DHA促NGF誘導的PC12細胞分化與BMPs通路關系的研究

周 心，石寶燕，吳科鋒，高 翔，黃俊炎，黃 韌，李文德，

（1.廣東醫學院藥理學教研室，2.廣東天然藥物研究與開發重點實驗室，廣東湛江 524023；3.廣東省實驗動物監測所，廣東 廣州 510260）

Omega-3脂肪酸是一組多元不飽和脂肪酸的家族，主要成員包括二十碳五烯酸（eicosapentaenoic acid，EPA）和二十二碳六烯酸（docosahexaenoic acid，DHA）。其中DHA在中樞神經系統特異性濃集，是神經元細胞膜的主要組成部分［1］，而近年的研究發現，DHA對神經分化、神經細胞形態改變以及學習記憶等都有明顯的促進作用［2-3］。此外，大量的動物實驗及臨床實驗也證明，DHA的早期膳食供給能提高嬰兒后認知能力發展［4］和幼鼠記憶相關的學習能力［5］。相反的，在發育期間缺乏DHA，降低大腦中的DHA含量，可誘發實驗動物的認知缺陷［6］。而在年齡相關性神經系統退行性疾病，如阿爾采末病（Alzheimer’s disease，AD）中，患者表現出認知功能障礙，其海馬中DHA濃度水平較正常人有明顯下降，而補充DHA可有效改善這一癥狀［7］，這說明發育腦中高豐度的DHA參與神經發育調節，而且其含量與認知功能有著密切的聯系。盡管DHA已被廣泛應用于保健醫療等領域，但其作用的分子機制至今尚不明確。而在已發現的眾多調控機制中，骨形態發生蛋白（bone morphogenetic proteins，BMPs）是研究較為深入的明星分子。它是轉化生長因子（transforming growth factor-β）超家族的成員，其受/配體信號通路在神經元分化與神經元形態發育中發揮著重要作用［8］。DHA與BMPs相似的功能提示我們，兩者可能是通過相同的信號通路起作用的。而PC12細胞是大鼠腎上腺嗜鉻瘤細胞克隆化的細胞株，可在神經生長因子NGF誘導下增殖和分化，是目前廣泛用來研究神經細胞功能、分化和凋亡的一種細胞培養模型。因此，本實驗擬通過PC12細胞觀察DHA對NGF誘導PC12細胞分化的作用及其對BMP信號通路的影響。

1 材料與方法

1.1 主要試劑 DMEM（Gibco公司）；NGF、DHA和多聚賴氨酸（Sigma公司）；胎牛血清、馬血清（Hyclone公司）；兔抗多克隆抗體MAP-2一抗、兔抗βactin、HRP-labeled Goat Anti-Rabbit IgG（H＋L）、HRP-labeled Goat Anti-Mouse IgG（H＋L）（Signalway Antibody公司）；DAPI（ROCHE公司）；兔抗來源的多克隆抗體BMP7一抗（Abcam公司）；羊抗來源的多克隆抗體BMPR-Ⅱ一抗、兔抗來源的多克隆抗體p-Smad 1/5/8和鼠抗來源的多克隆抗體BMP4一抗（Santa Cruz公司）、Affinity Purified Antibody cy3 Labeled Goat anti-Rabbit IgG（Kpl公司）；BCA蛋白濃度測定試劑盒（碧云天生物有限公司）；總蛋白提取試劑盒（北京普利萊基因技術有限公司）；其他試劑均為國產分析純。

1.2 PC12細胞培養 PC12細胞（購自上海細胞生物學研究所細胞庫）置于DMEM培養液中，內含10%馬血清、5%胎牛血清、青霉素1×105U·L-1、鏈霉素1×105U·L-1，于37℃、5%CO2條件下培養，待細胞長至80%時，按1∶3分瓶傳代，約3 d傳代1次，取對數生長期細胞分組進行實驗。

1.3 實驗分組 PC12細胞用含10%馬血清、5%胎牛血清的DMEM培養基以1×108個·L-1接種于預先多聚賴氨酸處理的12孔板中，24 h后換用含1%胎牛血清和1%馬血清的DMEM培養基，實驗分別設置對照組（100μg·L-1NGF）、DHA組（100μg·L-1NGF＋10μmol·L-1DHA）。

1.4 MAP-2與DAPI免疫熒光染色 吸棄培養基，PBS洗2次；預冷的4%多聚甲醛室溫固定30 min；PBS洗2次，每次 3 min；0.1%Triton-100作用5 min；PBS洗2次，每次3 min；封閉用正常山羊血清工作液室溫封閉20 min；吸出封閉液，勿洗；加入1∶150稀釋的MAP-2，4℃過夜；PBS洗3次，每次3 min；加入二抗稀釋液稀釋的Affinity Purified Antibody cy3 Labeled Goat anti-Rabbit IgG二抗，室溫避光孵育50 min；PBS洗3次，每次3 min；加入用蒸餾水稀釋至終濃度為2 mg·L-1的DAPI，室溫避光孵育15 min；PBS洗3次，每次3 min；倒置熒光相差顯微鏡觀察并拍照。隨機選取50個細胞，顯微鏡測微尺測量其突起長度和突起數目。

1.5 氣相色譜法檢測PC12細胞DHA的含量 將PC12細胞按照5×108·L-1接種于預先多聚賴氨酸處理含10%馬血清、5%胎牛血清DMEM的培養皿，培養24 h后，換用含1%胎牛血清和1%馬血清的DMEM培養基，分別在3、6、9 d時取出細胞，吸掉培養基，用含1%BSA的PBS洗2次，冰上刮取細胞于離心管中，4 000 r·min-1離心5 min；倒掉上清，加入1.5 ml正己烷，吹打混勻，用吸管轉移至干凈的螺旋帽玻璃瓶中；加入1.5 ml 4℃儲存的三氟化硼于螺旋帽玻璃瓶中，往瓶中吹氮氣約25 s，蓋緊瓶蓋；于恒溫干浴型加熱器中，100℃恒溫加熱1 h；加熱結束，置于室溫冷卻后每瓶中加入1 ml雙蒸水，渦旋振蕩1 min，3 000 r·min-1離心 5 min；用吸管將瓶中上層液轉移至干凈的氣相色譜瓶；在通風廚中，用氮氣吹干氣相色譜瓶中的液體；每個氣相色譜瓶加入100μl正己烷，渦旋振蕩2 min；把氣相色譜瓶中的正己烷轉移至內存管，再放回氣相色譜瓶，蓋緊蓋子，封口膠封口，-20℃避光保存，切勿倒置。

1.6 W estern blot檢測 將PC12細胞按照5×108·L-1接種于預先多聚賴氨酸處理含10%馬血清、5%胎牛血清DMEM的培養皿，培養24 h后，換用含1%胎牛血清和1%馬血清的DMEM培養基，分別在3、6、9 d時取出細胞，吸掉培養基，用含1%BSA的PBS洗兩次，將培養皿中的PC12細胞用細胞刮冰上收集到相應離心管中，2 000 r·min-1離心10 min，PBS漂洗1次，使用總蛋白提取試劑盒提取蛋白，使用BCA蛋白濃度測定試劑盒定量蛋白濃度。每孔上樣50μg蛋白，12%SDS-PAGE凝膠電泳分離，電轉移至PVDF膜上，5%脫脂奶粉室溫封閉1 h。一抗 BMP4（1∶50）、BMP7（2.5 mg·L-1）、BMPR-Ⅱ（1∶50）、p-Smad 1/5/8（1∶50）、β-actin（1∶500），二抗（1∶1 000），化學發光法顯示結果，壓片曝光，顯影定影后掃描。利用Image-Pro plus 6.0分析軟件對實驗結果進行分析，以目的條帶與內參β-actin的平均吸光度比值表示相對表達水平，進行半定量分析。

1.7 統計學處理 每個實驗至少重復3次，每次實驗至少有3個重復值。實驗結果數據均采用ˉx±s表示，并采用GraphPad統計軟件進行單因素方差（One-Way ANOVA）分析。

Tab 1 Effect of DHA on neurite development of PC12 cells（±s）

Tab 1 Effect of DHA on neurite development of PC12 cells（±s）

**P＜0.01 vs control group.

Group Neurite-length/μm Number of neurite 3 d 6 d 9 d Control 7.4±0.8 17.8±5.3 22.4±3.8 0.6±0.5 1.3 d 6 d 9 d 4±1.0 1.8±0.7 DHA 18.6±3.9** 34.3±10.9** 39.7±7.9** 1.8±0.7** 2.8±0.9** 3.3±1.1**

2 結果

2.1 MAP-2免疫熒光法觀察DHA對NGF誘導的PC12細胞突起的影響 如Fig 1和Tab 1所示，對照組細胞在培養3 d時，只有少數細胞長出細短的突起；而DHA與NGF共同作用3 d時，細胞突起長度與對照組相比增長。DHA與NGF共同作用6 d時，DHA組與對照組的細胞相比，DHA組細胞的突起增長、突起數目增多；同樣的，DHA與NGF共同作用9 d，與對照組相比，DHA組細胞的體積增大，突起長度明顯增長，突起數目明顯增多。

2.2 氣相色譜檢測PC12細胞中的DHA含量 氣相色譜檢測結果如Tab 2所示，在培養3 d時，對照組細胞的DHA含量過低，不在檢測限之內，而DHA組細胞的DHA含量為2.48%；培養6 d時，對照組細胞的DHA含量仍低，不在檢測限之內，而DHA組細胞的DHA含量為5.68%；培養9 d時，對照組細胞DHA含量為1.3%，DHA組為6.98%。

Fig 1 Promotion effect of DHA on NGF-induced neurite outgrow th in PC12 cells（200×）

Tab 2 DHA content of DHA group and control group analysed by gas chromatography（ˉ±s）

Tab 2 DHA content of DHA group and control group analysed by gas chromatography（ˉ±s）

“--”Notwithin the limits of detection.**P＜0.01 vs control group.

G r o u p D H A c o n t e n t/%3 d 6 d 9 d C o n t r o l -- -- 1.3 0±0.2 5 D H A 2.4 8±0.2 8**5.6 8±0.7 2**6.9 8±0.5 4**

2.3 W estern blot結果 用Western blot的方法檢測 PC12細胞BMP4、BMP7、BMPR-Ⅱ和 p-Smad 1/5/8蛋白的表達。結果如Fig 2所示，與對照組相比，DHA組細胞的BMP7、BMPR-Ⅱ蛋白表達明顯增加，以作用6 d的細胞表達量較多；DHA組細胞BMP4和p-Smad 1/5/8表達量高于對照組，且6 d和9 d的細胞表達量較多。

3 討論

DHA促進大腦發育及改善認知功能的觀點在學界已得到普遍認同。近年的研究發現，DHA主要影響腦內神經元的生長狀況，且補充DHA可促進成年哺乳動物DG區神經元的分化，增加神經元樹突棘的密度和活性神經元的數目，增強神經元突觸可塑性［9-10］。此外，DHA還可促進胚胎干細胞、神經元及擬神經細胞如PC12細胞等的增殖和分化能力，并能明顯增加各類細胞突起的長度和分支數目［11-13］。從本實驗MAP-2免疫細胞化學染色的結果，我們發現誘導9 d的PC12細胞對照組與DHA組相比差異明顯，DHA組細胞體積、突起長度和數目都明顯比對照組增大和增多，證明了在NGF存在的情況下，DHA可以明顯促進PC12細胞突起的生長及提高PC12細胞的分化水平。我們進一步用氣相色譜法探討PC12細胞在給予DHA處理后，細胞DHA含量的變化，氣相色譜的結果表明，對照組PC12細胞隨著NGF誘導時間的增加，細胞的突起長度不斷增長、突起數目不斷增多，且細胞中DHA的含量也不斷增多，但與DHA組相比，DHA組細胞的DHA含量更高。以上結果進一步表明了補充DHA有助于增強NGF誘導PC12細胞的分化。在中樞神經系統發育過程中，神經元分化和隨后的形態發生是其中最為關鍵的環節。骨形態發生蛋白是轉化生長因子超家族的成員，最早被發現是與骨骼系統的發育形成過程密切相關，而越來越多的研究表明，不同亞型的骨形態發生蛋白在神經系統的不同區域呈持續性表達，一系列的實驗研究表明，不同亞型的BMPs配體蛋白在神經系統發育過程中發揮重要作用，如BMP2、BMP4和BMP7在頂蓋區域有特異的高表達，若采用基因手段干預其表達，則會引起許多中樞神經結構的表達缺失，造成先天畸形［14］。Lein等［15］早在上世紀 90年代就發現 BMP7對交感神經元樹突發育有強大的促進作用。也有研究［16］指出BMP7表達的缺失可導致腦膜和海馬發育缺陷。進一步的研究也發現［17］，另一配體蛋白BMP2具有類似神經營養因子的作用，可誘導PC12細胞系神經分化，促進神經元形態發生，并在體外培養環境中發揮促進GABA能神經元存活和分化的作用［18］。但目前尚無明確的研究證實，DHA促進神經元或擬神經細胞的分化及生長與BMPs配體蛋白的表達有關。

本實驗發現，與對照組相比，添加10μmol·L-1DHA可不同程度的上調了BMP4、BMP7、BMPRⅡ和P-smad 1/5/8蛋白的表達，這說明補充DHA可能促進BMPs配體蛋白的表達，促進BMPs信號通路的活化。以上結果表明，增加PC12細胞的DHA攝取，能促進NGF誘導的PC12細胞分化過程，其機制可能與上調BMPs中 BMP4、BMP7蛋白的表達，激活更多的BMPRII受體并與之結合，使I型受體磷酸化后，招募效應分子Smad 1/5/8，使Smad 1/5/8磷酸化水平升高。大量的磷酸化 Smad 1/5/8與Smad4結合并轉運至核內，在其他轉錄因子的協同作用下，形成轉錄復合物結合至靶基因的調控區域，從而調控靶基因的表達以發揮生物學效應。

Fig 2 Expression of BMP4，BMP7，BMPR-Ⅱand p-Smad 1/5/8 protein upregulated by DHAˉx±s，n＝3）*P＜0.05，**P＜0.01 vs control

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