自體動脈血建立大鼠腦出血模型技巧

徐天策，鄭勝哲

自體動脈血建立大鼠腦出血模型技巧

徐天策，鄭勝哲*

（延邊大學附屬醫院神經內科，吉林 延邊 133000）

目的：探討自體動脈血腦內注射法建立大鼠腦出血模型的技巧。方法：采用自體動脈血腦內注射的方法，通過立體定向儀，將120只Wistar大鼠從尾動脈中提取的50 μl自體不抗凝動脈血注入大鼠尾狀核制成大鼠腦出血模型，通過行為學觀察，評價模型建立的穩定性。結果：通過Longa評分法評價大鼠行為學，成功率為89.2%。結論：通過精準定位、定時以及對大鼠全程生命體征維持等制作技巧使大鼠腦出血模型成功率達89%以上。

自體動脈血；腦出血；動物模型

腦出血是臨床常見的致死、致殘率較高的疾病，嚴重威脅人類的健康。建立穩定性高、與人類腦出血相似程度高的實驗性腦出血動物模型對研究腦出血的實驗研究必不可少。目前，大鼠腦出血模型的制備方法主要為膠原酶誘導腦出血模型和自體動脈血腦內注入建立腦出血模型，前者由于無法控制出血量和出血部位，而且出血性為滲出性，與人類腦出血相似程度較后者低，故本實驗整體上參考 Hua、Yang、Lee等［1-3］的方法，注血采用周中和等［4］的二次注血/退針法，通過立體定位儀，將大鼠的自體不抗凝動脈血注入大鼠尾狀核部建立腦出血模型。近年來我們在粒細胞集落刺激因子（G-CSF）對腦出血大鼠模型抗炎作用機制研究實驗中進行了大量自體動脈血注入制作腦出血模型，現根據實踐經驗并結合相關文獻，歸納整理出自體不抗凝動脈血注入建立腦出血模型的一些制作技巧及體會。

1 材料與方法

1.1 實驗動物 選取成年雄性Wistar大鼠120只，體重250～300 g（由延邊大學動物實驗中心提供）。

1.2 主要儀器 腦立體定位儀、100 μl微量注射器、牙科鉆（深圳瑞沃德公司生產），大鼠斷頭器，動物手術器械，無菌消毒巾等。

1.3 大鼠腦出血模型制作過程 新鮮配制的10%水合氯醛（0.4 ml/100 g）腹腔注射麻醉大鼠，麻醉后頭部備皮，俯臥位固定于立體定位儀上，調節立體定位儀，將大鼠門齒固定于門齒鉤上，使前后囟位于同一水平線，調節耳間線，當聽到耳桿穿破鼓膜的破裂聲后，固定耳桿使大鼠頭部無法移動［5-6］，將大鼠頭部皮毛消毒后正中切開皮膚，3%雙氧水剝蝕骨膜，暴露前后囟門及冠狀縫，于前囟后0.2 mm，中線旁開3 mm處，用牙科鉆鉆開一個直徑大約1 mm的小孔［7］，不傷及硬腦膜及腦組織。用40℃溫水加熱清洗鼠尾，待充血后乙醇消毒，剝離尾動脈，使用微量注射器取不抗凝動脈血50 μl固定在定位儀上，將微量注射器通過孔洞進針至6 mm尾狀核部，采用兩次自體動脈血注入法［4-8］，先將動脈血勻速注入 10 μl，停止注血 2 min，然后再次均勻緩慢的將動脈血注入40 μl，讓針停留4 min，開始退針大約2.0 mm后再次停針4 min，之后可將注射器緩慢地完全退出，等待期間注意用無菌紗布包扎鼠尾止血，縫合切口后再用無菌棉球壓迫止血。

1.4 觀察指標 待大鼠清醒后進行行為學觀察，采用Longa評分法［9］評價，0分：神經系統功能無缺損；1分：左前側肢體不能完全伸直；2分：在大鼠行走時，出現轉圈的現象；3分：在大鼠行走時，出現癱瘓側肢體的傾倒；4分：不能自行行走，出現意識喪失的情況。本實驗1～3分視為模型制作成功。評價后將大鼠用斷頭器斷頭取腦，清除血跡，去除大腦組織額極前部4 mm及嗅球部分，可見大腦右側半球有注血孔，根據注血孔的位置將腦組織切割開，以冠狀位的位置，觀測血腫是否形成在尾狀核［10］。

2 結果

制作的120例腦出血模型中，10只大鼠Longa評分1分，62只大鼠Longa評分2分，35只大鼠Longa評分3分；其余13只失敗，其中1只為麻醉過程中死亡，考慮麻醉劑量過量，2只經切開取腦后證實動脈血未注入尾狀核，2只術后感染死亡，5只Longa評分為0分，3只Longa評分為4分。模型制作成功率為89.2%。

3 討論

3.1 術前注意事項 術前12 h禁食水，可使大鼠的血液變成高凝狀態，血液較前濃縮，有助于血腫形成，并且可以防止麻醉期間返流、誤吸；腹腔注射麻醉、頭部皮膚切開及尾部動脈取血前必須做好消毒，以減少傷口感染機會，避免不必要的死亡。

麻醉藥物盡量新鮮配制，存放時間最長不宜超過1周，劑量須按照動物體重計算，并嚴格避光配置保存，用避光注射器抽取藥物，防止藥物藥效降低，造成第1次麻醉無法達到預期效果，反復多次注藥，致死動物死亡，如需再次補充麻醉劑量不要超過初次的一半。

3.2 立體定位儀固定 準確固定是實驗準確性的基礎，稍有偏差血液將無法準確注入到大鼠尾狀核，定位儀的門齒鉤需與耳間線平面下方的2.4 mm處一致，這樣就可以保證大鼠的前囟和后囟在同一水平線上［11］，耳間線的固定在實驗開始既是難點，也是關鍵之處，將大鼠門齒固定在門齒鉤應該在耳間線固定之后。位置固定精確后，固定的力度需要適量，保持大鼠頭部無法活動的情況下，也不能太過用力影響大鼠呼吸。

3.3 取血及注血操作 先用肝素將微量注射器沖洗，防止抽血時因針管堵塞造成取血失敗；用微量注射器取尾動脈血的過程要快，否則數十秒內血液就可能凝固，同時抽取血液時應細致勻速，避免有氣泡產生，注射完畢后也應用肝素沖洗，避免下次使用時堵塞。本次實驗初期使用蒸餾水清洗，后造成多只微量注射器堵塞，堵塞后強行推動針芯會使針芯彎曲影響后續實驗。取血時盡量一次成功，多次取血會造成血管攣縮，血液凝固無法抽取血液。

在使用牙鉆打孔時，鉆孔力度要適度，可采取多次、點鉆的方法，在感受到顱骨快穿透、未及硬腦膜時，可用微量注射器輕輕捅破，切不可暴力鉆孔，否則極易損傷硬腦膜及腦組織，造成出血，影響實驗的效果。

應盡量緩慢、勻速，有條件可使用微量注射泵注血，手動注血需采用點推進旋轉注血，快速注血可能造成血液延針管返流，血腫形成不完全，或速度過快時顱壓升高過快，血液破進側腦室，流入蛛網膜下腔，實驗效果達不到預期。

實驗過程中需及時止血，用無菌紗布按壓止血，盡量少使用過多棉球，防止大鼠失血過多死亡［7］，同時還應該注意維持大鼠體溫，大鼠失血會造成體溫下降，可使用動物保溫墊來維持體溫。

退針時須有停針時間，并且退針勻速，以保證血腫形成充分，否則可造成血液延針管回流影響實驗效果。

全部實驗操作時間盡量保證在40 min內完成，時間上與臨床高血壓腦出血過程相似，并且可避免大鼠從麻醉中清醒、或者休克死亡。

3.4 術后護理 大鼠術后勤換墊料，使墊料保持干燥、清潔，保證通風與適應的溫度，于尾部及頭部的創口可涂抹青霉素粉末［12］，防止感染，飼料、水分充足，有的大鼠術后偏癱癥狀明顯，可將飼料和水分放在旁邊可觸及的地方，以免行動不便的大鼠因飲食不順利死亡。

綜上所述，本實驗通過相對較多的成功模型實例證實了使用大鼠自體動脈血腦內注入法制作大鼠腦出血模型是相對成熟且成功率較高，并且將近些年相關文獻與此次經驗相結合總結了一些實驗技巧可顯著提高實驗成功率，避免不必要的失敗，本次實驗模型成功率為89.2%，與近些年文獻報道造模成功率為71%～80%［13］的相同實驗相比，成功率顯著提高，對今后的相關實驗具有借鑒意義。

［1］ Hua Y， Schallert T， Keep RF， et al.Behavioral tests after intracerebral hemorrhage in the rat［J］.Stroke， 2002， 33（10）：2478-2484.

［2］ Yang GY， Betz AL， Chenevert TL， et al.Experimental intracerebral hemorrhage： relationship between brain edema，blood flow，and blood-brain barrier permeability in rats［J］.J Neurosung，1994，81（1）：93-102.

［3］ Lee KR，Betz AL，Kim S，et al.The role of the coagulation cascade in brain edema formation after intracerebral hemorrhage［J］.Acta Neurochir，1996，138（4）：369-401.

［4］周中和，曲方，何祥，等.一種改良大鼠自體血腦出血模型：二次注血/退針法［J］.中國臨床神經科學，2004，12（4）：406-408.

［5］Xi GH，Hua Y，Bhasin RR，et al.Mechanisms of edema formation after intracerebral hemorrhage：effects of extravasated red blood cells on blood flow and blood-brain barrier integrity［J］.Stroke，2001，32（12）：2932-2938.

［6］ Rosenberg GA，Mun-Bryce S，Wesley M，et al.Collagenaseinduced intracerebral hemorrhage in rats［J］.Stroke，1990，21（5）：801-807.

［7］朱文煥，周岱.大鼠腦出血模型制備的體會［J］.內蒙古民族大學學報，2009，15（5）：13-14.

［8］張波，溫權，甘元華，等.兩次自體動脈血注射法構建大鼠尾狀核腦出血3模型的研究［J］.貴陽中醫學院學報，2015，37（6）：19-23.

［9］ Longa EZ，Weinstein PR，Carlson S，et al.Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats［J］.Stroke，1989，20（1）：84-91.

［10］包新民，舒斯云.大鼠腦立體定位圖譜［M］.北京：人民衛生出版社，1991：1-2.

［11］楊亞萍，劉曉鵬，臺立穩，等.自體血注入法大鼠腦出血模型建立的制作技巧［J］.神經藥理學報，2012，2（2）：29-31.

［12］李惠，婁季宇，楊霄鵬.大鼠腦出血模型制作技巧［J］.中國實用神經疾病雜志，2007，10（2）：152-153.

［13］張昊，馬曉依，呂妍，等.大鼠腦出血模型［J］.中國醫藥指南，2012，10（34）：88-89.

The Skills of Establishing Intracerebral Hemorrhage Model in Rats by Injecting Autologous Arterial Blood into Caudate Nucleus

XU Tiance，ZHENG Shengzhe*
（Department of Neurology，Yanbian University Hospital，Yanbian 133000，China）

Objective：To investigate the skills of establishing intracerebral hemorrhage model in rats by injecting autologous arterial blood into caudate nucleus.Methods：The method by injecting of autologous arterial blood into caudate nucleus was used.Through a stereotaxic apparatus，50 μl autologous arterial blood from caudal artery was injected into the caudate nucleus to establish intracerebral hemorrhage model in 120 Wistar rats.The stability of the model was evaluated through behavioral observation.Result：The neurological behavior of the rats was evaluated with Longa score， and the success rate was 89.1%.Conclusion： This experiment improved the model's success rate by precise positioning， timing and maintenance of vital signs of rats，which will be helpful to increase the success rate of the model to more than 89%.

autologous arterial blood；cerebral hemorrhage；animal model

R743.3

A

1008-2344（2017）06-0495-03

10.16753/j.cnki.1008-2344.2017.06.011

國家自然科學基金資助項目（No.H0907）

鄭勝哲（1969—），男（朝鮮族），博士，主任醫師，研究方向：腦血管病及酒精中毒.E-mail：mikezheng23@163.com

2017-06-07

（文敏編輯）