣，受多種反應條件的影響，難于臨床推廣。王宏俊等[23]根據犬瘟熱病毒(CDV)基因序列的結構特點，在其編碼核衣殼蛋白的高度保守基因區內，設計合成一對特異性引物。以RT-PCR技術從CDV基因中擴增出了一段長度為430bp的核有酸cDNA，并制備出地高辛標記的CDV核酸探針。特異性檢測結果表明，該探針能與CDV標準株和地方分離株核酸發生特異性雜交，而與對照的NDV、MV等病毒的核酸雜交反應均為陰性。敏感性檢測結果表明，該探針對CDV的檢出量可達到011pg。用所制備的核酸探針對某寵物診所疑似犬瘟熱病例進行臨床診斷初步應用試驗，表明該標記探針完全可用于CDV的臨床檢測。

3.2 RT-PCR

PCR技術用于CDV診斷使診斷技術提高到了基因水平，該方法具有簡便快捷、敏感性強和特異性高的特點。Shin等運用RT-PCR已能檢測出患狗外周血單核細胞中的犬瘟熱病毒的核衣殼蛋白基因(N)及運用pRVSV載體成功表達了CDV的N基因[24,25]。李金中等[26](1999)根據Barrett報道的犬瘟熱病毒弱毒株Onderstepoort的融合蛋白(F)基因序列，設計合成了一對能擴增324bp基因片段的引物，并以此引物進行PCR擴增，得到了與設計片段大小和酶切位點相同的產物，且不擴增犬細小病毒、犬腺病毒和狂犬病病毒犬的三種病原的核酸，在國內首次建立了CDVRT-PCR診斷方法。初步研究結果表明此方法具有高度敏感、特異、準確等優點，可用于犬瘟熱病毒的臨床診斷和實驗研究。Frisk[27]等運用建立的檢測CDV核蛋白的RT-PCR對病犬的血清、全血、腦脊液樣品進行檢測，其檢出率分別為86%(25/29)、88%(14/16)、88%(14/16)。上述結果表明，RT-PCR的敏感性受引物序列的較大影響，但在犬瘟熱的診斷中仍不失為一種高特異性和敏感性的診斷方法，并且不受發病類型、體液免疫反應和病毒分布的限制。在RT-PCR的基礎上，國外又有人將巢式PCR應用于犬瘟熱的診斷上，并且表現出了更高的敏感性。Shin等[28]運用建立的RT-PCR和巢式PCR對疑似病犬的血液、尿液、唾液和鼻腔分泌物樣品進行檢測，其檢出率分別為50%(11/22)、50%(10/20)、20%(5/25)、22% (6/27)和82%(18/22)、75%(15/20)、56%(14/25)、70% (19/27)，結果表明巢式PCR的敏感性要高于普通的一步法RT-PCR，這與Jozwik等[29]報道的結果一致。

3.3 實時熒光PCR

近幾年來，有不少報道運用熒光定量PCR用于傳染病的診斷，表現出了良好的特異性和敏感性，顯示出了較好的應用前景。實時熒光PCR與普通PCR相比，其特異性和靈敏度都要更高。Gabriella Eliad[30]等應用實時定量PCR檢測CDV獲得了較高的敏感性和特異性，最小檢測量為100個RNA，未加病毒的樣品和陰性血清樣品反應均為陰性，而且狗的各種組織和器官均可用來檢測。黃國君等[31]建立了SY BR G reenⅠ Real- time RT-PCR，該法比常規RT-PCR高103倍，用建立的Real-time RT-PCR檢測11例臨床病例，CDV陽性率為100%。對犬瘟熱弱毒活疫苗中的CDV進行定量，其含量在1.24×105～4.88×105拷貝/頭份之間。蘇建青等[32]根據犬瘟熱病毒N蛋白基因的保守序列分別設計一對引物及其相應的Taqman探針建立的了熒光定量PCR，反應的靈敏度為10TCⅠD50。FQ-PCR具有快速、靈敏和穩定的特點，適用于臨床樣品的檢驗。

3.4 基因芯片技術

基因芯片技術是近年來分子生物學與微電子學等多學科交叉融合而成的一項高新技術。DNA芯片技術檢測疾病具有高通量、并行性和結果判讀客觀、準確和信息化的特點。張偉[33]等應用基因芯片、ELⅠSA診斷試劑、病毒分離和PCR方法，對258份疑似病料進行了檢測效果的對比研究。研究結果表明，應用基因芯片方法對CDV檢測率比ELⅠSA法分別高出23.4%。基因芯片法同病毒分離法、免疫法的符合率低，差異極顯著(P＜0101)，與PCR法符合率在90%以上，靈敏度平均要高出4.8%。

3.5 環介導逆轉錄等溫擴增技術(RT-LAMP)

RT-LAMP技術室建立在基礎PCR基礎上的一種新型的核酸檢測的方法，具有簡便、快速高效、敏感性強等優點。Cho[34]等采用RT-LAMP 技術檢測CDV 基因組，以RT-PCR相對比，敏感性達100%，特異性為93.3%，但其檢測時間更短，僅用1h，還可以進行位點檢測。胡嘉欣等[35]建立了CDV RT-LAMP檢測方法，可以檢測到RNA的濃度為5.6×10-6ng/UL，試驗過程比RT-PCR縮短了1.5h，靈敏度高103倍，具有極高的靈敏性。該方法具備耗時短、靈敏度高、簡單易行等特點，在實驗室快速診斷中是一種檢測CDV的有效方法。

4 小結

目前CDV病原學診斷、血清學診斷、分子生物學檢測的方法在廣度和深度上已經有了很大的發展，但是各種方法各有優缺點，每一種方法都很難做到，快速、簡便、靈敏、特異、經濟和實用。因此對CDV感染的診斷必須建立在臨床初步診斷的基礎上，結合實驗室診斷手段，快速確定病原，然后根據判定結果，制定相對應的免疫程序，達到快速防治CDV感染的目的。

[1] 殷震, 劉景華. 動物病毒學[M]. 第2版. 北京: 科學出版社, 1997. 756-762.

[2] 周慶國, 張更利. 犬瘟熱與常見相似疾病臨診特征的比較[J]1 畜牧與獸醫, 2000, 32(3): 32–33.

[3] Lan N T, Yamaguchi R, Kawabata A, et al. Comparison of molecular and growth properties for two different canine distemper virus clusters, Asia 1 and 2 in Japan[J]. J Vet Med Sci, 2007, 69(7):739-744.

[4] Appe ⅠMJ, Yates RA, Foley GL, at al. Canine distemper epizootic in lions, tigers, and leopards in North America[J]. J Vet Diagn Ⅰnvest, 1994. 6: 277-288.

[5] Hoyland JA, Dixon JA, Berry JL, et al. A comparison of in situhybridization, reverse transcripitase-polymerase chain reaction(RTPCR) and in situ-RT-PCR for detection of canine distemper virus RNA in Paget’s disease[J]. J Virol Methods, 2003. 109(2): 253-259.

[6] 李金中, 夏咸柱, 胡桂學等. 我國犬瘟熱病毒的生態學調查研究[J]. 畜牧獸醫學報, 1999, 4: 88-89, 91-92.

[7] Haig DA.Preliminary note on the cultivation of Green’s distemperoid virus in fertile hen eggs[J]. Onderstepoort J Vet Sci Anim Ⅰnd, 1948. 223(1-2): 149-55

[8] 房紅瑩, 陸承平, 馬勛等. 犬瘟熱的微生物學診斷研究[J]. 中國獸醫學報, 1997, 2: 148-151.

[9] 殷震, 劉景華. 動物病毒學, 北京:科學出版社第二版, 1997.736-767

[10] 遇秀玲, 鄭振峰, 田克恭等. 犬瘟熱臟器組織中的抗原定位及病理形態學觀察[J]. 中國獸醫雜志, 1994, 6: 7-9.

[11] Ducatelle R, Coussement W, Hoorers et al. Demonstrations of canine distemper viral antigen in paraffin sections using an unabled antibodyenzyme method[J].Am J Vet. Res, 1980,41(11):1860- 1862.

[12] 任文陟, 陳秀芬, 母連志. 犬瘟熱瓊脂擴散試驗方法的建立及初步應用[J].中國獸醫學報, 14(4): 398-401

[13]喬貴林, 夏咸柱, 王度林等. 瘟熱病毒抗體檢測方法的比較研究[J]. 中國獸醫學報, 1997, 17(1): 26- 291

[14] 遇秀玲, 田志恭, 吳娜等, 犬瘟熱病毒MD-77株在Vero細胞上增殖規律的觀察. 中國獸醫雜志, 1998, 24(5):11-12.

[15] 付少才. 檢測犬瘟熱病毒(CDV)ⅠgG抗體酶聯免疫吸附實驗方法的建立[J]養犬, 2003, 4(1): 5- 6.

[16] Blixenkrone -Moller M,Pedersen Ⅰ R,Appel M J,et al. Detection ofⅠgM antibodies against canine distemper virus in dog and mink sera employing enzyme linked immunosorbent assay (ELⅠSA)[J]. J Vet DiagnⅠnvest. 1991,3(1):3- 9.

[17] Messling V von, Harde T C; Moennig V et al. Rapid and sensitive detection of immunoglobulin M(ⅠgM) and ⅠgG antibodies against canine distemper virus by a new recombinant nucleocapsid protein- based enzyme linked immunosorbent assay[J]. J Clin Microbiol. 1999, 37(4): 1049-1056.

[18] 金鑫, 魯承, 呂相哲等, Dot-ELⅠSA檢測犬瘟熱病毒抗原的研究.中國獸醫科技, 2000, 30(6):21-23.

[19] 張鴻, 胡傳莉, 賀生中. 揚州大學學報(農業與生命科學版)第32卷第4期；15-18.

[20] An D J, Kim T Y, Song D S, et al. An immunochromatography assay for rapid antemortem diagnosis of dogs suspected to have canine distemper[J]. J Virol Methods, 2008, 147(2): 244-249.

[21] Oglesbee M, Jackwood D , Perrine K et al. Ⅰn vitro detection of canine distemper virus nucleicacid with a virus-specific cDNA probe by dot-blot and in situ hybridization[J]. J Virol Methods. 1986, 14(3-4): 195-211.

[22] Gaedke K, Zurbriggen A, Baumgartner W. Ⅰn vivo and invitro detection of canine distemper virus nucleoprotein gene with digoxigenin-labelled RNA, double-stranded DNA probes and oligonucleotides by in situ hybridization[J]. Journal of Veterinary Medicine.-Series-B. 1997, 44 (6): 329- 340.

[23] 王宏俊, 丁少忠, 核酸探針檢測犬瘟熱病毒方法的建立和初步應用[J.] 中國獸藥雜志, 2006 , 40(5): 19- 22.

[24] Shin Y, et al., Vet. Med.Sci.1995, 57(3):439-445. [25] Shin Y, et al., Vet. Med.Sci.1997, 59(1):51-53.

[26] 李金中,何洪彬,夏咸柱等. 犬瘟熱病毒反轉錄- 聚合酶鏈反應診斷方法的建立和初步應用[J]. 病毒學報, 1999,15(2): 180- 184.

[27] Frisk A L, Konig M, Moritz A et al. Detection of canine distemper virus nucleoprotein RNA by reverse transcription-PCR using serum, whole blood, and cerebrospinal fluid from dogs with distemper[J]. J Clin Microbiol. 1999, 37(11): 3634- 43.

[28] Shin Y J, Cho K O, Cho H S, et al. Comparison of one –step RT-PCR and a nested PCR for the detection of canine distemper virus in clinical samples[J]. Aust Vet J, 2004, 82(1/2): 83-86.

[29] Jozwik A, Frymus T. Comparison of the immunofluorescence assay with RT-PCR and nested PCR in the diagnosis of canine distemper[J]. Vet Res Commun, 2005, 29(4): 47-59.

[30]Elia G, Decaro N, Martella V, et al.Detection of canine distemper virus in dogs by real -time RT-PCR[J]. Journal of Virological Methods, 2006, 136(4): 171-176.

[31] 黃國君, 岳華, 湯承等. SYBR G reenⅠ熒光定量RT-PCR檢測犬瘟熱病毒方法的建立及應用[J]1 中國預防獸醫學報, 2008, 30(6): 450-454.

[32] 蘇建青, 鄭學星, 候小強；,TaqMan 探針實時熒光定量PCR診斷犬瘟熱病毒方法的建立[J]. 中國農學通報第23卷第11期:33～37.

[33] 張偉, 吳時友, 尹燕博等. 犬常見傳染病診斷基因芯片的研究與應用[J]. 中國獸醫學報, 2007年第27卷第4期: 481～489.

[34] Cho H S, Park N Y.Detection of canine distemper virus in blood samples by reverse transcription loop-mediated isothermal amplification [J].Journal of Veterinary Medicine Series B, 2005, 52(9): 410-413.

[35] 胡嘉欣, 溫永俊, 霍志云. 犬瘟熱病毒RT-LAMP檢測方法的建立及初步應用中國畜牧獸醫. 2012年第39卷第8期:45-48.

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1007-1733(2014)02-0076-05

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