普通小球藻固定模擬煙氣中CO2的實驗研究

羅夢圓，楊俊紅，鞏啟濤，左鵬鵬，康利改

（中低溫熱能高效利用教育部重點實驗室，天津大學機械工程學院，天津 300072）

大氣中CO2濃度增加造成的全球變暖已成為一個重要的環境問題。因此，發展固碳技術來控制CO2排放，分離、回收與利用CO2尤為重要[1-2]。

近年來，人們開發了物理、化學和生物等多種固碳方法[2-3]。其中，物理和化學方法屬人工固碳，處理成本高且封存容量有限[4-5]。生物固碳屬于自然的碳封存過程，不需提純CO2，可節省分離、捕獲和壓縮CO2的成本[6]；且生物固碳是碳永久封存，不存在CO2逃逸風險。因此，生物固碳法是一種很有前景的固碳方法[7]。

利用微藻光合作用的生物固碳法被認為是一種有效的生物固碳方法[8]。微藻具有油脂含量高、光合效率高及生長周期短等優勢，且微藻對環境條件要求不高，適應能力強，許多微藻能夠耐受高濃度的CO2[9-10]。利用微藻生產生物燃料可與微藻減排CO2直接聯合起來[11]。

在微藻固碳領域，國內外學者已經開展了大量研究工作，尤其在CO2藻種的篩選和高效光生物反應器的開發兩方面。不少研究結果表明，普通小球藻固碳效果較好，且有較高的CO2耐性[4，12]，因此普通小球藻是一種適用于研究CO2環境下微藻固碳效應的藻種。光生物反應器是高效、大量培養微藻的關鍵設備。在管式、平板式和柱狀氣升式等眾多光生物反應器形式中，管式光生物反應器由于其較高的微藻生長速率及光照比表面積大等優勢，被認為是最適于培養微藻的光生物反應器形式[13-15]。

因此，本工作以普通小球藻為研究對象，利用自行設計的沿程曝氣型套管式光生物反應器培養小球藻，研究不同CO2體積分數（5%、10%、15%、20%）的模擬煙氣對普通小球藻的生長及固碳速率的影響，以期為普通小球藻固定工業煙氣中CO2技術開發提供研究基礎。

1 實驗材料及方法

1.1 藻種和培養基

本研究采用普通小球藻（Chlorella vulgarisFACHB-1227）作為實驗藻種，藻種采購于中國科學院典型培養物保藏委員會淡水藻種庫（FACHB-Collection）。

實驗選用SE無碳培養基[16]培養小球藻，其配方如下：NaNO30.25g/L，K2HPO4·3H2O 0.075g/L，MgSO4·7H2O 0.075g/L，CaCl2·2H2O 0.025g/L，KH2PO40.175g/L，NaCl 0.025g/L，Soil extract 40mL，FeCl3·6H2O 0.005g/L，Fe-EDTA 1mL，A5 solution 1mL。

1.2 光生物反應器、實驗系統及實驗設備

1.2.1 光生物反應器

實驗培養過程在自制的沿程曝氣型套管式光生物反應器中進行。反應器材質為透明有機玻璃，外管內徑為200mm，壁厚為8mm，外管上端有直徑為30mm的玻璃排氣孔；內部套管外徑為100mm，壁厚為5mm，內部套管軸向壁面上等距布置49個直徑1mm的曝氣孔，位于內管背光斜下角45°位置。內外管管長均為1000mm。沿程曝氣型套管式光生物反應器的結構示意圖見圖1。

1.2.2 實驗系統

采用作者課題組設計的的固碳產油微藻高效規模化培養系統，其結構簡圖見圖2。

圖1 沿程曝氣型套管式光生物反應器結構示意圖

圖2 固碳產油微藻高效規模化培養系統結構簡圖

圖2實驗系統分藻液的流動循環和氣體循環。

藻液的流動循環：蠕動泵9作為藻液循環動力，將藻液從封閉的儲液槽8中泵入光生物反應器6內，此時儲液槽內由于藻液的減少導致槽內氣壓降低，使得光生物反應器6中的藻液流入儲液槽8中，完成一次藻液的流動循環。

氣體循環：培養開始時關閉節流閥16，打開節流閥14、15及排氣閥17，由空氣泵2吸入空氣，經節流閥15控制進入混氣室3，同時CO2氣瓶1通過節流閥14控制將CO2氣體通入混氣室3，混氣室中的氣體通過氣體分析儀4測量CO2含量，調節節流閥14控制CO2的流量，配置CO2濃度至設定濃度后關閉節流閥14。打開節流閥16并關閉儲氣罐排氣閥17，開啟空氣泵2開始培養微藻，待CO2體積分數下降0.5%時，打開節流閥14適當補充CO2，待濃度達到設定濃度時，關閉節流閥14，反復進行。

1.2.3 實驗主要設備

實驗主要用到的設備有：SX-500型高壓滅菌器，Tomy Digital Biology Co. Ltd；XDS-200D型倒置生物顯微鏡，上海蔡康光學儀器有限公司；LG10-2.4A型高速離心機，北京京立離心機有限公司； 101-1型電熱鼓風干燥箱，天津市泰斯特儀器有限公司。

1.3 培養條件

藻液初始接種密度為3×105cells/mL，反應器裝液量為35L。恒溫水浴池提供25℃的恒溫水浴，采用日光燈提供光源，光照強度為3960lux，光暗周期為12h∶12h，藻液循環速率為1.5L/min。實驗采用間歇性曝氣，空氣流量為10L/min，每天9：00開始曝氣并開啟光源，每隔1h曝氣一次，每次曝氣0.5h，晚上21：00關閉光源并停止曝氣。模擬煙氣采用含5%、10%、15%和20%CO2的空氣，同時與通入純空氣對比。

1.4 測量方法

1.4.1 藻細胞密度和干重的測定

藻細胞密度的測定采用血球計數板計數法[17]，每天早晚各記錄一次。

藻細胞干重的測定采用干重法。取待測藻液在高速離心機中4000r/min轉速下離心10min，去除上清液，將沉淀物置于電熱鼓風干燥箱中，在105℃下烘干2h至恒重[18-19]，冷卻至室溫其稱干重。

1.4.2 微藻固碳率的計算

小球藻的固碳率可利用藻細胞的干重及其含碳率來計算，見式（1）[20]。

式中，V為小球藻的固碳率，g/(L·d)；，MCO2為CO2分子量，g/mol；MC為碳的原子量，g/mol，X0和X1分別為初始接種和培養結束時微藻干重，g/L；T為培養時間，天。C為微藻的含碳率（質量分數），根據微藻的經驗分子式計算確定微藻的含碳率[7，21]。

1.4.3 藻液溶氧量、pH值的測定 由儲液槽內安裝的pH計和溶氧儀分別測量。

2 結果和討論

微藻利用CO2進行光合作用并產生O2，不同的CO2通入量對藻體的生長有直接的影響，進而影響微藻的固碳速率。同時，由于CO2的通入，藻液的pH值及藻液溶氧量也會受到影響。

2.1 不同CO2濃度對小球藻細胞密度及固碳速率的影響

不同濃度CO2對普通小球藻細胞密度及固碳速率的影響見圖3。

圖3 不同濃度CO2下普通小球藻細胞密度隨時間的變化

由圖3知，培養前4天，空氣組與模擬煙氣組小球藻處于生長適應期，生長情況一致，如圖3中Ⅱ所示。第5天開始，空氣組小球藻細胞密度開始高于模擬煙氣組，且生長趨勢較好，小球藻開始進入生長期；而模擬煙氣組在前5天小球藻的生長情況一致，第6天開始10%CO2組藻細胞密度高于5%、15%和20%CO2組，5%組要優于15%和20%CO2組。整個生長期，空氣組藻細胞生長情況都要優于模擬煙氣組，模擬煙氣組中10%CO2組小球藻生長情況要優于5%、15%和20%CO2組，如圖3中Ⅱ所示。第14天時，空氣組、5%、15%和20%CO2模擬煙氣組都進入穩定期；但10%CO2模擬煙氣組仍處于生長期，且增長趨勢較好，第16天時，10%CO2組小球藻的細胞密度達到空氣組的細胞密度，第17天時高于空氣組，且仍處于增長趨勢，如圖3中Ⅲ所示。

經過17天的培養，小球藻在不同濃度CO2下細胞密度及固碳率比較見表1。由表1知，17天后，空氣組藻細胞密度達到7.67×106cells/mL。模擬煙氣組在10%CO2時藻細胞密度達最大值8.76×106cells/mL，相比于5%、15%組和20%組分別提高了54.23%、66.86%和76.97%；其固碳率達30.18mg/(L·d)，較5%、15%組和20%組分別提高了57.27%、70.89%和81.91%。

表1 培養17天后不同濃度CO2下普通小球藻細胞密度及固碳率

實驗結果表明，普通小球藻在10%CO2下細胞密度和固碳率達最大。許多學者也得出了類似結論。鞏三強等[22]采用BG-l1培養基在2.4L的氣升式光生物反應器中通入5%和15% CO2的模擬煙氣培養小球藻（Chlorella sorokinianaCS-01），結果表明，10%CO2的模擬煙氣中小球藻生長最好，固碳率最大[240mg/(L·d)]。徐強等[23]采用SE培養基在自制的微藻培養反應裝置中通入含7.0873%，9.5313%，15.0248%CO2的空氣培養小球藻，結果表明，小球藻在通入9.5313%CO2時生長較好，CO2吸收率最大（26.1108%）。

2.2 不同CO2下微藻藻液的pH值變化

培養期間空氣組和模擬煙氣組的普通小球藻藻液pH值變化如圖4。

由圖4知，空氣組的藻液pH值前9天一直緩慢上升，第9天之后開始穩定在9.00附近。模擬煙氣組的藻液pH值都由初始值急劇下降，5%、10%、15%和20%CO2模擬煙氣組的pH值由最初的7.40第二天分別急劇下降到5.83、5.38、5.07和5.16，然后緩慢上升基本穩定，最后分別達到5.96、5.78、5.54和5.57。模擬煙氣組藻液pH值基本穩定在 5.00～6.25。

圖4 不同濃度CO2下普通小球藻藻液pH值隨時間的變化

藻液的pH值變化主要受到小球藻的生長代謝和通入CO2的影響。空氣組藻液pH值上升主要是受微藻生長代謝的影響，藻細胞通過自身生長代謝活動改變培養基的pH值[24]。模擬煙氣組的藻液pH值變低主要受到通入的CO2的影響，CO2被藻液吸收后會與H2O作用生成H2CO3。H2CO3在藻液中轉變為HCO3-和CO32-形式的碳源，同時產生了H+，并且H+濃度隨著CO2溶解量的增大而升高，從而導致藻液pH值降低[4]。本實驗條件下模擬煙氣組的藻液pH值一直處于較低范圍（5.0～6.25），偏離普通小球藻適宜生長的最適pH值（10.0）[25]，這對小球藻的生長不利，所以出現了生長情況不如空氣組。

2.3 不同CO2下藻液的溶氧量的變化

藻液中的溶氧主要是小球藻通過光合作用產生，培養期間空氣組和模擬煙氣組的普通小球藻藻液溶氧值變化如圖5。

由圖5知，培養期間空氣組和模擬煙氣組藻液溶氧量在前11天波動較大，第14天開始基本保持穩定。空氣組的藻液溶氧值整體處于6.0～6.5mg/L范圍內，第14天開始基本穩定在6.5mg/L附近。5%模擬煙氣組藻液溶氧值整體處于7.2mg/L附近；10% 模擬煙氣組藻液溶氧值整體處于5.7～6.3mg/L范圍內，第14天開始基本穩定在5.8mg/L附近；15%和20%模擬煙氣組藻液溶氧值整體處于6.4～6.8mg/L范圍內，第14天開始基本穩定在6.5mg/L附近。

圖5 不同濃度CO2下普通小球藻藻液溶氧量隨時間的變化

實驗中藻液溶氧量處于5.7～7.2mg/L范圍內，均低于微藻生長可承受溶氧值（7.5mg/L）[26]。可見，本實驗采用的沿程曝氣型套管式光生物反應器，能夠及時排除藻液中積累的溶解氧，可改善由于溶解氧積累抑制微藻生長的不利情況。

3 結 論

通過在自行設計的沿程曝氣型套管式光生物反應器中培養普通小球藻，研究不同濃度CO2的模擬煙氣對小球藻細胞密度、平均固碳率、藻液pH值和溶氧量影響，可得出如下結論。

（1）普通小球藻在10% CO2的模擬煙氣下細胞密度和固碳速率最大。控制煙氣中的CO2濃度在微藻適合生長的范圍內有利于提高小球藻的固碳速率，更有效去除煙氣中的CO2。

（2）由于通入CO2的影響，模擬煙氣組的藻液pH值一直處于較低范圍內（5.0～6.25），遠遠偏離普通小球藻生長的最適pH值，這對小球藻的生長不利。

（3）培養過程中藻液溶氧值處于微藻生長適宜范圍內（≤7.5mg/L）。可見，沿程曝氣型套管式光生物反應器中的內管曝氣結構，可緩解由于溶解氧積累抑制微藻生長的不利情況。

不同濃度CO2的模擬煙氣對普通小球藻的細胞密度及固碳速率的影響，為小球藻固定CO2技術開發提供一定研究基礎。

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