番茄紅素對糖尿病小鼠骨髓內皮祖細胞功能影響及機制

曾瑤池，黃淑芬，徐 華，穆桂萍，周熙臨，彭立生*（.深圳市中醫院營養科，廣東 深圳 580；.深圳市中醫院健康教育科，廣東 深圳 580；.深圳市中醫院病理科，廣東 深圳 580；.深圳市中醫院中心實驗室，廣東 深圳 580；5.深圳市中醫院科教科，廣東 深圳 580）

番茄紅素對糖尿病小鼠骨髓內皮祖細胞功能影響及機制

曾瑤池1，黃淑芬2，徐 華3，穆桂萍4，周熙臨1，彭立生5,*
（1.深圳市中醫院營養科，廣東 深圳 518033；2.深圳市中醫院健康教育科，廣東 深圳 518033；3.深圳市中醫院病理科，廣東 深圳 518033；4.深圳市中醫院中心實驗室，廣東 深圳 518033；5.深圳市中醫院科教科，廣東 深圳 518033）

以鏈脲霉素（streptozotocin，STZ）誘導C57BL/6小鼠作為糖尿病動物模型，探究番茄紅素（lycopene，Lyc）對STZ誘導的糖尿病小鼠骨髓內皮祖細胞（endothelial progenitor cells，EPCs）的保護作用，探討Lyc防治糖尿病血管并發癥的潛力。結果表明：糖尿病小鼠外周血EPCs數量減少，骨髓EPCs氧化應激水平增高，血管內皮生長因子（vascular endothelial growth factor，VEGF）表達降低，EPCs衰老嚴重并伴功能受損。Lyc灌胃處理糖尿病小鼠后，其外周血EPCs數量增加，骨髓EPCs氧化應激得到抑制，VEGF表達增加，EPCs衰老和功能受損程度明顯減輕。由此可知，Lyc作為一種食物來源的植物化合物，具有防治糖尿病血管并發癥的潛力。關鍵詞：番茄紅素；內皮祖細胞；鏈脲霉素；糖尿病；氧化損傷

內皮祖細胞（endothelial progenitor cells，EPCs）是一種來源于骨髓并可動員入外周循環、能分化為內皮細胞的干細胞，血管受損時，骨髓內的EPCs可進入外周血并聚集至損傷部位，黏附并分化為成熟的EPCs，參與血管內皮化。研究發現，無論1型還是2型糖尿病患者均存在EPCs數量減少，增殖、黏附和血管形成能力下降的現象，EPCs功能及數量的改變在糖尿病并發癥的發生發展過程中起著重要作用[1-2]。因此，增加糖尿病患者EPCs數量和改善其功能對于糖尿病血管并發癥的預防和治療具有重要意義。

課題組前期研究表明番茄紅素（lycopene，Lyc）可以通過抑制高糖環境下EPCs中p38 MAPK的激活、線粒體氧化損傷等途徑發揮對EPCs的保護作用[3-4]，但是Lyc能否通過減輕糖尿病小鼠骨髓EPCs氧化應激和衰老而改善EPCs功能還鮮見報道。因此，本實驗通過Lyc對糖尿病小鼠EPCs功能的影響，試圖從改善骨髓EPCs氧化應激角度初步闡明其機制，為深化研究Lyc的內皮保護及血管并發癥防治作用機制提供新的實驗參考。

1 材料與方法

1.1 動物、材料與試劑

C57BL/6小鼠，體質量（24.8±1.1） g，雄性，8 周齡，由廣州中醫藥大學實驗動物中心提供。

Lyc（純度96%） 南京澤朗生物科技有限公司；牛血清白蛋白、鏈脲霉素（streptozotocin，STZ）、基質膠（matrigel）、玻璃黏連蛋白（vitronectin）、Hoechst 33258、Dil標記乙酰化低密度脂蛋白（Dil-ac-LDL）、FITC標記的荊豆凝集素-1（FITC-UEA-1） 美國Sigma公司；EGM-2 培養基 美國Lonza公司；M199培養基 美國HyClone公司；BCA蛋白含量測定試劑盒美國Pierce公司；兔抗小鼠血管內皮生長因子（vascular endothelial growth factor，VEGF）一抗 英國Abcom公司；β-半乳糖苷酶活性檢測試劑盒、活性氧簇（reactive oxygen species，ROS）檢測試劑盒 上海碧云天生物技術有限公司。

1.2 儀器與設備

CO2水套式培養箱 美國Thermo公司；改良Boyden小室 江蘇海門麒麟醫用儀器廠；One Touch Ultra血糖儀美國Johnson公司；垂直電泳儀 美國Bio-Rad公司；E300倒置式生物顯微鏡 日本Nikon公司；Odyssey近紅外雙色激光成像系統 美國LI-COR公司。

1.3 方法

1.3.1 動物實驗設計

C57BL/6雄性小鼠45 只，隨機分為糖尿病組（n=30）、正常對照組（n=15），糖尿病組小鼠腹腔注射60 mg/（kg·d）（以體質量計）STZ，連續5 d。STZ注射液用檸檬酸鈉緩沖液（0.1 mol/L，pH 4.15）配制，現用現配。正常對照組小鼠腹腔注射同等劑量檸檬酸鈉緩沖液。1 周后取尾部靜脈血，用強生血糖分析儀檢測空腹血糖（fasting blood sugar，FBS）含量不小于11.1 mmol/L時，確認Ⅰ型糖尿病小鼠造模成功。之后，每周檢測FBS含量，取成模2 周的糖尿病小鼠以備Lyc干預實驗用。

成模2 周后（實驗第4周），糖尿病組小鼠分成模型組、Lyc組，正常對照組，每組15 只。正常對照組和模型組小鼠每天灌胃1 mL 0.5 g/100 mL羧甲基纖維素鈉溶液；Lyc組小鼠每天灌胃Lyc 30 mg/kg（以體質量計），Lyc溶于0.5 g/100 mL羧甲基纖維素鈉溶液中，現配現用，灌胃容量1 mL。連續灌胃4 周，至實驗第8周后檢測FBS含量，對小鼠腹腔注射0.2 mL速眠新，麻醉后，無菌條件下分離其股骨、脛骨、髖骨及肱骨，并置于4 mL冰冷EGM-2培養基中。在培養皿中去除肌肉組織，并切除兩端骨骺，用注射器吸取EGM-2培養基將骨髓完全沖出，并收集至離心管中，于4 ℃、4 000×g離心20 min收集骨髓細胞，棄上清液。用1 mL紅細胞裂解液裂解紅細胞1 min，再分別用磷酸鹽緩沖液（phosphate buffered saline，PBS）和EGM-2培養液洗滌細胞一次。最后將細胞按照106個/cm3的密度接種在已包被玻璃體結合蛋白的6 孔板中，置于37 ℃、5% CO2培養箱中培養。培養4 d后換液1 次，去除未黏附的細胞，黏附的細胞繼續培養3 d備用。1.3.2 外周血EPCs的鑒定和計數

不同灌胃時間（0、4、8 周） 采血，用密度梯度離心法獲取外周血單個核細胞，并懸浮于5 mL M199培養液（含體積分數20%胎牛血清、VEGF 10 μg/L、堿性成纖維細胞生長因子（bFGF）2 μg/L、表皮生長因子（EGF）5 μg/L、青霉素1×105μg/L、鏈霉素100 mg/L）中，將其鋪在纖維連接蛋白包被20 min的培養瓶內，37 ℃、飽和濕度、5% CO2溫箱中培養4 d。然后以M199培養液輕輕洗去未貼壁細胞，繼續培養至第7天。將Dil-ac-LDL（2.4 mg/L）加入EPCs 培養體系中，37 ℃孵育1 h。PBS 洗滌3 次后，加入FITC-UEA-1，37 ℃繼續孵育1 h，4 g/100 mL多聚甲醛固定10 min后于熒光顯微鏡下觀察。FITC-UEA-1和Dil-ac-LDL雙染色陽性細胞為正在分化的EPCs。激光共聚焦顯微鏡鑒定EPCs，倒置熒光顯微鏡對EPCs進行計數。

1.3.3 骨髓EPCs的分離和鑒定

骨髓細胞培養7 d后，PBS洗滌1 次，于含有2 mg/L Dil-ac-LDL的M199培養液中37 ℃避光孵育4 h，然后PBS洗滌3 次，每次5 min。4 g/100 mL多聚甲醛室溫固定10 min后，將細胞于含10 mg/L FITC-UEA-1的M199培養液中37 ℃孵育1 h，再用PBS洗滌3 次，每次5 min。最后將細胞與新鮮配制的Hoechst 33258（0.5 μmol/L）室溫避光孵育10 min，再用PBS洗滌3 次，每次5 min。使用Prolong封片劑封片。觀察方法同1.3.2節。

1.3.4 骨髓EPCs中β-半乳糖苷酶染色

β-半乳糖苷酶染料依據試劑盒說明進行配制。骨髓EPCs培養7 d后棄去上清液，PBS洗滌3 次，每次5 min，4 g/100 mL多聚甲醛室溫固定15 min，PBS洗滌3 次，每次5 min，β-半乳糖苷酶染液于37 ℃染色細胞4 h，顯微鏡下觀察藍色的為β-半乳糖苷酶染色陽性細胞。隨機挑選5 個高倍視野（×200），計數1 000 個細胞中陽性細胞的個數，計算陽性細胞數量百分比，取平均值。

1.3.5 骨髓EPCs遷移能力的檢測

分別將2×104個EPCs懸浮在不含VEGF、bFGF的200 μL M199培養液中，注入Boyden上室。將含VEGF、bFGF的200 μL M199培養液，注入下室。培養24 h，刮去濾膜上面的未移動細胞，甲醇固定5 min，Giemsa染色，隨機選擇5 個高倍鏡視野（×200）計數遷移到下層的細胞數量，取平均數。

1.3.6 骨髓EPCs小管新生能力的檢測

采用基質膠（matrigel）成血管網實驗評價EPCs在體外的小管形成能力。4 ℃條件下于24 孔板底加入0.3 mL 基質膠，鋪平于37 ℃培養箱固定10 h，將培養板獲得的EPCs與ECM-2培養液混合（10 000 個/孔）。混勻后加入24 孔板，每孔0.25 mL。于37 ℃、5% CO2培養箱中培養24 h 后，用100 倍倒置顯微鏡觀察管樣結構形成情況，細胞拉長變形，長度為寬度的4 倍以上即可被認為形成小管。隨機選取5 個視野，計數完整微管網狀結構。

1.3.7 骨髓EPCs內ROS水平的檢測

取對數生長期的EPCs，消化后以7×104個/mL細胞懸液接種于96 孔板中，每組設6 個復孔。培養24 h 后棄上清液，PBS洗滌2 次后，每孔加入100 μL PBS，于－80 ℃冷凍5 min后，室溫融化，反復凍融3 次，收集50 μL上清液備用。按照ROS測定試劑盒說明書嚴格操作，測定胞內ROS水平。

1.3.8 VEGF蛋白表達量的檢測

收集培養7 d的EPCs，提取總蛋白，BCA法進行蛋白定量，Western blot法進行蛋白電泳、轉膜、孵抗體。β-肌動蛋白為內參蛋白，近紅外熒光標記二抗，洗滌成像，Odyssey紅外雙色激光成像系統700通道檢測，自帶軟件分析蛋白表達量。

1.4 數據統計分析

有一天，羅爹爹回來說，阿里在湖邊放哀樂的時候，一個人坐在那里嗚嗚地哭了起來。羅爹爹忙去問他出了什么事。阿里只是說：“姆媽還沒有醒。”頭一兩天，羅爹爹以為只是偶然，但一連幾天，阿里都是如此，看來阿里有點不對勁。羅四強也覺得阿里精神也差了許多。晚上阿東一回來，他便告訴阿東說，阿里現在話少了，笑聲也少了。叫阿東注意，小心阿里得病。

2 結果與分析

2.1 小鼠生理情況

表1 實驗小鼠生理情況比較Table 1 Physiological data of mice in all groups

由表1可知，實驗前3 組小鼠體質量、FBS含量無顯著差異（P＞0.05）。體質量方面，Lyc干預前模型組和Lyc組較正常對照組極顯著降低（P＜0.01），處死前Lyc組和模型組較正常對照組極顯著降低（P＜0.01），Lyc組較模型組極顯著升高（P＜0.01）。FBS含量方面，Lyc干預前Lyc組和模型組較正常對照組極顯著升高（P＜0.01），處死前Lyc組和模型組較正常對照組極顯著升高（P＜0.01），Lyc組較模型組下降，但差異無統計學意義（P＞0.05）。

2.2 外周血EPCs的鑒定、計數結果

圖1 外周血EPCs染色結果（×200）Fig. 1 Characterization of EPCs under confocal laser scanning microscope (× 200)

圖2 各組不同時間外周血EPCs數量變化情況Fig. 2 Effect of lycopene on the number of peripheral blood derived EPCs in STZ-induced diabetic mice

將FITC-UEA-1和Dil-ac-LDL雙染色陽性細胞鑒定為（激光共聚焦顯微鏡下呈黃色）正在分化的EPCs[5]。如圖1所示，5～7 d細胞處于對數生長期，生長迅速，形態呈多邊形及不規則形。由圖2可知，實驗前各組小鼠外周血EPCs數量差異無統計學意義。造模成功時（干預前），模型組和Lyc組外周血EPCs數量迅速減少，極顯著低于正常對照組（P＜0.01）。Lyc干預4周后（處死前），EPCs數量逐漸上升，Lyc組和正常對照組EPCs數量極顯著高于模型組（P＜0.01）。

2.3 Lyc對骨髓EPCs衰老的影響

圖3 Lyc對糖尿病小鼠骨髓來源EPCs衰老的影響Fig. 3 Effect of lycopene on EPCs senescence

由圖3可知，模型組EPCs衰老情況較正常對照組嚴重（P＜0.01），而Lyc干預能極顯著抑制糖尿病小鼠骨髓EPCs衰老（P＜0.01）。

2.4 Lyc對骨髓EPCs遷移能力的影響

圖4 Lyc干預對小鼠骨髓來源EPCs遷移能力的影響（×40）Fig. 4 Effect of lycopene EPCs migration ability (× 40)

采用改良的Boyden小室分析法測定細胞遷移能力。由圖4可知，與正常對照組相比，模型組小鼠EPCs的遷移能力高度顯著降低（正常對照組（99.54±3.47） 個、模型組（57.12±5.32） 個，P＜0.001；Lyc干預后（98.25±6.72） 個，P＜0.001），高度顯著改善了模型組小鼠骨髓EPCs遷移能力。

2.5 Lyc對骨髓EPCs小管新生能力的影響

模型組小鼠EPCs小管新生能力極顯著低于正常對照組C57BL/6小鼠EPCs（正常對照組1.07±0.14，模型組0.57±0.11，P＜0.01）。經Lyc干預4 周后，小鼠骨髓EPCs小管新生能力明顯增強，為正常對照組的（0.99±0.21） 倍，與模型組比較差異顯著（P＜0.05）（圖5）。

圖5 Lyc對糖尿病小鼠骨髓來源EPCs小管新生能力的影響（×200）Fig. 5 Effect of lycopene on tube formation ability of bone marrow derived EPCs (× 200)

2.6 Lyc對骨髓EPCs中ROS水平的影響

模型組小鼠EPCs中ROS水平極顯著高于正常對照組（正常對照組39.20±2.47、模型組58.40±4.31，P＜0.01）。經Lyc干預4 周后，小鼠骨髓EPCs中ROS水平明顯降低（47.10±2.78），與模型組比較差異顯著（P＜0.05）。

2.7 Lyc對VEGF蛋白表達量的影響

圖6 Lyc對糖尿病小鼠EPCs中VEGF蛋白表達的影響Fig. 6 Effect of lycopene on VEGF expression level of EPCs

由圖6可知，模型組小鼠骨髓EPCs中VEGF蛋白表達量顯著低于正常對照組小鼠EPCs（P＜0.05）。經Lyc干預后，骨髓EPCs體外培養后VEGF蛋白表達量高于模型組。

3 討 論

糖尿病血管并發癥發生與EPCs功能減退密切相關，正常情況下局部血管損傷或組織缺血后會釋放生長因子，生長因子能促使骨髓EPCs增殖并形成細胞集落，當骨髓EPCs動員至外周循環損傷處時可黏附于成熟的內皮表面，促進再內皮化及新生血管生成[6-7]。糖尿病代謝異常導致過量葡萄糖和脂肪酸進入細胞內氧化，使線粒體跨膜電位（Δψm）升高，而線粒體O2－·的生成量與Δψm密切相關：Δψm越高，生成的O2－·越多。經呼吸鏈產生的O2－·及ROS水平升高，導致氧化應激[8-9]。

糖尿病機體內環境復雜，對EPCs的影響是多方面的，但ROS產生過多和氧化應激損傷被視為糖尿病心血管并發癥發生、發展的主要原因[10-12]。ROS是細胞凋亡的第二信使，ROS過度升高，EPCs凋亡和損傷加重，EPCs數量和功能下降，嚴重影響血管內皮修復作用，容易引發再內皮化不全或延遲，增加不良心血管事件發生概率[13-14]?di Stefano等[15]的研究顯示高糖環境使ROS產生增多，p66ShcA的表達上調，使EPCs凋亡增加?功能紊亂?另外，糖尿病病人由于長期處于高血糖狀態，導致體內糖化反應及晚期糖基化終末產物（advanced glycation endoproducts，AGEs）生成加速，AGEs促進EPCs內ROS生成，減少抗氧化酶的合成、增強氧化應激、破壞細胞內環境穩定性，使EPCs功能受損[16-18]。Dernbach等[19]研究發現EPCs中ROS水平比內皮細胞更低，EPCs修復損傷血管的能力與其較低的ROS水平有關，ROS水平升高，EPCs修復損傷血管的活性降低。多項研究證實，糖尿病機體EPCs中的ROS含量顯著高于正常EPCs[20-21]，在本研究中以STZ構建糖尿病動物模型，檢測EPCs內ROS水平，發現STZ刺激后可顯著增加小鼠骨髓EPCs內ROS水平，說明STZ可以刺激EPCs內ROS生成。本研究證實糖尿病小鼠內環境使外周血EPCs數量減少，可能與體內氧化應激狀態有關。Lyc干預可明顯提高糖尿病小鼠EPCs在外周血的生存能力，這說明Lyc能改善糖尿病的EPCs數量異常。VEGF是維護內皮祖細胞生存必需的活性因子[22-23]。糖尿病患者骨髓EPCs動員功能嚴重受損，與血管內皮細胞中VEGF釋放受阻密切相關[24-25]。本研究顯示，模型組小鼠骨髓EPCs的VEGF表達量低于正常對照組，此時檢測到的外周血EPCs的數量也隨之減少，而Lyc干預可以升高骨髓EPCs中VEGF表達量水平，增加外周血EPCs數量。說明Lyc能夠通過提高糖尿病小鼠骨髓VEGF水平，動員EPCs進入外周血。Lyc增加外周血EPCs數量的機制與抑制EPCs的凋亡[26]，增加EPCs自身分泌VEGF有關。氧化損傷是也細胞衰老的主流學說，ROS水平對細胞造成氧化損傷，進而誘導細胞衰老。本實驗結果表明，給糖尿病小鼠灌胃Lyc，骨髓EPCs內ROS水平顯著降低，細胞衰老得到延緩。

有研究報道EPCs衰老與EPCs數量減少和功能受損有關[27]。EPCs功能受損主要表現為增殖、黏附、遷移和小管新生能力下降。本研究顯示糖尿病小鼠骨髓來源EPCs遷移能力和小管新生能力均受損，Lyc干預后顯著改善了糖尿病小鼠骨髓EPCs遷移能力和小管新生能力。

綜上所述，STZ造模的糖尿病小鼠EPCs氧化應激產物增多，超出了自身清除能力，抑制了EPCs遷移及小管新生能力。Lyc可以降低糖尿病小鼠EPCs氧化應激反應、減輕EPCs的損傷、改善EPCs遷移及小管新生能力，這一效應可能是在抑制了氧化應激反應后，通過抑制細胞衰老并上調 EPCs的VEGF蛋白水平，促進了EPCs的成管能力。

盡管EPCs能加速受損血管重新內皮化，直接修復受損血管內皮，但是體外培養EPCs不僅數量有限，而且EPCs易發生衰老而影響其功能[28-29]。糖尿病患者自體EPCs注射治療改善下肢血管病變的研究亦有報道，但EPCs功能受限，不能很好地發揮血管生成作用來改善血管病變[30]。因此，通過Lyc等食物來源的植物化學物動員內源性EPCs并增強其功能可能是防治糖尿病血管并發癥的理想措施。

[1] OIKONOMOU D, KOPF S, von BAUER R, et al. Influence of insulin and glargine on outgrowth and number of circulating endothelial progenitor cells in type 2 diabetes patients: a partially double-blind, randomized, three-arm unicenter study[J]. Cardiovascular Diabetology, 2014, 13: 137. DOI:10.1186/s12933-014-0137-4.

[2] PALOMBO C, KOZAKOVA M, MORIZZO C, et al. Circulating endothelial progenitor cells and large artery structure and function in young subjects with uncomplicated type 1 diabetes[J]. Cardiovascular Diabetology, 2011, 10: 88. DOI:10.1186/1475-2840-10-88.

[3] ZENG Y C, MU G P, HUANG S F, et al. Effect of lycopene on number and function of human peripheral blood endothelial progenitor cells cultivated in high concentration of glucose and preliminary study on the mechanism[J]. Nutrition Research and Practice, 2014, 8(4): 368-376. DOI:10.4162/nrp.2014.8.4.368.

[4] 曾瑤池, 黃淑芬, 彭冬華, 等. 番茄紅素對高糖所致內皮祖細胞線粒體氧化損傷和功能的影響[J]. 營養學報, 2015, 37(6): 591-595.

[5] HILL J M, ZALOS G, HALCOX J P, et al. Circulating endothelial progenitor cells, vascular function, and cardiovascular risk[J]. New England Journal of Medicine, 2003, 348(7): 593-600. DOI:10.1056/ NEJMoa022287.

[6] KIM K A, SHIN Y J, KIM J H, et al. Dysfunction of endothelial progenitor cells under diabetic conditions and its underlying mechanisms[J]. Archives of Pharmacal Research, 2012, 35(2): 223-234. DOI:10.1007/s12272-012-0203-y.

[7] KIM J Y, SONG S H, KIM K L, et al. Human cord blood-derived endothelial progenitor cells and their conditioned media exhibit therapeutic equivalence for diabetic wound healing[J]. Cell Transplantation, 2010, 19(12): 1635-1644. DOI:10.3727/096368910X516637.

[8] MAHMOODNIA L, AGHADAVOD E, BEIGREZAEI S, et al. An update on diabetic kidney disease, oxidative stress and antioxidant agents[J]. Journal of Renal Injury Prevention, 2017, 6(2): 153-157. DOI:10.15171/jrip.2017.30.

[9] PITOCCO D, TESAURO M, ALESSANDRO R, et al. Oxidative stress in diabetes: implications for vascular and other complications[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2013, 14(11): 21525-21550. DOI:10.3390/ijms141121525.

[10] RORBERTSON R P. Chronic oxidative stress as a central mechanism for glucose toxicity in pancreatic islet beta cells in diabetes[J]. Journal of Biological Chemistry, 2004, 279(41): 42351-42354. DOI:10.1074/ jbc.R400019200.

[11] TABATABAEI-MALAZY O, FAKHRZADEH H, SHARIFI F, et al. Effect of metabolic control on oxidative stress, subclinical atherosclerosis and peripheral artery disease in diabetic patients[J]. Journal of Diabetes & Metabolic Disorders, 2015, 14(84): 1-7. DOI:10.1186/s40200-015-0215-5.

[12] KIM H J, HAN S J, KIM D J, et al. Effects of valsartan and amlodipine on oxidative stress in type 2 diabetic patients with hypertension: a randomized, multicenter study[J]. Korean Journal of Internal Medicine, 2017, 32(3): 497-504. DOI:10.3904/kjim.2015.404.

[13] DONG L Y, JIN J, LU G, et al. Astaxanthin attenuates the apoptosis of retinal ganglion cells in db/db mice by inhibition of oxidative stress[J]. Marine Drugs, 2013, 11(3): 960-974. DOI:10.3390/md11030960.

[14] EBRAHIMIAN T G, HEYMES C, YOU D, et al. NADPH oxidasederived overproduction of reactive oxygen species impairs postischemic neovascularization in mice with type 1 diabetes[J]. The American Journal of Pathology, 2006, 169(2): 719-728. DOI:10.2353/ ajpath.2006.060042.

[15] di STEFANO V, CENCIONI C, ZACCAGNINI G, et al. p66ShcA modulates oxidative stress and survival of endothelial progenitor cells in response to high glucose[J]. Cardiovascular Research, 2009, 82(3): 421-429. DOI:10.1093/cvr/cvp082.

[16] CHEN J, SONG M, YU S, et al. Advanced glycation endproducts alter functions and promote apoptosis in endothelial progenitor cells through receptor for advanced glycation endproducts mediate overpression of cell oxidant stress[J]. Molecular and Cellular Biochemistry, 2010, 335(1): 137-146. DOI:10.1007/s11010-009-0250-y.

[17] LIN N, ZHANG H, SU Q. Advanced glycation end-products induce injury to pancreatic beta cells through oxidative stress[J]. Diabetes & Metabolism, 2012, 38(3): 250-257. DOI:10.1016/j.diabet.2012.01.003. [18] CHEN J, JING J, YU S, et al. Advanced glycation endproducts induce apoptosis of endothelial progenitor cells by activating receptor RAGE and NADPH oxidase/JNK signaling axis[J]. American Journal of Translational Research, 2016, 8(5): 2169-2178.

[19] DERNBACH E, URBICH C, BRANDES R P, et al. Antioxidative stress-associated genes in circulating progenitor cells: evidence for enhanced resistance against oxidative stress[J]. Blood, 2004, 104(12): 3591-3597. DOI:10.1182/blood-2003-12-4103.

[20] CUBBON R M, KAHN M B, WHEATCROFT S B. Effects of insulin resistance on endothelial progenitor cells and vascular repair[J]. Clinical Science, 2009, 117(5): 173-190. DOI:10.1042/CS20080263.

[21] MARROTTE E J, CBEN D D, HAKIM J S, et al. Manganese superoxide dismutase expression in endothelial progenitor cells accelerates wound healing in diabetic mice[J]. European Journal of Clinical Investigation, 2010, 120(12): 4207-4219. DOI:10.1172/JCI36858.

[22] YE J, NI P, KANG L, et al. Apelin and vascular endothelial growth factor are associated with mobilization of endothelial progenitor cells after acute myocardial infarction[J]. Journal of Biomedical Research, 2012, 26(6): 400-409. DOI:10.7555/JBR.26.20120052.

[23] LIANG J L, HUANG W, YU X Y, et al. Suicide gene reveals the myocardial neovascularization role of mesenchymal stem cells over expressing CXCR4 (MSCCXCR4)[J]. PLoS ONE, 2012, 7(9): e46158. DOI:10.1371/journal.pone.0046158.

[24] LIU Z J, VELAZQUEZ O C. Hyperoxia, endothelial progenitor cell mobilization, and diabetic wound healing[J]. Antioxidants & Redox Signaling, 2008, 10(11): 1869-1882. DOI:10.1089/ars.2008.2121.

[25] BOTUSAN I R, SUNKARI V G, SAVU O, et al. Stabilization of HIF-1 alpha is critical to improve wound healing in diabetic mice[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2008, 105(49): 19426-19431. DOI:10.1073/ pnas.0805230105.

[26] 曾瑤池, 穆桂萍, 黃淑芬, 等. 番茄紅素對高糖環境下人外周血內皮祖細胞增殖、凋亡的影響[J]. 衛生研究, 2012, 41(4): 623-626; 631.

[27] IMANISHI T, TSUJIOKA H, AKASAKA T. Endothelial progenitor cells dysfunction and senescence: contribution to oxidative stress[J]. Current Cardiology Reviews, 2008, 4(4): 275-286. DOI:10.2174/157340308786349435.

[28] FOTEINOS G, HU Y, XIAO Q, et al. Rapid endothelial turnover in atherosclerosis-prone areas coincides with stem cell repair in apolipoprotein E-deficient mice[J]. Circulation, 2008, 117(14): 1856-1863. DOI:10.1161/CIRCULATIONAHA.107.746008.

[29] FROEHLICH H, GULATI R, BOILSON B, et al. Carotid repair using autologous adipose-derived endothelial cells[J]. Stroke, 2009, 40(5): 1886-1891. DOI:10.1161/STROKEAHA.108.539932.

[30] SCHAUMBERG D A, GLYNN R J, JENKINS A J, et al. Effect of intensive glycemic control on levels of markers of inflammation in type 1 diabetes mellitus in the diabetes control and complications trial[J]. Circulation, 2005, 111(19): 2446-2453. DOI:10.1161/01. CIR.0000165064.31505.3B.

Effect and Mechanism of Lycopene on Functions of Endothelial Progenitor Cells in STZ-Induced Diabetic Mice

C57BL/6 mice challenged with streptozotocin (STZ) were used as an animal model of diabetes mellitus (DM) to study the protective effect of lycopene (Lyc) on functions of endothelial progenitor cells (EPCs) to evaluate its potential in the prevention and treatment of DM vascular complications. The results showed that a significant difference in the number of EPCs derived from peripheral blood was observed between diabetic and normal mice. The migration ability, tube formation ability and vascular endothelial growth factor (VEGF) protein expression level of bone marrow-derived EPCs in diabetic mice were obviously lower than those in normal mice. STZ accelerated oxidative stress and the onset of EPCs senescence. Based on our results, long-term administration with 30 mg/kg Lyc significantly relieved oxidative stress and the senescence of EPCs, and increased the VEGF protein expression level, migration ability and tube formation ability of EPCs when compared with the model group. Lycopene, as a food phytochemical, has the potential to be used in the prevention and treatment of DM vascular complications.

lycopene; endothelial progenitor cells; streptozotocin; diabetes mellitus; oxidative damage

10.7506/spkx1002-6630-201713033

R587.1

A

1002-6630（2017）13-0201-06

曾瑤池, 黃淑芬, 徐華, 等. 番茄紅素對糖尿病小鼠骨髓內皮祖細胞功能影響及機制[J]. 食品科學, 2017, 38(13): 201-206. DOI:10.7506/spkx1002-6630-201713033. http://www.spkx.net.cn

ZENG Yaochi, HUANG Shufen, XU Hua, et al. Effect and mechanism of lycopene on functions of endothelial progenitor cells in STZ-induced diabetic mice[J]. Food Science, 2017, 38(13): 201-206. (in Chinese with English abstract)

10.7506/spkx1002-6630-201713033. http://www.spkx.net.cn

2016-07-11

廣東省科技計劃項目（2014A020212525）

曾瑤池（1975—），女，副主任醫師，碩士，研究方向為營養與慢性病。E-mail：0731zyc@163.com

*通信作者：彭立生（1963—），男，主任醫師，碩士，研究方向為肝病的中醫藥治療。E-mail：szpengls@163.com

ZENG Yaochi1, HUANG Shufen2, XU Hua3, MU Guiping4, ZHOU Xilin1, PENG Lisheng5,*

(1. Department of Clinical Nutrition, Shenzhen Traditional Chinese Medicine Hospital, Shenzhen 518033, China; 2. Department of Health Education, Shenzhen Traditional Chinese Medicine Hospital, Shenzhen 518033, China; 3. Department of Pathology, Shenzhen Traditional Chinese Medicine Hospital, Shenzhen 518033, China; 4. Department of Central Laboratory, Shenzhen Traditional Chinese Medicine Hospital, Shenzhen 518033, China; 5. Department of Science and Education, Shenzhen Traditional Chinese Medicine Hospital, Shenzhen 518033, China)