玉米雄穗分枝數主效QTL定位及qTBN5近等基因系構建

代資舉 王新濤 楊 青 王 艷 張瑩瑩 席章營 李保全,*

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玉米雄穗分枝數主效QTL定位及近等基因系構建

代資舉1王新濤1楊 青1王 艷1張瑩瑩1席章營2李保全1,*

1河南省農業科學院作物設計中心, 河南鄭州 450002;2河南農業大學農學院 / 河南省糧食作物協同創新中心, 河南鄭州 450002

立足于發掘玉米雄穗分枝數優異基因資源, 利用鄭單958骨干親本鄭58和昌7-2構建的188個重組自交系(recombinant inbred line, RIL)家系群體, 結合288個多態性分子標記構建的連鎖圖譜和2年玉米雄穗分枝數表型數據, 運用完備復合區間作圖法進行QTL定位, 共檢測到5個控制玉米雄穗分枝數的一致性主效QTL, 分別位于玉米5條染色體上。通過連續回交及分子標記輔助選擇構建了位于5.05的控制雄穗分枝數主效QTL-近等基因系(near isogenic line, NIL), 對基因遺傳效應進行了驗證, 并將進一步定位在13.2 Mb區間之內, 為玉米雄穗分枝數主效基因的精細定位及分子育種奠定基礎。

玉米; 雄穗分枝數; QTL定位; 近等基因系

玉米雄穗分枝數(tassel branch number, TBN)作為衡量雄穗大小的重要指標, 是玉米育種與種子生產過程中被研究的與產量形成有關的重要農藝性狀之一。Geraldi等[1]的研究表明雄穗分枝數與產量呈負相關。然而在玉米雜交種種子生產過程中卻要求作父本的親本植株具有較為發達的雄穗, 以利于提高制種質量與降低成本[2]。同時較小適中的雄穗又是理想株型的構成要素之一, 過度發達的雄穗影響株型的冠層結構[3]。因此在育種實踐中選育適度減少雄穗分枝數的雜交種是目前玉米育種的一個趨勢, 而研究玉米雄穗分枝數基因的遺傳效應, 挖掘玉米雄穗分枝數基因資源可以為玉米產量和株型相關性狀的遺傳改良提供依據。

隨著現代分子生物技術的發展, 一些控制玉米雄穗分枝數QTL被鑒定出來。Berke和Rocheford[4]利用F2群體定位到3個雄穗分枝數目QTL, 分布于第2、第4、第7染色體上, 其中第7染色體上的QTL貢獻率達35.3%。Mickolson等[5]利用重組自交系群體, 定位到6個雄穗分枝數目QTL, 分布于第1、第2、第3、第4染色體上, 其中第2染色體QTL貢獻率達19.2%。湯華等[6]利用N87-1×綜3構建F2:3群體, 定位到9個雄穗分枝數目QTL, 分布于第1、第3、第4、第5、第9、第10染色體上, 貢獻率為6.11%~12.01%。Upadyayula等[7]利用BC1S1家系群體, 定位到2個雄穗分枝數目QTL, 分布于第4、第7染色體, 貢獻率分別為7.9%和11.7%。高世斌等[8]利用N87-1×9526構建F2:3群體, 定位到6個雄穗分枝數目QTL, 分布于第2、第4、第7、第10染色體上, 貢獻率為5.6%~28.4%。王迪等[9]利用齊319×黃早四和披478×黃早四分別構建了2套F2:3群體, 定位到40個雄穗分枝數目QTL, 10條染色體上均有分布, 貢獻率為2.93%~23.78%。Brown等[10]利用5000份重組自交系群體組成的(nested association mapping, NAM)群體, 檢測到39個雄穗分枝數目QTL。楊釗釗等[11]以黃早四為共同親本構建了11個不同組合的重組自交系群體, 定位到11個雄穗分枝數目QTL, 分布于第2、第3、第4、第5、第7、第8染色體, 貢獻率為9.7%~20.9%。Chen等[12]利用F2群體和高密度遺傳圖譜檢測到7個控制雄穗分枝數QTL, 分布于第1、第3、第4、第5、第7、第8、第9染色體上。Wu等[13]利用NAM群體和全基因組關聯分析檢測到63個控制雄穗分枝數QTL。而Xu等[14]利用栽培玉米和類蜀黍(teosinte)發展作圖群體, 利用SNP標記全基因組掃描檢測到14個控制玉米雄穗分枝數QTL。以上研究表明玉米雄穗分枝數是多基因控制數量性狀, 控制該性狀基因在多數染色體上都是存在的, 且存在主效QTL。但由于不同的研究所用到的F2:3、RIL、BC1S1等群體類型易受到遺傳背景的影響及試驗環境和標記密度等因素干擾, 使得彼此定位結果存在差異, 具有一致性且貢獻率較大的QTL比較少, 因此難以通過精細定位克隆雄穗分枝數基因。

玉米雄穗分枝發育涉及眾多關鍵基因, 基于突變體的遺傳分析, 已鑒定分離了多個調控玉米雄穗分枝數發育基因, 如參與玉米花序分枝分生組織調控的基因突變體系列()、()和(), 主要表現為雄穗基部分枝數增多, 其中和基因分別位于第7染色體的兩個不同區域,編碼含有一個Cys2-His2鋅指結構域且具植物特異性的類EPF蛋白, 而基因編碼6-磷酸海藻糖酶用以修飾進入花序分生組織的糖信號, 進而調控的轉錄活性,基因位于第3染色體, 是一個含有LOB-domain的轉錄因子, 在莖頂端分生組織和花序分生組織細胞中表達較高, 其中起關鍵作用, 調節和表達[15-17]。()突變體雄穗只有一個主軸而沒有分枝、小穗和小花, 導致突變的原因是位于第3染色體基因編碼起始位點上游存在轉座子插入, 該基因編碼一個堿性螺旋-環-螺旋(helix-loop-helix)結構蛋白, 是一個植物特有的bHLH 轉錄因子[18]。()主要控制玉米葉舌和葉耳的發育, 也參與花序建成的調控, 雄穗下部長分枝不能啟始, 該基因位于第3染色體上, 編碼一個bZIP結構蛋白[19]。()基因是位于第1染色體上的一個編碼絲氨酸/蘇氨酸激酶, 參與生長素極性運輸,突變體表現為雄穗分枝難以分化、小穗分生組織減少[20]。而()和()基因分別位于第1和第4染色體, 是一類轉錄因子, 增強其表達可以增加玉米雄穗分枝和花藥數[21]。盡管這些突變體導致了雄穗分枝數的改變, 為雄穗分枝數相關基因的克隆及功能研究提供了參考, 但部分突變體表現出其他性狀(如雌穗性狀、植株形態性狀等)的改變, 影響了優異種質材料的育種利用。

本研究首先利用鄭單958的骨干親本鄭58和昌7-2構建的重組自交系群體對控制玉米雄穗分枝數主效QTL進行鑒定, 然后構建主效QTL的近等基因系驗證基因遺傳效應, 開發連鎖標記, 利用重組株系縮短定位區間, 為玉米雄穗分枝數主效基因的精細定位和克隆及分子育種實踐奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 供試材料與田間試驗

以生產上大量應用玉米品種鄭單958的2個優良自交系親本鄭58和昌7-2雜交, 采用單粒傳法連續自交至F7:8構建188個重組自交系群體。分別于2015年和2016年夏季在河南省農業科學院原陽試驗基地種植188個重組自交系及親本, 采用隨機區組設計, 不設重復, 單行區, 行長2 m, 每行10穴, 每穴1株, 植株授粉15 d后, 調查雄穗分枝數, 每行從第2株開始, 連續調查5株完整雄穗, 統計各家系的雄穗分枝數平均值用于進一步分析。-NILs構建試驗材料于2008—2017年夏季種植于河南鄭州, 冬季種植于海南三亞, 春季在河南省農業科學院原陽試驗基地溫室加代。

1.2 分子標記檢測

按CTAB法從玉米幼苗葉片組織提取分離基因組DNA。引物合成的序列來自于玉米基因組數據庫(MaizeGDB, http://www.maizegdb.org/)。PCR擴增體系為10 μL, 包括DNA模板2.0 μL、5 U μL–1DNA聚合酶0.1 μL、10×buffer 1.6 μL、10 mmol L–1dNTP 0.15 μL、Primer (M13+F +R) 0.4 μL和ddH2O 5.75 μL。擴增程序為94°C 預變性5 min; 94°C變性60 s, 60°C退火50 s, 72°C延伸50 s, 35個循環; 72°C延伸10 min, 4°C保存。電泳檢測體系為2 μL PCR產物、7 μL甲酰胺和0.04 μL liz 500分子量內標(Applied Biosystems, USA)。95°C變性3 min后, 在ABI 3500XL基因分析儀進行電泳。用Genographer 2.1軟件分析帶型數據。

1.3 玉米雄穗分枝數QTL定位

從1928個分子標記中篩選到在鄭58與昌7-2之間有多態性的分子標記300個, 用于植株的基因型鑒定。經c2檢驗后, 選擇擴增位點符合孟德爾分離定律(1∶1)的引物288個, 利用MapMaker/EXP 3.0 軟件構建群體的遺傳圖譜[22], 采用Haldane函數, 圖距單位為cM (centiMorgan)。根據引物序列比對B73 RefGen-v3基因組序列, 找出標記在圖譜上的物理位置, 利用MapChart 2.1繪制物理圖譜。利用188個家系的雄穗分枝數平均數進行QTL定位, 選用QTL IciMapping Version 4.0軟件的復合區間作圖法[23]分析QTL效應。設定QTL檢測的LOD閾值為3.0, PIN值為0.001。

1.4 主效QTL-qTBN5近等基因系構建

利用分子標記輔助選擇(marker-assisted selection, MAS)及表型選擇創制-NILs流程(圖1)。在-NILs創制過程中, 子代群體只保留經分子標記選擇基因型正確、雄穗分枝數與受體親本植株表型具有顯著差異、而其他性狀與輪回親本相近的單株, 并嚴格進行雜交或自交授粉。以昌7-2為供體親本, 鄭58為受體材料并作為輪回親本(recurrent parent)回交5代后自交, 用140個多態性SSR進行全基因組背景選擇, 構建以鄭58為受體的染色體片段代換系(chromosome segment substitution line, CSSL)。然后利用連鎖標記umc1853選擇基因型為且雄穗分枝數與受體親本存在顯著差異的CSSL, 用均勻分布于全基因組的288個多態性標記進行背景分析, 選出片段較少且攜帶目標基因片段的CSSL與鄭58雜交、回交, 最后自交, 選擇基因型純合且除雄穗分枝數外其他性狀沒有明顯差異的植株, 表型穩定遺傳后創制- NILs。

圖1 qTBN5-NILs的構建流程

2 結果與分析

2.1 親本與RIL家系雄穗分枝數表型分析

對親本鄭58和昌7-2及188個RIL家系的兩年雄穗分枝數調查結果(表1)表明, 188個RIL家系雄穗分枝數的總平均數分別為10.7個和11.2個, 家系間從最少的2.4個和2.8個到最多的22.6個和21.4個, 變異系數分別為43.60和38.83, 分布范圍較廣。而且廣義遺傳率(2)較高, 為89.74%, 表明RIL家系群體大部分表型變異受遺傳控制。

分別以188個RIL家系雄穗分枝數平均值的兩年數據制作頻次分布, 呈現為一種連續的近似正態分布(圖2), 表明玉米雄穗分枝數是典型的多基因控制的數量性狀。親本鄭58雄穗分枝數的平均個數2年分別為4.6個和4.4個, 而昌7-2兩年分別為17.8個和17.2個, 多數家系雄穗分枝數的平均值都介于兩個親本之間, 但也有部分家系雄穗分枝數在兩個親本區間之外, 說明控制雄穗分枝數基因存在雙向重組超親分離, 雙親均含有影響雄穗分枝數性狀的增效、減效基因。

表1 親本及RIL家系在兩年環境下的雄穗分枝數的表型分析

圖2 RIL家系雄穗分枝數頻次分布

2.2 QTL檢測與遺傳效應分析

連鎖圖譜共包含288個在鄭58和昌7-2之間存在多態性的分子標記, 覆蓋玉米整個10條染色體的基因組, 除第4和第7染色體存在2個較大gap外, 其他標記分布較為均勻。根據引物序列參考比對B73 RefGen-v3基因組序列, 明確了分子標記在圖譜上的物理位置(圖3)。

利用188個RIL家系兩年的雄穗分枝數表型數據, 經復合區間作圖法在包含288個分子標記的連鎖圖譜上一共檢測到了5個兩年均可重復檢測的主效QTL, 分別位于第3、第4、第5、第7和第10染色體上, 即、、、和(圖3), 各QTL的貢獻率變異范圍在5.81%~ 19.92%之間(表2), 在5個QTL中貢獻率超過10%的有3個, 最高的是位于第5染色體5.05上的。在被檢測到的5個QTL中, 有3個加性效應值為負值, 表明來自于鄭58的等位基因可以使雄穗分枝數減少; 而加性效應值為正值、位于第3和第5染色體上的和的貢獻率較高, 分別達到了13.67%和19.92%, 表明來自于親本昌7-2的增效等位基因可以使雄穗分枝數顯著增加, 這與作為父本的昌7-2自身具有相對較多的雄穗分枝數有關。

2.3 qTBN5-NILs的表型分析

根據雄穗分枝數主效QTL-定位(圖4-a), 利用回交、自交和分子標記前景及背景選擇, 成功創制了-NILs。圖4-b是-NILs基因型, 除位于第5染色體上基因所在片段來自昌7-2之外, 其他背景均來自鄭58。對創制成功的-NILs及其受體親本鄭58和供體親本昌7-2的雄穗分枝數、株高、穗位高、抽雄期和雄穗主軸長進行調查,檢驗分析表明: 受體親本鄭58和供體親本昌7-2的雄穗分枝數與-NILs之間均存在顯著性差異(圖4-c), 而其他主要性狀如株高、穗位高、抽雄期和雄穗主軸長在鄭58與-NILs之間差異不顯著(圖4-d~g)。由此表明,基因的導入可以使鄭58雄穗分枝數顯著增加, 但是達不到昌7-2水平, 而且并沒有造成鄭58其他主要性狀的改變。

2.4 雄穗分枝數主效QTL-qTBN5的進一步定位及連鎖標記開發

根據在第5染色體5.05的定位區間, 利用CSSL和鄭58發展的BC1F2作圖群體, 提取DNA篩選交換單株, 種植重組單株自交發展株系, 純合株系用于表型考察和進一步定位(圖5-a), 從網上公布的引物數據庫及相關序列, 開發篩選到3個與緊密連鎖的分子標記, 即引物phi333597、e2040、e2042 (圖5-b), 結合重組株表型將進一步定位在phi333597和e2042的13.2 Mb區域之內, 為的精細定位和分子標記輔助育種奠定基礎。

圖3 雄穗分枝數性狀主效QTL在標記連鎖圖上的位置

連鎖圖上左邊數字表示標記在B73 RefGen-v3基因組序列圖譜上的物理位置。

Physical map distances (Mb) referring B73 RefGen-v3 are shown on the left of linkage map.

表2 玉米雄穗分枝數主效QTL及其遺傳效應

圖4 qTBN5-NILs的基因型和表型效應

a: 雄穗分枝數主效基因的定位; b:-NILs的基因型, 白色為鄭58背景, 黑色部分為來自昌7-2的基因所在片段; c: 雄穗分枝數; d: 株高; e: 穗位高; f: 抽雄期; g: 雄穗主軸長。**表示在 0.01水平差異顯著, ns表示差異不顯著。

a: physical locus ofidentified in RILs population. b: genotypes of-NILs. Black part is segment from Chang 7-2 indicating gene position and white parts are genetic background from Zheng 58. c: tassel branch number. d: plant height. e: ear height. f: days to pollen. g: total tassel length.Error bars represent SD. “**” and“ns” show significance at<0.01 level and on significant difference, respectively as determined by-test.

圖5 qTBN5進一步定位及連鎖標記開發

a: 交換株代換作圖定位, L1為昌7-2, L5為鄭58, L2~L4為重組株, **表示在 0.01水平差異顯著; b: 標記檢測鄭58和昌7-2及BC1F2世代部分單株基因型, 紅色M13為通用引物序列。

a:detected on the substituted segments in recombinant lines; L1: Chang 7-2; L5: Zheng 58. L2–L4: recombinant lines; “**” shows significance at<0.01 as determined by-test. b: genotypes identification ofin BC1F2backcross population. M13: Red indicates universal primer sequences.

3 討論

玉米雄穗分枝數是復雜的數量性狀, 玉米雄穗分枝數QTL定位易受遺傳背景、群體類型、標記密度和試驗環境等因素影響, 迄今對控制玉米雄穗分枝數的基因研究報道相對較少且存在不同的看法[24]。不同的研究者利用不同研究材料、不同的標記密度, 在玉米10條染色體上都定位出了玉米雄穗分枝數的QTL[4-14]。本研究共檢測到5個均可重復檢測的主效QTL, 分別位于第3、第4、第5、第7、第10染色體上(圖3), 各QTL座位的表型貢獻率變異范圍在5.81%~19.92%之間(表2)。其中第3染色體定位區間位于[18]和[19]基因附近, 第7染色體定位區間附近有[15]突變體基因, 而定位的區間與Chen等[12]報道區間有少部分重合, 且該區間附近存在[21]突變體基因。對于第5染色體上雄穗分枝數QTL定位的研究, 由于受群體類型及標記密度的影響, 不同的研究中沒有相對一致的定位區間, 且效應都比較小[6,9-10,12,14,25], 本研究中定位到的貢獻率在5個主效QTL中最大, 達到19.92%。而位于第10染色體的為一個新的QTL, 在此區域未見有QTL報道。因此, 盡管定位到的部分QTL與前人報道的具有重合定位區間, 但由于效應大小及穩定性未知, 仍然需要進行遺傳效應驗證。

近等基因系和染色體片段代換系是在受體的遺傳背景中代換某個或某些供體親本的染色體片段, 而基因組的其余部分均與受體親本相同[26], 可對復雜數量性狀進行有效的遺傳剖析, 因此在基因(QTL)的鑒定與定位, 等位基因變異分析等方面具有重要的利用價值而受到許多研究者的重視。玉米雄穗分枝數是受多基因控制的數量性狀, 且存在主效QTL, 然而前人研究中所用到的F2、RIL、BC1S1等群體類型易受遺傳背景的影響, 使得彼此定位結果存在差異, 難以通過精細定位克隆雄穗分枝數基因。而本研究根據定位到的控制玉米雄穗分枝數主效QTL, 構建主效基因近等基因系, 有效解決了遺傳背景的干擾, 且通過發展近等基因系對該基因遺傳效應進行了驗證(圖4), 開發了緊密連鎖標記, 并將進一步定位在13.2 Mb區間之內(圖5), 為玉米雄穗分枝數基因精細定位和分子標記輔助育種提供參考。

玉米雄穗分枝數作為衡量雄穗大小的重要指標,是玉米育種與種子生產過程中被研究的與產量形成有關的重要農藝性狀之一。育種實踐中常常要求母本具有較小雄穗或者較少雄穗分枝數, 這樣可以減少對雌穗能量的競爭, 父本一般要求較為發達的雄穗或者較多雄穗分枝數, 這樣可以保證充足的粉量以便提高制種產量, 而二者組配的雜交種往往需要具有適度較少雄穗分枝數, 從而達到最優組合[27]。鄭單958作為黃淮海地區的主推品種, 其親本鄭58和昌7-2兩個優良自交系也一直是研究的熱點, 二者之所以在制種過程中獲得較高產量的雜交種, 重要原因之一是親本之間雄穗的合理搭配。本研究通過1928個分子標記篩選, 最終找到288個在鄭58和昌7-2之間具有多態性的分子標記, 并對標記的物理位置進行了注釋, 建立了一張可以借助ABI 3500XL遺傳分析儀高通量檢測鄭單958品種的指紋圖譜, 為后續開展鄭58和昌7-2之間包括雄穗分枝數在內的優良性狀基因挖掘, 進而解析鄭單958品種之所以能夠成為主推品種的奧秘奠定基礎。

4 結論

定位到5個玉米雄穗分枝數主效QTL, 分別位于玉米5條染色體上, 3個QTL表型貢獻率超過了10%。構建了玉米雄穗分枝數主效QTL近等基因系, 驗證了基因遺傳效應, 并將進一步定位在13.2 Mb區間之內, 為玉米雄穗分枝數主效基因的精細定位和分子育種實踐奠定了基礎。

[1] Geraldi I O, Miranda Filho J B, Vencovsky R. Estimates of genetic parameters for tassel characters in maize (L.) and breeding perspectives., 1985, 30: 1–14

[2] Upadyayula N, Silva H S, Bohn M O, Rocheford T. Genetic and QTL analysis of maize tassel and inforescence architecture., 2006, 112: 592–606

[3] Gue R, Wasson C. Genetic analysis of tassel size and leaf senescence and their relationship with yield in two tropical low land maize populations., 1996, 4: 275–281

[4] Berke T, Rocheford T. Quantitative trait loci for tassel traits in maize., 1999, 39: 1439–1443

[5] Mickelson S M, Stuber C S, Senior L, Kaeppler S M. Quantitative trait loci controlling leaf and tassel traits in a B73lMo17 population of maize., 2002, 42: 1902–1909

[6] 湯華, 嚴建兵, 黃益勤, 鄭用璉, 李建生. 玉米5個農藝性狀的QTL定位. 遺傳學報, 2005, 32: 203–209 Tang H, Yan J B, Huang Y Q, Zheng Y L, Li J S. QTL mapping of five agronomic traits in maize., 2005, 32: 203–209 (in Chinese with English abstract)

[7] Upadyayula N, Silva H S, Bohn M O, Rocheford T. Genetic and QTL analysis of maize tassel and inforescence architecture., 2006, 112: 592–606

[8] 高世斌, 趙茂俊, 蘭海, 張志明. 玉米雄穗分枝數與主軸長的QTL鑒定. 遺傳, 2007, 29: 1013–1017 Gao S B, Zhao M J, Lan H, Zhang Z M. Identification of QTL associated with tassel branch number and total tassel length in maize.(Beijing), 2007, 29: 1013–1017 (in Chinese with English abstract)

[9] 王迪, 李永祥, 王陽, 劉成, 劉志齋, 彭勃, 譚巍巍, 張巖, 孫寶成, 石云素, 宋燕春, 王天宇, 黎裕. 控制玉米雄穗分枝數目和雄穗重的主效QTL的定位. 植物學報, 2001, 46: 11–20 Wang D, Li Y X, Wang Y, Liu C, Liu Z Z, Peng B, Tan W W, Zhang Y, Sun B C, Shi Y S, Song Y C, Wang T Y, Li Y. Major quantitative trait loci analysis of tassel primary branch number and tassel weight in maize (L.)., 46: 11–20 (in Chinese with English abstract)

[10] Brown P J, Upadyayula N, Mahone G S, Tian F, Bradbury P J, Myles S, Holland J B, Flint-Garcia S, McMullen M M, Buckler E S, Rocheford T R. Distinct genetic architectures for male and female inflorescence traits of maize., 2011, 7(11): e1002383

[11] 楊釗釗, 李永祥, 劉成, 劉志齋, 李春輝, 李清超, 彭勃, 張巖, 王迪, 譚巍巍, 孫寶成, 石云素, 宋燕春, 王天宇, 黎裕. 基于多個相關群體的玉米雄穗相關性狀QTL分析. 作物學報, 2012, 38: 1435–1442 Yang Z Z, Li Y X, Liu C, Liu Z Z, Li C H, Li Q C, Peng B, Zhang Y, Wang D, Tan W W, Sun B C, Shi Y S, Song Y C, Wang T Y, Li Y. QTL analysis of tassel-related traits in maize (L.) using multiple connected populations., 2012, 38: 1435–1442 (in Chinese with English abstract)

[12] Chen Z L, Wang B B, Dong X M, Liu H, Ren L H, Chen J, Hauck A, Song W B, Lai J S. An ultra-high density bin-map for rapid QTL mapping for tassel and ear architecture in a large F2maize population., 2014, 15: 433

[13] Wu X, Li Y X, Shi Y S, Song Y C, Zhang D F, Li C H, Buckler E S, Li Y, Zhang Z W, Wang T Y. Joint-linkage mapping and GWAS reveal extensive genetic loci that regulate male inflorescence size in maize., 2016, 14: 1551–1562

[14] Xu G H, Wang X F, Huang C, Xu D Y, Li D, Tian J G, Chen Q Y, Wang C L, Liang Y M, Wu Y Y, Yang X H, Tian F. Complex genetic architecture underlies maize tassel domestication., 2017, 214: 852–864

[15] Vollbrecht E, Springer P S, Goh L, Buckler E S, Martienssen R. Architecture of floral branch systems in maize and related grasses., 2005, 436: 1119–1126

[16] Satoh-Nagasawa N, Nagasawa N, Malcomber S, Sakai H, Jackson D. A trehalose metabolic enzyme controls inflorescence architecture in maize., 2006, 441: 227–230

[17] Bortiri E, Chuck G, Vollbrecht E, Rocheford T, Martienssen R, Hake S.encodes a LATERAL ORGAN BOUNDARY domain protein that determines the fate of stem cells in branch meristems of maize., 2006, 18: 574–585

[18] Gallavotti A, Zhao Q, Kyozuka J, Meeley R B, Ritter M K, Doebley J F, Pè M E, Schmidt R J. The role ofin the architecture of maize., 2004, 432: 630–635

[19] Walsh J, Freeling M. Thegene of maize functions during the transition from the vegetative to the reproductive shoot apex., 1999, 19: 489–495

[20] Skirpan A, Culler A H, Gallavotti A, Jackson D, Cohen J D, McSteen P. BARREN INFLORESCENCE2 interaction with ZmPIN1a suggests a role in auxin transport during maize inflorescence development., 2009, 50: 652–657

[21] Chuck, G, Brown, P, Meeley, R, Hake, S. Maizetranscription factorsandaffect yield traits by regulating the rate of lateral primordia initiation., 2014, 111: 18775–18780

[22] Lander E S, Green P, Abranhanson J, Barlow A, Daley M, Lincoln S, Newburg L. MAPMAKER: an interactive computer package for constructing primary genetic linkage maps of experimental and natural populations., 1987, 1: 174–181

[23] Meng L, Li H H, Zhang L Y, Wang J K. QTL IciMapping: Integrated software for genetic linkage map construction and quantitative trait locus mapping in bi-parental populations., 2015, 3: 169–173

[24] Brewbaker J L. Diversity and genetics of tassel branch numbers in maize., 2015, 55: 65–78

[25] Briggs W H, McMullen M D, Gaut B S, Doebley J. Linkage mapping of domestication loci in a large maize-teosinte backcross resource., 2007, 177: 1915–1928

[26] Kubo T, Aida Y, Nakamura K, Tsunematsu H, Doi K, Yoshimura A. Reciprocal chromosome segment substitution series derived fromandcross of rice (L.)., 2002, 52: 319–325

[27] Chen Z J, Yang C, Tang D G, Zhang L, Zhang L, Qu J T, Liu J. Dissection of the genetic architecture for tassel branch number by QTL analysis in two related populations in maize., 2017, 16: 1432–1442

Major Quantitative Trait Loci Mapping for Tassel Branch Number and Construction ofNear-isogenic Lines in Maize (L.)

DAI Zi-Ju1, WANG Xin-Tao1, YANG Qing1, WANG Yan1, ZHANG Ying-Ying1, XI Zhang-Ying2, and LI Bao-Quan1,*

1Crop Designing Centre, Henan Academy of Agricultural Sciences, Zhengzhou 450002, Henan, China;2College of Agronomy, Henan Agricultural University / Collaborative Innovation Center ofHenanFood Crops, Zhengzhou 450002, Henan, China

Tassel branch number (TBN) is a principal component of maize tassel-related traits important for modern maize breeding and production. To understand the genetic basis of tassel branch number, we adopted 288 markers exhibiting polymorphisms between Zheng 58 and Chang 7-2 to construct the genetic linkage map, and conduct quantitative trait loci (QTLs) analysis using sets of 188 recombinant inbred line (RIL) families derived from the elite maize inbred lines. Zheng 58 × Chang 7-2. Five major QTLs controlling tassel branch number within five different chromosomes respectively were validated by using the inclusive composite interval mapping method (ICIM) based on phenotypic data collected in two years. Becauselocated on chromosome5.05 was found to be an important QTL,near-isogenic lines (-NILs) were developed by backcrossing and marker-assisted selection, andwas further mapped in 13.2 Mb intervals.These findings will advance our understanding of the inheritance basis of TBN, and also facilitate the fine mapping and molecular breeding programs in maize.

maize; tassel branch number; quantitative trait loci mapping; near-isogenic lines

2018-06-09;

2018-06-11.

10.3724/SP.J.1006.2018.01127

李保全, E-mail: lbq308@126.com, Tel: 0371-65721718

E-mail: zijudai@163.com, Tel: 0371-65867618

2017-12-20;

本研究由河南省重大科技專項(161100110500)和河南省農業科學院科研發展專項(YNK20177514, YNK201710605)資助。

This study was supported by the Henan Major Science and Technology Project (161100110500) and the Special Fund for Scientific Research and Development of Henan Academy of Agricultural Sciences (YNK20177514, YNK201710605).

URL: http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20180611.0555.004.html