PhoPR雙組分信號轉導系統對結核分枝桿菌持留性的調控機制研究

鄔 博,雷 英,吳 芳,章 樂,吳江東,曹旭東,朱 彬,何 麗 ,李瑞山張玉清,王 釗,王 君,柳小玲,張培培,梁 粟,張萬江

PhoPR雙組分信號轉導系統對結核分枝桿菌持留性的調控機制研究

鄔 博1,雷 英2,吳 芳1,章 樂1,吳江東1,曹旭東1,朱 彬1,何 麗1,李瑞山1張玉清1,王 釗1,王 君1,柳小玲1,張培培1,梁 粟1,張萬江1

目的 本研究通過誘導結核分枝桿菌在低氧環境中進入持留狀態，來比較分析不同時間不同低氧環境下結核分枝桿菌中的PhoP基因和PhoR基因的表達水平差異，探討研究PhoPR雙組分信號轉導系統對結核分枝桿菌持留性的調控機制。方法 首先對結核分枝桿菌國際標準無毒株(H37Ra)和結核分枝桿菌國際標準強毒株(H37Rv)在不同低氧環境下進行培養，提取每個樣本菌株的總RNA，并進行完整性鑒定；運用SYBR Green I實時熒光定量PCR檢測每個樣本菌株中PhoP基因和PhoR基因的表達水平；比較分析不同時間不同低氧環境下的結核分枝桿菌菌株PhoP基因和PhoR基因的表達水平差異。結果 在不同時間點對低氧環境的結核分枝桿菌PhoP基因和PhoR基因的表達水平進行檢測，結果顯示：與第10 d相比，培養至第15 d時H37Rv菌株和H37Ra菌株中的PhoP基因和PhoR基因的表達水平均顯著上調，差異有統計學意義(P<0.05)；并且培養至第25 d時，H37Rv菌株中的PhoP基因和PhoR基因的表達水平比H37Ra菌株表達均上調2.34倍，差異有統計學意義(P<0.05)。結論 在不同時間點相同毒力的結核分枝桿菌的PhoPR雙組分信號轉導系統中PhoP基因和PhoR基因在不同低氧環境下的表達存在差異，而且在相同時間點不同毒力結核分枝桿菌的PhoPR雙組分信號轉導系統中PhoP基因和PhoR基因在不同低氧環境下的表達也存在差異，表明PhoPR雙組分信號轉導系統對結核分枝桿菌的持留性具有調控作用。

結核分枝桿菌；持留性；PhoPR雙組分信號轉導系統

結核分枝桿菌(Mycobacteriumtuberculosis, MTB)是引發結核病(tuberculosis, TB)的主要病原菌，其潛伏感染是導致活動性結核病的主要原因。因此對結核分枝桿菌潛伏感染的研究有助于降低活動性結核病的發病率和死亡率。有研究發現，結核分枝桿菌感染機體后大部分細菌能被機體清除，僅有少數細菌能夠在機體內以一種非增殖的狀態持久存在，并且這部分細菌對各種化療藥物不敏感[1-2]，使用抗結核藥物并不能殺死這部分持留菌。因此認為結核分枝桿菌的持留性能夠使細菌在逆境中在組織內保持穩定和對環境的無反應性[3]，該特性是導致結核病具有潛伏性的原因。

目前對結核分枝桿菌的持留性研究發現，部分細菌受到某些環境因子刺激后能夠誘導表達促使其持留的相關基因[4]，并且在惡劣的生存環境中結核分枝桿菌能夠通過調控這些持留相關的基因的表達來實現其在宿主體內持留。但是目前對結核分枝桿菌在惡劣環境中是如何調控這些持留相關基因表達的仍然未被闡明。而結核分枝桿菌PhoPR雙組分信號轉導系統作為一個重要的調節細菌適應環境變化的系統，能夠調控細菌自身的相關靶基因的表達，促使其適應宿主體內微環境的變化以達到持久存留在宿主體內的目的[5]。因此本研究通過在低氧環境中誘導結核分枝桿菌進入持留狀態，來分析在不同低氧持留狀態下結核分枝桿菌PhoPR雙組分信號轉導系統中PhoP基因和PhoR基因在結核分枝桿菌中的表達水平差異，進而揭示該系統是否對結核分枝桿菌持留性具有調控作用，并且進一步探討了毒力差異是否對細菌的持留性的調控存在影響。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 菌株來源 結核桿菌國際標準強毒株(H37Rv)和結核桿菌國際標準無毒株(H37Ra)均來源于中國食品藥品檢定研究院，由本實驗室保存。

1.1.2 主要儀器與試劑 SYBR Green I實時定量PCR儀(美國 Bio-Rad公司)，Gel Doc2000凝膠成像系統(美國Bio-Rad公司)，NanoDrop 2000超微量分光光度計(美國MDC公司)，細菌RNA提取試劑盒RNeasy Plus Universal Midi Kit(德國QIAGEN公司)，逆轉錄試劑盒RevertAidTMFirst Strand cDNA Synthesis Kit(加拿大Fermentas公司)，熒光定量試劑盒QuantiFast SYBR Green PCR Kit(上海凱杰生物技術有限公司)，中性羅氏培養管(珠海貝索生物技術有限公司)，Lysozyme、蛋白酶K均購自北京索萊寶科技有限公司，Goldview I核酸染料購自北京中生瑞泰科技有限公司，氯仿、無RNase酶槍頭及離心管購自上海生物工程有限公司，無水乙醇購自山東濰坊金凱利華有限公司。

1.2 方法

1.2.1 結核分枝桿菌的培養及體外低氧誘導[6]本實驗所使用H37Rv和H37Ra菌株已由實驗室前期鑒定完成。將保存的H37Rv和H37Ra菌株分別接種到改良的羅氏固體培養基上，并在37 ℃恒溫孵育箱孵育3～4周。挑取生長狀態良好、菌落形態完整的菌落制備成菌懸液接種到7H9液體培養基中，并將其置于37 ℃恒溫孵育箱培養至對數生長期(OD600～0.4)。然后將培養物稀釋為OD600～0.1，并取5 mL稀釋的培養物分裝在含有15 mL 7H9新鮮培養基的試管中(試管口不密封)，然后將試管置于含有5% CO2和5% O2的有氧環境[7]中37 ℃培養。另取5 mL稀釋的培養物分裝在15 mL 7H9新鮮培養基的試管中，擰緊試管蓋并用封口膜密封試管口，然后將試管置于密閉性優良的培養箱中37 ℃培養，并在培養的不同時間點( 5 d、10 d、15 d、20 d、25 d)分別取不同低氧環境中的細菌均勻接種在中性羅氏培養管內并在37 ℃培養并觀察有無菌落生長。同時收集不同時間點的各樣本菌株抽提細菌總RNA。

1.2.2 結核分枝桿菌計數 將分別培養了5 d、10 d、15 d、20 d、25 d的各樣本菌株進行一系列的10倍稀釋，各取1 mL稀釋菌液均勻接種到中性羅氏培養管內，不同時間點的每個樣品菌株的每個濃度各接種3管，在37 ℃培養并進行菌落計數(CFU)。

1.2.3 結核分枝桿菌總RNA提取[8]分別收集不同時間點每個樣本結核分枝桿菌(約250 mg)置于2 mL無酶EP管中，并向管內加入200 μL 1ⅹTE緩沖液和80 μL溶菌酶存儲液，將其置于37 ℃恒溫水浴鍋內過夜。次日取出無酶EP管，向每管中分別加入20 μL蛋白酶K存儲液，并置于42 ℃恒溫水浴鍋15 min后將細菌混合液強力混勻2 min。然后按照細菌RNA提取試劑盒的操作步驟抽提細菌總RNA。將獲取的總RNA洗脫液分裝到3只小型無酶PCR管中，分別用于逆轉錄成cDNA、檢測RNA的完整性和RNA的純度。

1.2.4 總RNA逆轉為cDNA反應 按照逆轉錄試劑盒上的操作步驟將RNA逆轉錄為cDNA，并將逆轉錄的cDNA存儲在-80 ℃冰箱備用。

1.2.5 應用實時熒光定量PCR檢測目的基因PhoP和PhoR的表達 根據NCBI網站上提供的結核分枝桿菌的PhoP基因和PhoR基因的序列，應用Primer 5和Oligo 6軟件設計PhoP、PhoR基因以及內參基因SigA寡核苷酸引物，引物序列見表1。并建立了適宜的的反應體系和條件。然后采用SYBR Green I實時熒光定量PCR儀配套的SDS2.1軟件完成數據采集。根據ΔΔCt和2-ΔΔCt法求出各個菌株樣本中PhoP基因和PhoR基因的相對表達量。

表1 PhoR基因、PhoP基因及內參基因SigA的引物序列

Note:F-Forward primer; R-Revevse priner.

2 結 果

2.1 MTB總RNA的提取 應用NanoDrop2000超微量分光光度計測量，吸光度比值(A260/A280在1.7～2.0之間，且A260>1， A260/A230>2.0)；同時應用1%瓊脂糖凝膠電泳對提取的總RNA進行完整性鑒定，23S RNA和16S RNA條帶均清晰可見，并且23S條帶亮度約是16S條帶亮度的兩倍，說明總RNA完整。

2.2 PhoP基因的表達量 在低氧持留狀態下，H37Rv菌株和H37Ra菌株中在不同時間點的PhoP基因的ΔΔCt檢測結果見表2，H37Rv菌株和H37Ra菌株中的PhoP基因相對表達水平見圖1。統計結果顯示：與第10 d相比，培養至15 d時H37Rv菌株和H37Ra菌株中的PhoP基因的表達水平分別上調了4.24倍和3.20倍，差異有統計學意義(P<0.05)；并且在培養至第25 d時，H37Rv菌株中的PhoP基因的表達水平比H37Ra菌株表達上調2.34倍，差異有統計學意義(P<0.05)。

2.3 PhoR基因的表達量 在低氧持留狀態下，H37Rv菌株和H37Ra菌株中在不同時間點的PhoR基因的ΔΔCt檢測結果見表3，H37Rv菌株和H37Ra菌株中的PhoR基因相對表達水平見圖2。統計結果顯示：與第10 d相比，培養至第15 d時H37Rv菌株和H37Ra菌株中的PhoR基因的表達水平分別上調了3.45倍和2.71倍，差異有統計學意義(P<0.05)；并且在培養第20 d和第25 d時，H37Rv菌株中的PhoR基因的表達水平比H37Ra菌株表達上調1.28倍和2.34倍，差異有統計學意義(P<0.05)。

表2 低氧環境下結核分枝桿菌的PhoP基因在不同時間點的ΔΔCt檢測結果(n=5)

Tab.2 ΔΔCt test results of PhoP gene of MTB strains under low-oxygen conditions at various times (n=5)

Time(Day)M.tbstrainH37RvH37Rax±sx±s52.82±0.242.70±0.19101.37±0.131.43±0.2415-1.38±0.13a-1.00±0.18b20-2.19±0.11-1.84±0.1225-3.71±0.17c-2.48±0.13F68.58848.409P0.0000.000

Note:aP<0.05, compared with the H37Rv at 10 days;bP<0.05, compared with the H37Ra at 10 days;cP<0.05, compared with the H37Ra at 25 days.

P<0.05, compared with the H37Ra at same time.

圖1 低氧環境下結核分枝桿菌菌株在不同時間點的PhoP基因的相對表達水平

Fig.1 Relative expression levels of PhoP of MTB strains detected under low-oxygen conditions at various times

表3 低氧環境下結核分枝桿菌的PhoR基因在不同時間點的ΔΔCt檢測結果(n=5)

Tab.3 ΔΔCt test results of PhoR gene of MTB strains under low-oxygen conditions at various times (n=5)

Time(Day)M.tbstrainH37RvH37Rax±sx±s53.36±0.693.64±0.21102.40±0.332.45±0.2115-1.48±0.37a-1.09±0.20b20-2.62±0.35-1.96±0.2625-3.76±0.35c-2.47±0.41F54.94150.140P0.0000.000

Note:aP<0.05, compared with the H37Rv at 10 days;bP<0.05, compared with the H37Ra at 10 days;cP<0.05, compared with the H37Ra at 25 days.

P<0.05, compared with the H37Ra at same time.

圖2 低氧環境下結核分枝桿菌菌株在不同時間點的PhoR基因的相對表達水平

Fig.2 Relative expression levels of PhoR of MTB strains detected under low-oxygen conditions at various times

2.4 結核分枝桿菌菌落計數結果 將低氧環境下分別培養了5 d、10 d、15 d、20 d、25 d的各樣本菌株進行一系列的10倍稀釋，各取1 mL稀釋菌液均勻接種到中性羅氏培養管內，不同時間點的各樣品菌株的每個濃度接種3管，并在37 ℃培養28 d進行菌落計數(CFU)。結果見圖3。

Note:P<0.05, compared with the H37Ra at same time.

圖3 不同毒力菌株在不同時間點的菌落計數

Fig.3 Colony counts for MTB strains in different virulence determined in different time points.

3 討 論

結核分枝桿菌能夠在機體內長期處于潛伏狀態，這可能與細菌的持留性有著密切關聯。當結核分枝桿菌感染宿主后，其可以被宿主的免疫細胞吞噬包裹并形成結核肉芽腫。結核肉芽腫中的結核分枝桿菌將處于營養物質缺乏的環境中，為了適應這些不利環境的影響結核分枝桿菌將會調控自身相關基因表達來應對。但對于結核分枝桿菌在惡劣環境中是如何調控這些基因表達的仍然未被闡明。目前發現結核分枝桿菌具有11個雙組分調控系統，其中PhoPR雙組分信號轉導系統對結核分枝桿菌處于低氧等惡劣生存環境中具有重要的調控作用。因此本研究通過對低氧環境下處于持留狀態的結核分枝桿菌中的PhoP基因和PhoR基因的表達水平的研究，來揭示結核分枝桿菌在不同低氧持留狀態下結核分枝桿菌PhoPR雙組分信號轉導系統是否對細菌的持留性具有調控作用。

有研究表明，結核分枝桿菌處于低氧環境下可被誘導進入持留狀態[9]。而且本研究發現，H37Rv菌株和H37Ra菌株中的PhoP基因和PhoR基因的表達水平在不同低氧持留狀態下的表達存在差異，并且隨著氧的消耗和代謝廢物的累積細菌的PhoR基因和PhoP基因的表達水平顯著上調。同時對低氧環境下不同時間點培養的菌落形態觀察發現，隨著培養管中氧的消耗，活菌數量隨之減少，菌落形態發生了改變，細菌生長速率減慢甚至停滯。這些結果提示結核分枝桿菌對低氧等不利環境的感知并調節代謝相關基因的表達可能受到了結核分枝桿菌PhoPR雙組分信號轉導系統調控，并且細菌處于低氧持留狀態時可能通過下調新陳代謝和生物合成的相關通路基因的表達來應對外界不利環境[10]，進而使其處于無反應的持留狀態。

為了闡明結核分枝桿菌毒力差異對細菌持留性的影響是否受到PhoPR雙組分信號轉導系統調控，本實驗對H37Rv菌株和H37Ra菌株在低氧持留狀態中的PhoR基因和PhoP基因的表達水平進行比較，發現培養至第20 d和第25 d時H37Rv菌株的PhoR基因表達水平較H37Ra菌株分別表達上調，并且培養至第25 d時H37Rv菌株的PhoP基因表達水平較H37Ra菌株表達上調。而且對低氧環境下不同時間點培養的菌落觀察發現，培養至第20 d和第25 d時的H37Rv菌株的活菌數比相同時間點的H37Ra菌株的活菌數多。這些結果均提示在低氧持留狀態中毒力強的菌株適應環境變化的能力要比毒力弱的菌株強，并且毒力強弱菌株的持留性可能受到PhoPR雙組分信號轉導系統調控。而且也有研究發現H37Rv菌株在低氧持留狀態下能夠調節多個持留相關基因的表達來應對不利環境的影響[11]。

結核分枝桿菌的持留性對細菌逃避機體的免疫殺傷具有重要作用，而細菌對巨噬細胞微環境感應并作出應答反應調控的作用可能更有利于細菌的持留性產生和對宿主的免疫逃避[12]。本研究發現，在低氧持留狀態中H37Ra菌株和H37Rv菌株的PhoP基因的表達均出現上調。這個結果提示PhoP作為結核分枝桿菌PhoPR雙組分信號轉導系統中一個重要的反應調節蛋白，它能夠與PhoR相互協作來調控細菌相關持留基因的表達來應對外界微環境變化。并且有學者認為結核分枝桿菌PhoPR雙組分信號轉導系統能夠與DosRST雙組分系統協同發揮作用，研究發現PhoP基因缺失突變菌株對低氧環境反應遲鈍，而且該突變菌株中的DosR基因的表達水平下調，這個結果提示細菌處于低氧持留狀態時PhoP蛋白對DosR基因的表達可能存在調控作用[13]。而且DosRST雙組分系統對細菌在初期低氧環境下的生存具有重要的作用，研究結果提示DosR基因缺失菌株在低氧環境下的生存能力顯著低于野生型親本菌株，而將野生型親本菌株中的DosR基因重組到DosR基因缺失菌株中后，可以部分恢復該缺失菌株在低氧環境下的生存能力[14]。這些結果均提示在低氧持留狀態下結核分枝桿菌PhoPR雙組分信號轉導系統與DosRST雙組分系統對細菌的持留性可能具有協同的調節作用。

此外本實驗研究發現在低氧初期時PhoR基因和PhoP基因的表達水平在第5 d和第10 d并沒有統計學差異，這可能與細菌在低氧初期應答主要受到DosRST雙組分系統調控有關[15 -16]。但隨著氧的消耗和代謝廢物的累積MTB為了耐受低氧環境的挑戰，將啟動PhoPR雙組分信號轉導系統來調控耐受低氧應答的相關基因表達。因此本實驗發現PhoR基因和PhoP基因表達水平隨著氧的消耗而表達增高。這表明結核分枝桿菌為了適應不利環境的影響調控了相關適應環境變化的靶基因的表達。而為了適度地調控這些基因表達，細菌中調節這些基因表達的調控基因也隨之上調其表達水平。這也進一步提示結核分枝桿菌對外界環境變化的獨特適應能力并不僅僅通過單一機制實現的，而是通過一系列復雜的調控應答機制來完成的。

結核分枝桿菌的持留性與細菌處于惡劣的生存環境時改變自身新陳代謝途徑有關，而這些代謝途徑的改變需要細菌的調控系統對其進行調節。因此本研究通過構建低氧環境來誘導結核桿菌進入持留狀態，研究發現結核分枝桿菌PhoPR雙組分信號轉導系統對細菌持留性可能具有調控作用。這為進一步闡明潛伏感染時細菌持留性的調控作用提供了理論依據，也為研發新型抗潛伏感染的結核分枝桿菌藥物提供了藥物新靶點。

[1]Mccune RM, Feldmann FM, Lambert HP, et al. Microbial persistence. I. The capacity of tubercle bacilli to survive sterilization in mouse tissues[J]. J Exp Med, 1966, 123(3): 445-468.

[2]Mccune RM, Feldmann FM, Mcdermott W. Microbial persistence. II. characteristics of the sterile state of tubercle bacilli[J]. J Exp Med, 1966, 123(3): 469-486.

[3]Pan YX, Lu Y. Reaction to the bookM.tuberculosispersistence, latency, and dyug tolerance[J]. Chin J Tuberc Respir Dis,2005, 28(2): 141-143.(in Chinese) 潘毓萱, 陸宇. 《結核分枝桿菌持留性、潛伏性和藥物耐受性》一文讀后感[J]. 中華結核和呼吸雜志, 2005, 28(2): 141-143.

[4]Hampshire T, Soneji S, Bacon J, et al. Stationary phase expression ofMycobacteriumtuberculosisfollowing a progressive nutrient depletion:a model for persistent organisms?[J]. Tuberculosis (Edinb), 2004, 84(3/4): 228-238. DOI: 10.1016/j.tube.2003.12.010

[5]Walters SB, Dubnau E, Kolesnikova I, et al. TheMycobacteriumtuberculosisPhoPR two-component system regulates genes essential for virulence and complex lipid biosynthesis[J]. Mol Microbiol, 2006, 60(2): 312-330. DOI: 10.1111/j.1365-2958.2006.05102.x

[6]Wayne LG, Hayes LG. Aninvitromodel for sequential study of shiftdown ofMycobacteriumtuberculosisthrough two stages of nonreplicating persistence[J]. Infect Immun, 1996, 64(6):2062-2069.

[7]Ghodbane R, Raoult D, Drancourt M. Dramatic reduction of culture time ofMycobacteriumtuberculosis[J]. Sci Rep, 2014, 4: 4236. DOI: 10.1038/srep04236

[8]Michelle MG, Lucia M, Ronald WR, et al. Ald ofMycobacteriumtuberculosisencodes both the alanine dehydrogenase and the putative glycine dehydrogenase[J]. J Bacteriol, 2012, 194(5): 1045-1054. DOI: 10.1128/JB.05914-11

[9]Boon C, Dick T.MycobacteriumbovisBCG response regulator essential for hypoxic dormancy[J]. J Bacteriol, 2002, 184(24): 6760-6767. DOI: 10.1128/JB.184.24

[10]Allenby NEE, Laing E, Bucca G, et al. Diverse control of metabolism and other cellular processes inStreptomycescoelicolorby the PhoP transcription factor: genome-wide identification ofinvivotargets[J]. Nucleic Acids Research, 2012, 40(19): 9543-9556. DOI: 10.1093/nar/gks766

[11]Fang X, Wallqvist A, Reifman J. Modeling phenotypic metabolic adaptations ofMycobacteriumtuberculosisH37Rv under Hypoxia[J]. PLoS Comput Biol, 2012, 8(9): e1002688. DOI: 10.1371/journal.pcbi.1002688

[12]Noton KD, Joel SB. Systems biology-based identification ofMycobacteriumtuberculosispersistence genes in mouse lungs[J]. mBio, 2014, 5(1): e1066-13. DOI: 10.1128/mBio.01066-13

[13]Majumdar SD, Vashist A, Dhingra S, et al. Appropriate DevR(DosR)-Mediated signaling determines transcriptional response, hypoxic viability and virulence ofMycobacteriumtuberculosis[J]. PLoS ONE, 2012, 7(4): e35847. DOI: 10.1371/journal.pone.0035847

[14]Jesus GA, Mostowy S, Huygen K, et al. PhoP: a missing piece in the intricate puzzle ofMycobacteriumtuberculosisvirulece[J]. PLoS ONE, 2008, 3(10): e3496. DOI: 10.1371/journal.pone.0003496

[15]Bartek IL, Rutherford R, Gruppo V, et al. The DosR regulation ofM.tuberculosisand antibacterial tolerance[J]. Tnberculosis (Edinb), 2009, 89(4): 310-316. DOI: 10.1016/j.tube.2009.06.001

[16]Martin G, Stefan HEK.Mycobacteriumtuberculosis: success through dormancy[J]. FEMS Microbiol Rev, 2012, 36(3): 514-532. DOI: 10.1111/j.1574-6976.2012.00331.x

Regulatory mechanisms of PhoPR two-component signal transduction system inMycobacteriumtuberculosispersistence

WU Bo1，LEI Ying2，WU Fang1，ZHANG Le1，WU Jiang-dong1,CAO Xu-dong1,ZHU Bin1,HE Li1,LI Rui-shan1,ZHANG Yu-qing1,WANG Zhao1,WANG Jun1,LIU Xiao-ling1,ZHANG Pei-pei1,LIANG Su1,ZHANG Wan-jiang1

(1.DepartmentofPathogenicBiologyandImmunologyMedicalSchoolofShiheziUniversity/TheKeyLaboratoryofEndemicandEthnicDiseaseas,ShiheziUniversity,Shihezi832000,China;2.Department1ofGeriatrics,ShiheziPeople’sHospital,Shihezi832000,China)

In this study, we explored the regulatory mechanisms of PhoPR two-component signal transduction system inMycobacteriumtuberculosispersistence by analyzing the expression levels difference of PhoP gene and PhoR gene at various time in different oxygen conditions ofMycobacteriumtuberculosiswhich were induced persistent state under low-oxygen conditions. The international standard avirulent strains ofMycobacteriumtuberculosis(H37Ra) and the international standard virulent strains ofMycobacteriumtuberculosis(H37Rv) were cultured under different low-oxygen conditions, then the total RNA extracted from each sample strain and the integrity of the RNA were checked by gel electrophoresis. The expression of PhoP gene and PhoR gene were quantified by using SYBR Green I FQ-PCR. The expression levels difference of these genes were compared in different low-oxygen conditions ofMycobacteriumtuberculosis. The expression levels of PhoP gene and PhoR gene ofMycobacteriumtuberculosisunder low-oxygen conditions were measured at various times. The expression level of PhoP gene and PhoR gene of H37Rv strain and H37Ra strain cultured for 15 days compared with 10 days were significantly up-regulated (P<0.05); and the expression level of PhoP gene and PhoR gene of H37Rv strain cultured for 25 days were up-regulated by 2.34 times compared with H37Ra strain (P<0.05). In this study, there are differences under different low-oxygen conditions in the expression levels of PhoP gene and PhoR gene ofMycobacteriumtuberculosisPhoPR two-component signal transduction system at various time and same virulent strains, and there are differences under the same low-oxygen condition in the expression levels of PhoP gene and PhoR gene ofMycobacteriumtuberculosisPhoPR two-component signal transduction system at the same time and different virulent strains. Therefore, the system plays a regulatory role inMycobacteriumtuberculosispersistence.

Mycobacteriumtuberculosis; persistence; PhoPR two-component signal transduction system

Zhang Wan-jiang, Email:zwj1117@sina.com

國家自然科學基金資助項目(No.81260261, 81160192)

張萬江, Email: zwj1117@sina.com

1.石河子大學醫學院微生物學與免疫學教研室/石河子大學《新疆地方與民族高發病》教育部重點實驗室，石河子 832000； 2.石河子市人民醫院老年病一科，石河子 832000

10.3969/cjz.j.issn.1002-2694.2015.02.005

R378

A

1002-2694(2015)02-0116-05

2014-06-17；

2014-11-26

Supported by the National Natural Science Foundation of China (Nos.81260261 and 81160192)