徐鶯鶯,王健,雷群英Δ
(1.復旦大學上海醫學院 基礎醫學院,上海 200032;2.復旦大學上海醫學院 生物醫學研究院,上海 200032)
糖代謝異常與腫瘤發生發展
徐鶯鶯1,2,王健1,2,雷群英1,2Δ
(1.復旦大學上海醫學院 基礎醫學院,上海 200032;2.復旦大學上海醫學院 生物醫學研究院,上海 200032)
細胞代謝異常和腫瘤發生發展密不可分,糖代謝異常在腫瘤代謝異常中表現得尤為突出。腫瘤細胞攝入大量葡萄糖,即使在供氧充足的情況下,也主要是通過糖酵解途徑來產生能量和滿足快速生長需求。糖代謝異常與腫瘤發生發展互為因果,腫瘤細胞代謝和信號轉導網絡互作來協同促進腫瘤發生發展。腫瘤相關基因的異常表達調控代謝網絡,反之,異常的代謝酶或代謝物能夠調控癌基因或抑癌蛋白。代謝酶作為細胞代謝的直接執行者,在腫瘤細胞糖代謝異常和腫瘤發生發展中發揮著關鍵作用。
腫瘤;葡萄糖;代謝異常;糖酵解
細胞代謝的改變是腫瘤的一個重要特征,其與腫瘤的發生發展互為因果。早在1924年,德國生理學家Otto.Warburg就提出了著名的Warburg效應 (Warburg effect)[1]:相比于正常成熟細胞,腫瘤細胞以更高的效率吸收更多的葡萄糖來產生能量和滿足快速生長需求。即使在供氧充足的情況下,腫瘤細胞也主要是通過糖酵解途徑,而非三羧酸循環和氧化磷酸化途徑來代謝大量攝取的葡萄糖,這一過程伴隨產生大量的乳酸。盡管Warburg效應并不是在所有腫瘤中都通用,但是應用FDG-PET技術來標記腫瘤細胞葡萄糖的吸收已經在臨床上被廣泛應用。更加引人注目的是,利用FDG-PET來檢測大多數種類的原發和轉移的上皮性腫瘤的靈敏度和特異性都高達90%以上。
長期的研究發現癌基因和抑癌基因的改變或多或少與代謝相關。因此,對腫瘤代謝調控的研究在20世紀80年代后重新成為國際研究的熱點。現代分子生物學技術的廣泛應用極大的推動了腫瘤代謝領域的進展,而且Warburg效應的內涵也被進一步擴充,不再局限于糖酵解和三羧酸循環的改變,脂肪酸代謝、谷氨酰胺代謝、絲氨酸代謝、一碳單位代謝、膽堿代謝等諸多代謝通路的改變也被概括到Warburg效應中來。2011年,美國科學院院士Robert A.Weinberg在《細胞》雜志發表綜述,歸納了腫瘤的十大特征[2]。代謝異常作為其中之一,與持續的生長信號、死亡逃逸、永生復制、血管再生等腫瘤經典特征并列,這足以證明其在腫瘤發生發展過程中發揮著至關重要的作用。
腫瘤發生發展過程中,整個細胞代謝網絡發生代謝重編程(metabolic reprogramming),能量物質在代謝網絡中的流向和流量被重新編輯。糖是人類食物的主要成分,為生命活動提供能源和碳源,糖代謝的異常在腫瘤代謝異常中也表現得尤為突出。糖代謝重編程平衡腫瘤細胞的能量和碳源供應,滿足腫瘤細胞生存和增殖的需要。腫瘤細胞糖代謝的改變與腫瘤發生發展的過程密不可分、互為因果。
腫瘤細胞代謝的改變和腫瘤發生發展的過程是密不可分的。自給自足的生長信號、突破端粒的復制限制、重編細胞內基因的表達、抵御細胞凋亡、實現免疫逃逸、促進細胞遷移和浸潤和增強血管新生等都會不同程度地影響腫瘤細胞代謝。換言之,腫瘤的發生促進了細胞代謝的改變。腫瘤是特殊的細胞群體,其最基本特征是快速無限制地生長增殖。為滿足生長增殖的物質和能量需求,腫瘤細胞通過多種方式跨越了生長因子的控制,重新構建了其代謝網絡。對于非增殖的分化細胞,糖代謝的流向主要受到氧的控制:氧充足時,葡萄糖經線粒體中的三羧酸循環、氧化磷酸化徹底氧化成CO2和水,高效產生能量;供氧不足時,細胞主要采取糖酵解的糖代謝方式,限制氧耗,低效率產生能量。然而,腫瘤細胞在氧充足的條件下依然優先使用糖酵解途徑,提供大量的中間代謝以滿足細胞增殖的需求。目前的研究證明,在大多數腫瘤細胞中,線粒體功能完好[3],腫瘤細胞采取“有氧酵解”的糖代謝方式并非是由于線粒體功能障礙導致被動選擇,而是為了滿足旺盛的生長增殖而進行的主動選擇。細胞對能量的感受非常敏感,ATP/ADP的細微變化就能夠引起細胞凋亡、細胞周期阻滯或代謝抑制,但增殖活躍的腫瘤細胞中仍然保持著高水平的ATP/ADP及NADPH/NAD+水平,證明糖酵解的代謝方式對細胞的能量產生沒有明顯的影響。
大量證據證明,癌基因和抑癌基因通過調控代謝途徑中的關鍵酶,從而改變腫瘤細胞的代謝網絡。癌基因c-Myc能夠調控大部分糖酵解相關酶,促使腫瘤細胞攝取大量葡萄糖,并主要以糖酵解方式利用葡萄糖[4-5]。低氧的腫瘤微環境誘導癌基因HIF1(hypoxia inducible factor-1)的表達。HIF1是腫瘤細胞中調控糖代謝的關鍵癌基因,與腫瘤的發展具有密切的相關性。HIF1α調控GLUT1(glucose transporter isoform)、GLUT3、HK1(hexokinase)、HK2、GAPDH(glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase)、PGK1(phosphoglycerate kinase)、PKM2(pyruvate kinase)、LDHA(lactate dehydrogenase) 及PDK1(pyruvate dehydrogenase kinase) 的表達,從葡萄糖攝取、乳酸產出等多個層面對糖酵解進行調節[6]。此外HIF1還能抑制線粒體中的三羧酸循環和氧化磷酸化[7],顯著增強糖酵解代謝流。相反,抑癌蛋白p53能直接抑制GLUT1和GLUT4的轉錄,降低細胞對葡萄糖的攝取。p53還能通過其下游靶分子調控糖代謝,如低氧條件下p53誘導RRAD (Ras-related associated with diabetes)表達,后者抑制GLUT1的細胞膜定位,從而抑制糖酵解。最近發現p53的下游效應分子Mdm2是PGAM(phosphoglycerate mutase)的泛素連接酶,能夠介導PGAM的泛素化降解,從而抑制葡萄糖的無氧酵解。TIGAR也受到p53的誘導調控,它能夠降低細胞內的FBP水平,導致糖酵解的抑制,還能通過調控磷酸戊糖途徑(pentose phosphate pathway,PPP)降低細胞內的ROS(reactive oxygen species)水平[8]。
然而,隨著腫瘤生物學研究技術的發展,細胞代謝異常先于腫瘤發生發展的理論已經在實驗中逐步得到了證實。近年來發現葡萄糖缺乏可促進KRAS野生型的細胞中獲得KRAS及其系信號通路分子的突變,首次表明細胞代謝異常可以導致原癌基因突變。RAS基因包含HRAS、NRAS和KRAS,在腫瘤中易發生突變,其中以KRAS突變最為常見。早期的研究揭示Ras蛋白作為信號分子在腫瘤發生過程中具有重要作用,KRAS突變能夠促進代謝重編程,影響多種代謝通路。KRASG12D目前被認為是驅動胰腺導管癌(pancreatic ductal adenocarcinoma,PDAC)發生的關鍵分子[9],KRASG12D通過MAPK和Myc通路調控GlUT1/Slc2a1、HK1、HK2和LDHA的表達,顯著增強腫瘤細胞糖酵解[10]。KRASG12D導致代謝物葡萄糖-6-磷酸(glucose-6-phosphate,G-6-P)、果糖-6-磷酸(fructose-6-phosphate,F-6-P)、果糖-1,6-二磷酸(fructose-1,6-bisphosphate,FBP)的濃度顯著增高[10],為腫瘤細胞增殖提供碳源。然而,KRASG12D并未明顯影響三羧酸循環代謝物的含量,因為PDAC細胞的三羧酸循環主要利用谷氨酰胺(glutamine)作為碳源。此外,KRASG12D能使葡萄糖代謝流向磷酸戊糖途徑(pentose phosphate pathway,PPP),也能促進腫瘤細胞利用谷氨酰胺作為PPP的碳源[11],從而產生大量核糖-5-磷酸(R5P)和NADPH。KRASG12D保證持續的PPP代謝流,為核酸等生物大分子的合成提供原料,并應對高水平的ROS,對維持腫瘤細胞的生存和發展非常必要。
2-HG(R-2-hydroxyglutarate,2HG)的發現也為“細胞代謝異常先于腫瘤發生發展”的理論提供了證據。2HG是突變的異檸檬酸脫氫酶(isocitrate dehydrogenase,IDH)的催化產物,促進正常細胞轉化為腫瘤細胞,被稱為致癌代謝物(oncometabolite)[12]。代謝組學的研究發現IDH突變導致2-HG的產生進而誘發腦膠質瘤[13]。野生型IDH催化異檸檬酸轉化為α-酮戊二酸(α-ketoglutatrate,α-KG),是三羧酸循環連續的酶促反應中重要的一員,其發生突變與腫瘤發生具有高度相關性。哺乳動物細胞中有3種形式的IDH,其中,IDH1和IDH2以NADP+為輔因子,分布在胞漿、線粒體和過氧化物酶體;IDH3以NAD+為輔因子,主要分布于線粒體。Vogelstein研究組最早發現,腦膠質瘤中最常見的突變是代謝酶 IDH1。目前已經發現IDH1/2突變發生在多種腫瘤細胞中,最常見的突變位點是IDH1 的R132及IDH2的R140和R172,這些位點均位于IDH的酶活中心。IDH1 R132或IDH2 R172突變使其獲得催化α-KG還原成2HG的新功能。IDH1突變的膠質瘤中,2HG的水平可顯著增高[13];IDH1 R132H突變降低膠質瘤細胞的增殖。2HG促癌機制可能是與α-KG結構相似的2HG競爭性抑制體內一系列α-KG依賴性雙加氧酶的活性。α-KG依賴的雙加氧酶家族包括參與表觀遺傳的組蛋白H3去甲基化酶JMJC家族和DNA胞嘧啶甲基化酶TET家族[14]、受HIF1α調控的PHDs、DNA烷基化修飾復合酶等。此外,有研究認為IDH突變后催化生成2HG的還原反應消耗大量的NADPH,影響細胞的氧化還原狀態從而影響腫瘤的發生發展[15]。
13C標記的丙酮酸分子影像技術在動物體內也表明糖酵解的代謝改變先于c-Myc誘導的腫瘤形成和消退[16];此外,在應激情況下,乙酸不僅可以成為脂類合成的碳源,而且可以成為表觀調控的代謝物[17-21]。這些前沿的實驗數據凸顯了細胞代謝異常在腫瘤發生發展和治療預后中的重要地位,具有重要的臨床應用價值,同時也完善了細胞代謝異常與腫瘤的發生發展互為因果的概念。
腫瘤代謝改變是一個復雜的過程,代謝酶是其直接執行者。原癌基因激活、抑癌基因失活、信號通路的異常活化以及非編碼RNA能夠協同調控腫瘤細胞的生長信號、營養供給和代謝方式,通過調控代謝過程中的催化酶,從而促進腫瘤代謝的改變。自身突變、異常表達和翻譯后修飾等機制改變代謝酶的生物學行為,包括活性、亞細胞定位、穩定性、自噬等,使細胞代謝流適應腫瘤的生存和發展需要。
2.1 3-磷酸甘油醛脫氫酶 糖酵解中3-磷酸甘油醛的醛基氧化成羧基以及羧基的磷酸化均由3-磷酸甘油醛脫氫酶(GAPDH) 催化。GAPDH被認為是由管家基因編碼的蛋白質,但它在細胞增殖過程中仍然受到非常活躍的調控[22]。近期研究發現GAPDH在多種腫瘤中有顯著的高表達,與腫瘤患者的低生存率相關[23],并且在細胞凋亡過程中發揮著重要作用[24]。GAPDH受到轉錄及轉錄后水平的調控。多種腫瘤相關因子,如胰島素、HIF1、P53、NO,不但能調控 GAPDH的表達,而且能夠影響其功能[24]。近期研究表明,葡萄糖可以通過增加GAPDH第254位賴氨酸的乙酰化水平,從而提高其酶活性。攝取和利用大量的葡萄糖是腫瘤細胞的重要代謝特征,GAPDH響應葡萄糖刺激促進糖酵解,有利于腫瘤細胞的生存和發展。
2.2 磷酸甘油酸變位酶 磷酸甘油酸變位酶(PGAM)催化3-磷酸甘油酸(3-phosphoglycerate,3-PG)和2-磷酸甘油酸(2-phosphoglycerate,2-PG)的互變,反應可逆。3-PG變構抑制磷酸戊糖途徑中的6-磷酸葡糖酸脫氫酶 (6-phosphogluconate dehydrogenase,6-PGD),從而影響核酸的生物合成;而2-PG 變構激活甘氨酸/絲氨酸合成途徑中的磷酸甘油酸脫氫酶 (phosphoglycerate dehydrogenase, PHGDH),影響氨基酸代謝。因此,PGAM不但是能量代謝中必不可少的環節,還可以通過調控其底物和產物的比例,控制糖代謝,乃至核酸代謝、氨基酸代謝的流量及流向[25]。人類表達2種PGAM,PGAM1表達于腦及大多數組織,而PGAM2高表達于肌肉組織。研究發現肺癌、直腸癌、肝癌和乳腺癌組織中PGAM1表達量和酶活性均增加[26-27],相應的,敲低PGAM1表達能夠降低糖酵解速率、抑制細胞增殖和腫瘤生長。最新的蛋白組學研究提示PGAM1可能成為泌尿道上皮膀胱癌的潛在治療靶點[28]。對PGAM調控機制的研究目前已取得了初步進展,乙酰化的PGAM1表現出升高的催化活性,低葡萄糖濃度刺激SIRT1水平的顯著增加,促進PGAM1 C-末端賴氨酸殘基的去乙酰化,從而負調控其活性。PGAM中心位置的第100、106、113、138位賴氨酸殘基受SIRT2調控發生去乙酰化,從而降低酶活性并抑制細胞增殖。然而,與之相反的是,SIRT2催化PGAM2第100位賴氨酸殘基的去乙酰化,并增加其活性,且乙酰化的PGAM2抑制細胞增殖和腫瘤生長[29]。此外,第26位酪氨酸的磷酸化可以穩定PGAM1 的活性構象,為腫瘤的生存和發展提供有利條件。這些研究反映了PGAM在不同條件下不同腫瘤細胞中作用的復雜性。
2.3 丙酮酸激酶 丙酮酸激酶(PK)催化磷酸烯醇式丙酮酸的磷酸基團向ADP轉移,生成ATP和丙酮酸,控制著丙酮酸代謝流向的門戶。哺乳動物中PKLR和PKM2基因編碼4種丙酮酸激酶異構體,在不同的組織和發育階段特異性表達。PKM2由PKM2編碼,是胚胎組織中優勢表達的PK,個體成熟后,PKLR編碼的PKL和PKR分別取代了肝細胞和紅細胞中的PKM2,而骨骼肌、心臟、腦組織中的PKM2被同樣由PKM2編碼的PKM1取代[30-31]。PKM2仍然是大多數成體組織中主要的M異構體[32],在增殖細胞和腫瘤細胞中,PKM2成為占統治地位的PK[33]。PKM2的特征決定其在腫瘤代謝重編程中具有重要的作用。活性的PK均為四聚體,PKL、PKR和PKM1主要以穩定的四聚體結構存在[34],而PKM2有3種聚合形式:無活性的單體、低活性的二聚體和高活性的四聚體。四聚體PKM2促進ATP的產生,而二聚體PKM2提高生物合成速率[34]。多種癌基因、抑癌基因從各個層面控制著PKM2二聚體和四聚體的動態變化,因此調控代謝流,以適應腫瘤細胞增殖的生理需要[35-36]。
目前幾乎在所有腫瘤中都發現了PKM2的高表達,包括直腸癌、腎細胞癌、肺癌等。PKM2可以作為腎細胞癌和睪丸癌的分子標志;在多種腫瘤患者的血清中也檢測到高水平的PKM2,包括直腸癌、乳腺癌、肺癌、宮頸癌、泌尿系統腫瘤、胃腸道腫瘤等[33,37]。PKM2的升高與胃癌、食道鱗狀細胞癌、乳頭狀甲狀腺癌、小細胞肺癌、膽囊癌、頭頸癌患者的不良預后相關[38]。大量證據表明,PKM2通過促進Warburg效應在腫瘤發生的過程中發揮關鍵作用。在多種腫瘤細胞中敲低PKM2能夠抑制葡萄糖的攝取、增加細胞的氧耗、降低乳酸產出,并且抑制細胞增殖和腫瘤生長,PKM2的重新表達可以逆轉這些現象,然而PKM1不具有此功能。PKM2的小分子抑制劑可以模擬PKM2敲低,從而具有抑制有氧糖酵解的作用[39]。反之,小分子激活劑DASA-58通過持續激活PKM2而抑制乳酸的生成和腫瘤發生,現象類似于PKM2由PKM1取代。小分子激活劑激活PKM2可導致絲氨酸營養缺陷,從而延緩細胞增殖,這進一步證明了PKM2促進合成代謝的作用。
多項研究表明,PKM2的轉錄后修飾調控其活性及Warburg效應。PKM2上游的中間代謝物FBP是PKM2的變構效應劑,可穩定高活性的PKM2四聚體[40-41]。PKM2 Y105(105位酪氨酸)的磷酸化抑制FBP介導的PKM2四聚體形成,從而降低PKM2的分解代謝活性、降低氧化磷酸化、促進Warburg效應[42]。將Y105突變為苯丙氨酸可增強分解代謝、減少乳酸生成、增加氧耗、降低腫瘤的形成。K433(433位賴氨酸)對PKM2結合FBP具有關鍵作用,K433乙酰化可抑制PKM2與FBP的結合及PKM2活性四聚體的形成,繼而降低分解代謝、促進細胞增殖和腫瘤發生。K305(305位賴氨酸)乙酰化通過影響PKM2與磷酸烯醇式丙酮酸(phosphoenolpyruvate,PEP)的結合而降低其活性,并誘導其CMA(chaperone-mediated autophagy)相關的降解,增強合成代謝,促進腫瘤生長[43]。此外,C358(358位半胱氨酸)的氧化也能誘導PKM2二聚體的形成,增強腫瘤細胞在氧化應激狀態下的生存能力。T545(545位蘇氨酸)磷酸化則能降低PKM2活性,增強有氧酵解。
2.4 乳酸脫氫酶 葡萄糖和谷氨酰胺來源的丙酮酸在胞漿中均可被乳酸脫氫酶(LDH)催化生成乳酸。人體中已發現5種LDH同工酶,均為M亞基(LDHA編碼)和H亞基(LDHB編碼)組成的同源或異源四聚體(M4、M3H1、M2H2、M1H3、H4)。丙酮酸與乳酸的互變是可逆反應。H亞基對乳酸的親和力高,主要催化乳酸轉變為丙酮酸;M亞基與乳酸的親和力低,更傾向于催化逆反應,使丙酮酸轉變成乳酸,完成糖酵解的最后步驟。多種腫瘤細胞大量表達LDHA,包括非小細胞肺癌、結直腸癌、乳腺癌等。研究表明,LDHA的高表達與多種腫瘤的不良預后和放化療抵抗相關。作為轉錄因子Myc和HIF的下游靶基因[44-45],LDHA與腫瘤的發生有密切關系。體內實驗結果顯示,通過RNA干擾或藥物抑制LDHA的表達能夠阻礙腫瘤的發展[3,46]。LDAH受到乙酰化調控,乙酰化促進LDHA的溶酶體降解,與胰腺癌相關。LDHA的小分子抑制劑FX11、草氨酸鈉能夠延緩糖酵解,增加線粒體代謝流,并抑制腫瘤生長和侵襲[46],進一步證明了LDHA在腫瘤中的重要作用。
乳酸的大量積累是腫瘤細胞的特征之一。酸性微環境對正常細胞有一定毒性,對腫瘤細胞卻有保護作用,促進腫瘤細胞和間充質細胞之間相互作用,有助于腫瘤細胞侵襲和免疫逃逸,還能增強腫瘤對化學治療和放射治療的抗性。最近的研究揭示了乳酸在腫瘤中的另一重要功能:乳酸可以促進HIF非依賴的低氧效應,與NDRG3蛋白結合抑制其泛素化降解,從而穩定NDRG3蛋白,繼而促進細胞生長和血管新生。在腫瘤形成和發展的各個階段,腫瘤細胞所處的微環境是富氧和低氧并存的。在不同氧分壓的控制下,距離血管較遠的腫瘤細胞以無氧酵解為主要的糖代謝方式,產生大量乳酸并通過單羧酸轉運蛋白4(monocarboxylate transporter,MCT4)將乳酸轉運出細胞。局部高濃度的乳酸順濃度梯度擴散,經過MCT1轉運進入血管附近的腫瘤細胞。這些腫瘤細胞處于高氧分壓下,能夠通過氧化磷酸化利用乳酸。研究表明,MCT1受到抑制后,腫瘤細胞被迫利用葡萄糖,如果葡萄糖供應不足,腫瘤將趨于壞死[47]。可見,腫瘤組織中不同區域的細胞具備不同的糖代謝特征,他們相互協作,優化生存環境,支持腫瘤的生存和擴張。相似的物質交換也存在于基質和腫瘤之間。研究表明,結直腸癌細胞通過無氧酵解代謝產生的乳酸輸出細胞,并被鄰近的成纖維細胞攝取利用。同樣,腫瘤細胞也可以利用由腫瘤相關成纖維細胞(cancer-associated fibroblasts,CAF)產生的乳酸[48]。研究發現,體外培養的乳腺癌細胞MCF7可以誘導與其混合培養的成纖維細胞發生氧化應激,并激活成纖維細胞中的HIF1α,從而損壞其線粒體結構和功能,增加其無氧酵解和乳酸輸出,而輸出的乳酸為腫瘤細胞提供了能量物質。這種現象被稱為反向Warburg 效應(reverse Warburg effect)[49]。在物質雙向交換的過程中,腫瘤細胞誘導成纖維細胞的代謝改變,使其轉變為CAF,成為腫瘤細胞的能源供應者。由此可見,糾正基質細胞的代謝可能成為腫瘤治療的靶點。
細胞代謝異常是腫瘤發生發展的關鍵特征,通過干預細胞代謝異常的分子機制,修正細胞的代謝異常成為預防腫瘤發生和治療腫瘤的新思路。一些靶向葡萄糖代謝相關酶的藥物研究已經取得了突破性的進展,如抗腫瘤藥物利托那韋(ritonavir)是GLUT1的抑制劑,氯尼達明(Lonidamine)是HK的抑制劑。國際上眾多實驗室和制藥公司相繼開展針對代謝酶的抗腫瘤藥物開發的研究,靶向PKM2的TLN-232、靶向PDK1的DCA小分子抗腫瘤藥物進入了臨床試驗階段,而靶向IDH1、LDH2、PGAM1等的小分子化合物也正在臨床前試驗研究中,極具新型抗腫瘤藥物的潛力。但闡明腫瘤細胞糖代謝異常與腫瘤發生發展的關系、并以此為基礎開發更有效的抗腫瘤藥物依然任重道遠。
[1] Warburg O.On respiratory impairment in cancer cells[J].Science,1956,124(3215): 269-270.
[2]Hanahan D, Weinberg RA.Hallmarks of cancer: the next generation[J].Cell,2011,144(5), 646-674.
[3]Fantin VR, St-Pierre J,Leder P.Attenuation of LDH-A expression uncovers a link between glycolysis, mitochondrial physiology, and tumor maintenance[J].Cancer cell,2006,9(6), 425-434.
[4]Kim JW, Zeller KI, Wang Y, et al.Evaluation of myc E-box phylogenetic footprints in glycolytic genes by chromatin immunoprecipitation assays[J].Mol Cell Biol,2004,24(13), 5923-5936.
[5]Mikawa T,Leonart ME,Takaori-Kondo A,et al.Dysregulated glycolysis as an oncogenic event[J].Cell Mol Life Sci,2015,72(10):1881-1892.
[6]Graven KK,Yu Q,Pan D,et al.Identification of an oxygen responsive enhancer element in the glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase gene[J].Biochimica et biophysica acta,1999,1447(2-3):208-218.
[7]Huang D, Li C,Zhang H.Hypoxia and cancer cell metabolism[J].Acta biochimica et biophysica Sinica,2014, 46,(3):214-219.
[8]Bensaad K,Tsuruta A,Selak MA,et al.TIGAR, a p53-inducible regulator of glycolysis and apoptosis[J].Cell,2006,126(1);107-120.
[9]Hezel AF,Kimmelman AC,Stanger BZ, et al.Genetics and biology of pancreatic ductal adenocarcinoma[J].Genes & development, 2006,20(10):1218-1249.
[10]Ying H,Kimmelman AC,Lyssiotis CA,et al.Oncogenic Kras maintains pancreatic tumors through regulation of anabolic glucose metabolism[J].Cell,2012,149(3):656-670.
[11]Son J,Lyssiotis CA,Ying H,et al.Glutamine supports pancreatic cancer growth through a KRAS-regulated metabolic pathway[J].Nature,2013, 496(7443):101-105.
[12]Xu W, Yang H, Liu Y,et al.Oncometabolite 2-hydroxyglutarate is a competitive inhibitor of alpha-ketoglutarate-dependent dioxygenases[J].Cancer cell,2011,19(1):17-30.
[13]Dang L, White DW, Gross S, et al.Cancer-associated IDH1 mutations produce 2-hydroxyglutarate, 2010,Nature,465(7300): 966.
[14]Veron N,Peters AH.Epigenetics: Tet proteins in the limelight[J] Nature,2011,473(7374):293-294.
[15]Reitman ZJ,Sinenko SA,Spana EP, et al.Genetic dissection of leukemia-associated IDH1 and IDH2 mutants and D-2-hydroxyglutarate in Drosophila[J].Blood,2015, 125(2):336-345.
[16]Hu S, Balakrishnan A, Bok RA,et al.13C-pyruvate imaging reveals alterations in glycolysis that precede c-Myc-induced tumor formation and regression[J].Cell Metab,2011,14(1):131-142.
[17]Kamphorst JJ, Chung MK, Fan J,et al.Quantitative analysis of acetyl-CoA production in hypoxic cancer cells reveals substantial contribution from acetate[J].Cancer & metabolism,2014,2(1):1-8.
[18]Comerford SA, Huang Z, Du X,et al.Acetate dependence of tumors[J].Cell,2014,159(7):1591-1602.
[19]Mashimo T, Pichumani K, Vemireddy V,et al.Acetate is a bioenergetic substrate for human glioblastoma and brain metastases[J].Cell,2014,159(7):1603-1614.
[20]Hosios AM,Vander Heiden MG.Acetate metabolism in cancer cells[J].Cancer & metabolism,2014,2(1):1-2.
[21]Gao X,Lin SH,Ren F,et al.Acetate functions as an epigenetic metabolite to promote lipid synthesis under hypoxia[J].Nat Commun,2016,7:11960.
[22]Meyer-Siegler K,Rahman-Mansur N,Wurzer JC,et al.Proliferative dependent regulation of the glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase/uracil DNA glycosylase gene in human cells[J].Carcinogenesis,1992,13(11):2127-2132.
[23]Altenberg B,Greulich KO.Genes of glycolysis are ubiquitously overexpressed in 24 cancer classes[J].Genomics,2004,84(6):1014-1020.
[24]Zhang JY, Zhang F, Hong CQ,et al.Critical protein GAPDH and its regulatory mechanisms in cancer cells[J].Cancer Biol Med,2015,12(1):10-22.
[25]Hitosugi T,Zhou L,Elf S,et al.Phosphoglycerate mutase 1 coordinates glycolysis and biosynthesis to promote tumor growth[J].Cancer cell,2012,22(5):585-600.
[26]Jiang X, Sun Q, Li H,et al.The role of phosphoglycerate mutase 1 in tumor aerobic glycolysis and its potential therapeutic implications[J].Int J Cancer,2014,135(9):1991-1996.
[27]Durany N,Joseph J,Jimenez OM,et al.Phosphoglycerate mutase, 2,3-bisphosphoglycerate phosphatase, creatine kinase and enolase activity and isoenzymes in breast carcinoma[J].Br J Cancer,2000, 82(1):20-27.
[28]Peng XC,Gong FM, Chen Y,et al.Proteomics identification of PGAM1 as a potential therapeutic target for urothelial bladder cancer[J].J Proteomics,2015,132:85-92.
[29]Xu Y,Li F,Lv L,et al.Oxidative stress activates SIRT2 to deacetylate and stimulate phosphoglycerate mutase[J].Cancer Res,2014,74(13):3630-3642.
[30]Yamada K,Noguchi T.Nutrient and hormonal regulation of pyruvate kinase gene expression[J].Biochem J,1999,337(Pt 1):1-11.
[31]Munoz ME,Ponce E.Pyruvate kinase: current status of regulatory and functional properties[J].Comp Biochem Physiol B Biochem Mol Biolo,2003,135(2):197-218.
[32]Chaneton B,Gottlieb E.Rocking cell metabolism: revised functions of the key glycolytic regulator PKM2 in cancer[J].Trends Biochem Sci,2012,37(8):309-316.
[33]Mazurek S,Boschek CB,Hugo F,et al.Pyruvate kinase type M2 and its role in tumor growth and spreading[J].Semin Cancer Biol,2005,15(4),300-308.
[34]Mazurek S.Pyruvate kinase type M2: a key regulator of the metabolic budget system in tumor cells[J].Int J Biochem Cell B,2011,43(7):969-980.
[35]Luo W, Hu H,Chang R,et al.Pyruvate kinase M2 is a PHD3-stimulated coactivator for hypoxia-inducible factor 1[J].Cell,2011,145(5):732-744.
[36]Garcia-Cao I,Song MS,Hobbs RM,et al.Systemic elevation of PTEN induces a tumor-suppressive metabolic state[J].Cell,2012, 149(1):49-62.
[37]Eigenbrodt E, Basenau D, Holthusen S,et al.Quantification of tumor type M2 pyruvate kinase(Tu M2-PK) in human carcinomas[J].Anticancer Res,1997,17(4B):3153-3156.
[38]Gordon GJ, Dong L, Yeap BY,et al.Four-gene expression ratio test for survival in patients undergoing surgery for mesothelioma[J].J Natl Cancer I,2009,101(9):678-686.
[39]Vander Heiden MG,Christofk HR,Schuman E,et al.Identification of small molecule inhibitors of pyruvate kinase M2[J].Biochem Pharmacol,2010,79(8):1118-1124.
[40]Dombrauckas JD,Santarsiero BD,Mesecar AD.Structural basis for tumor pyruvate kinase M2 allosteric regulation and catalysis[J].Biochemistry,2005,44(27):9417-9429.
[41]Ashizawa K,Willingham MC,Liang CM,et al.In vivo regulation of monomer-tetramer conversion of pyruvate kinase subtype M2 by glucose is mediated via fructose 1,6-bisphosphate[J].J Biol Chem,1991,266(25):16842-16846.
[42]McDonnell SR,Hwang SR, Rolland D,et al.Integrated phosphoproteomic and metabolomic profiling reveals NPM-ALK-mediated phosphorylation of PKM2 and metabolic reprogramming in anaplastic large cell lymphoma[J].Blood,2013,122(6):958-968.
[43]Lv L, Li D, Zhao D,et al.Acetylation targets the M2 isoform of pyruvate kinase for degradation through chaperone-mediated autophagy and promotes tumor growth[J].Mol Cell,2011,42(42):719-730.
[44]Lewis BC, Shim H, Li Q,et al.Identification of putative c-Myc-responsive genes: characterization of rcl, a novel growth-related gene[J].Mol Cell Biol,1997,17(9):4967-4978.
[45]Shim H,Dolde C,Lewis BC,et al.c-Myc transactivation of LDH-A: implications for tumor metabolism and growth[J].Proc Natl Acad Sci U S A,1997, 94(13):6658-6663.
[46]Le A,Cooper CR,Gouw AM,et al.Inhibition of lactate dehydrogenase A induces oxidative stress and inhibits tumor progression[J].Proc Natl Acad Sci U S A,2010,107(5):2037-2042.
[47]Sonveaux P,Vegran F, Schroeder T,et al.Targeting lactate-fueled respiration selectively kills hypoxic tumor cells in mice[J].J Clin Invest,2008,118(12):3930-3942.
[48]Martinez-Outschoorn UE, Pavlides S,Whitaker-Menezes D,et al.Tumor cells induce the cancer associated fibroblast phenotype via caveolin-1 degradation: implications for breast cancer and DCIS therapy with autophagy inhibitors[J].Cell cycle,2010,9(12):2423-2433.
[49]Pavlides S,Whitaker-Menezes D, Castello-Cros R,et al.The reverse Warburg effect: aerobic glycolysis in cancer associated fibroblasts and the tumor stroma[J].Cell cycle,2009,8(23):3984-4001.
(編校:吳茜)
作 者 簡 介

雷群英,博士,教授,博士生導師, 國家杰出青年基金獲得者(2013),長江學者特聘教授,國家重大科學研究計劃項目首席科學家。先后入選教育部“新世紀優秀人才”、上海市教委“曙光學者”、上海市優秀學術帶頭人和科技部中青年科技領軍人才(萬人計劃)。擔任中國生物化學與分子生物學會副理事長等學術兼職。研究方向為腫瘤代謝,蛋白質翻譯后修飾及其生理病理效應。迄今在Science,CancerCell,MolecularCell等SCI期刊發表論文40余篇。獲教育部自然科學一等獎(第五, 2012)和二等獎(第一,2014)、上海市三八紅旗手(2012)、第十屆中國青年女科學家獎(2013)和上海市自然科學牡丹獎(2015)等榮譽。
Dysregulation of glucose metabolism in tumorigenesis and tumor progression
XU Ying-ying1,2, WANG Jian1,2, LEI Qun-ying1,2Δ
(1.School of Basic Medical Sciences, Fudan University, Shanghai 200032, China; 2.Institutes of Biomedical Sciences, Fudan University, Shanghai 200032, China)
Dysregulation of cell metabolism, especially glucose metabolism, is implicated in tumorigenesis and tumor progression.Cancer cells uptake a large amount of glucose and prefer to perform glycolysis in the cytosol even under normal oxygen condition, which fuels fast cell growth and proliferation.Dysregulation of glucose metabolism leads to tumorigenesis and promotes cancer development.Conversely, the initiation and development of cancer reprograms glucose metabolism to confer cancer cells the ability to survive and proliferate.Oncogenes, tumor suppressors or non-coding RNAs could regulate glucose metabolism.Meanwhile, the enzymes and metabolites involved in glucose metabolism could regulate the expression of factors related to cancer.Enzymes, the direct executor of cell metabolism, play a key role in dysregulation of glucose metabolism, tumorigenesis and tumor development.
tumor; glucose; dysregulation of cell metabolism; glycolysis
10.3969/j.issn.1005-1678.2016.09.003
國家重點基礎研究發展計劃(973計劃,2015CB910401)
徐鶯鶯,女,博士,副教授,研究方向:腫瘤代謝,E-mail:yingyingxu@fudao.edu.cn;雷群英,通信作者,女,教授,博士生導師,研究方向:腫瘤代謝,蛋白質翻譯后修飾及其生理病理效應,E-mail:qlei@fudan.edu.cn。
R73
A