植物落花落果的分子機理研究進展

崔婭松 陳慶富 霍冬敖 李洪有

摘 要： 落花落果是花、果實、種子從母體脫落的一種普遍存在的自然現象。發生器官脫落的區域為離區（abscission zone，AZ）。離區分化形成離層，離層與脫落息息相關。離層的發育和功能行使是多酶、多激素、多基因參與調控的復雜而精確的過程。落花落果不僅是作物栽培和育種中的典型農藝性狀，而且是植物器官脫落的主要形式之一。減少植物落花落果或控制某些植物適度落花落果，提高作物和果蔬類植物的產量和品質，是人類在作物馴化上努力的目標。該文基于前人對植物器官脫落的生理生化和分子生物學機制的研究，主要從植物落花落果的細胞學基礎、生理生化機制、遺傳學規律、分子生物學和相關基因定位、轉錄組分析方面闡述落花落果分子機理，重點從落花落果的分子生物學和相關基因定位兩個方面進行剖析落花落果的作用機制，以便為作物遺傳育種研究提供理論指導。

關鍵詞： 離層， 落花落果， 細胞學， 基因定位， 分子機制

中圖分類號： Q943 文獻標識碼： A 文章編號： 1000-3142（2018）09-1234-14

Abstract： Falling flowers， fruits and seeds are the common natural phenomenons of plant organs that are detached from the mother plant. The organ exfoliation area is called as abscission zone （AZ）. The abscission layer can be differentiated in abscission zone and has close relationship with shedding. The development and function of the abscission layer are controlled by many enzymes， many hormones， and many genes， which involve a complex and accurate process. Falling flowers and fruits are not only typical agronomic traits in crop cultivation and breeding， but also one of the major forms of plant shedding. Reducing the number of plant organs falling or controlling the proper shattering for increasing the yield and quality in some crops， fruits and vegetable plants have been the goal of crop domestication. Based on the previous studies on the physiological， biochemical and molecular biological mechanisms of plant organ abscission， this paper mainly reviewed the molecular mechanism of falling flowers and fruits from the aspects of cytology， physiological and biochemical mechanism， genetics， molecular biology， related gene mapping， and transcriptome analysis. Among them， molecular biology and related gene mapping were focused， which provided some guidance for crop genetics and breeding.

Key words： absciss layer， falling flowers and fruits， cytology， gene mapping， molecular mechanism

植物落花落果是花、果實、種子等脫離植株主體的一種廣泛存在的自然現象。植物在正常生長發育過程中為適應逆境脅迫（如干旱、水淹、極端溫度、元素N、B、Ca、Zn缺乏、病蟲害等）或平衡自身生長水平減少累贅或擴散種子（繁殖體）時，一些器官會發生正常或不正常脫落。在正常脫落方面，葉的正常脫落保存了體內僅有的水分或減少細菌等病原感染（Patharkar & Walker， 2015）；花果的正常脫落調節了植物本身源庫關系和促進營養物質、礦物質合理分配。然而，自然界中很難避免不正常脫落帶來的損失，如水稻和小麥落粒、棉花脫鈴、大豆果莢脫落造成大量減產。在農業生產方面，對植物器官脫落進行合理調控，不僅可以有效利用土地資源，而且可以使作物達到高產、優質的效果。孫福東等（2016）報道在大豆葉面噴施植物生長調節劑DTA-6使大豆果莢離區Gm AC的表達量降低，果莢離區生理代謝被改變，大豆脫落率降低；Yuan & Carbaugh （2007）在柑橘和蘋果采摘前噴施IAA（indole-3-acetic acid）和ETH（ethylene）阻斷劑，防止水果在機械采摘前掉落。Lin et al （2012）在大豆、高粱等糧食作物馴化相關性狀進行遺傳解析中，借助分子標記等手段發現了一系列調控落粒性狀的關鍵位點。分子標記育種和基因聚合育種是提高育種質量和效率的有效途徑，對離層形成的生理和分子機制進行綜述，為落花落果的機制研究和育種實踐提供線索。

1 落花落果的細胞學基礎

植物落花落果與離層形成緊密相關，Patterson & Bleecker（2004）在水稻中也發現水稻種子脫落與穗穎和枝梗之間的離層有關。一般認為落花落果有4個階段（圖1）：首先，離區細胞形成；其次，離區接收脫落信號，啟動脫落；接著，離區感知脫落信號，酶水解，細胞發生分離；最后，離區細胞分化形成離層且器官脫落后在緊靠離層細胞（即靠近植物主體一側）的部位形成保護層（Kim， 2014；王繼恩等， 2017）。值得注意的是，有些植物器官脫落并不形成保護層，比如，大豆復葉（Moline & Bostrack， 1972）。在離層形成這一階段的研究相對較多，Nakano et al（2012）研究表明植物在脫落器官基部分化出離區（abscission zone， AZ），即器官發生脫落的組織區域及鄰近區域，通常由5～50層小而等徑、胞質致密、胞間隙小的細胞組成，盡管有如此多的離區細胞存在，但是，在整個脫落過程中，離區內僅有1～2層細胞發生分離即為離層（separation layer）。Sexton & Roberts（1982）就該現象作出解釋：基于誘導因素僅在離層處發揮有效作用，雖然所有的離層細胞均有潛在分化的能力，但是只有1～2層離層細胞對誘導信號反應相對敏感。在不同植物與組織中，離層細胞層數也不盡相同，如擬南芥（Arabidopsis thaliana）花器官的離層細胞有 4～6 層（Patterson & Bleecker， 2004），水稻離層細胞有12層（鄭麗媛，2016）。Doorn & Stead （1997）通過比對細胞的形態，大致把離層細胞歸為三類：細胞形態相似，大小等徑；比相鄰細胞小，呈矩形；與相鄰細胞在形態和大小上相似。Baird（1984）在電鏡下觀察錦紫蘇時發現離層細胞的液泡較周圍細胞小；細胞核較周邊細胞大，核仁明顯；細胞器（多聚核糖體、高爾基體、粗面內質網和線粒體）明顯增多；細胞膜內陷，出現壁旁體。最近，唐連和陳慶富（2017）采用石蠟切片、解剖觀察等方法對7個落粒和不落粒蕎麥屬植物的花梗關節進行綜合分析并發現：在蕎麥開花期，花梗薄壁細胞中淀粉粒豐富；維管束分化不明顯；細胞體積較小、排列緊密，這些特征與前人研究的離層結構相似，我們可以認為：花梗關節作用與離層作用相似。通常情況下，若花梗關節表現為縊縮，則有果實脫落現象產生。

2 落花落果的生理基礎

2.1 IAA和ETH調控的生理基礎

在植物落花落果的過程中，IAA和ETH扮演著重要的角色（Meir et al， 2010）。離層中的IAA信號轉導途徑是抑制器官脫落的關鍵，無論是Addicott et al（1955）提出的“生長素梯度理論”，還是人們按照這一理論適當施用外源植物生長調節劑NAA、IAA、2，4-D等處理不同植物或植物同一器官的不同部位，均表現為抑制脫落，如蔬菜類番茄、大豆和水果類柑橘、蘋果、梨，番茄葉柄遠軸端和近軸端，以上試驗為植物落花、落果奠定了研究基礎。通常認為，離層區兩端生長素濃度能直接影響植物器官的脫落，生長素極性運輸到離區是阻斷離層形成的首要條件（Taylor & Whitelaw， 2001）。

IAA通過調節離層細胞對ETH的不敏感來負調控器官脫落。IAA 能延緩離層形成，ETH則促進離層形成。IAA之所以能對植物器官脫落起到抑制作用，是因為當葉片受到外界環境脅迫時，流向離層部位的IAA減少，離層對ETH更敏感，繼而施用乙烯阻斷劑氨基乙氧基乙烯基甘氨酸HCL（aminoethoxyvinyl glycine HCl）和合成的生長素2，4-二氯苯氧基乙酸（2，4-Dichlorophenoxyacetic acid）的混合物來阻止柑橘和蘋果在收獲前的果實脫落（Yuan & Carbaugh， 2007）。茉莉酸（jasmonic acid， JA）在擬南芥花器官脫落中也起抑制作用。Ueda et al（1996）在菜豆中發現：萊莉酸能使纖維素酶的活性增加，進而水解菜豆葉柄基部細胞壁中的多糖，促進脫落。Kim （2014）在擬南芥中發現：茉莉酸受體突變后，冠菌素不敏感1（coronatine insensitive 1， coi1）導致擬南芥花器官脫落延遲。

除IAA和JA之外，其他激素也可能影響脫落，ABA、水楊酸也在調節衰老方面具有廣泛應用的前景，花器官和葉片等在脫落前似乎都會衰老（Patharkar & Walker， 2015， 2016）。對脫落起促進作用的ETH、GAs等在擬南芥細胞分離層中已被鑒定（Arnaud et al， 2010）。

2.2 幾種重要酶調控的生理基礎

在大豆果莢開裂、擬南芥花瓣脫落、蕎麥、水稻、小麥落粒（落果）等生理過程中，一旦脫落被激活，許多有趣但相對不明原因的事件發生在AZ中，隨脫落進展，AZ細胞膨大，細胞質變得更堿性，這在擬南芥、番茄等中已被證明（Sundaresan et al， 2015），但AZ細胞質pH變化的原因仍不清楚。對此現象的一個假設是：堿性可能是脫落酶的最佳pH。而在離層細胞內許多酶類物質明顯增多，如氨基酸、蛋白質、mRNA和rRNA，離區內的RNA最終被翻譯成蛋白質或酶，其中纖維素酶和果膠酶是最重要的酶，離層中的纖維素酶活性增加一直延續到最后脫落，在生長發育過程中纖維素同工酶和果膠酶共同作用利于脫落。離層處β-1，4-葡聚糖酶（β-1，4-glucanase）活性在脫落時呈顯著性增加、表達上調。脫落的另一重要變化是中膠層主要成分果膠酸鈣等果膠類物質降解成果膠和果膠酸，容易被遺忘的是，一部分酶[多聚半乳糖醛酸酶（polygalacturonase）、葡聚糖酶（glucanase）]不參與離區形成，它們只是負責降解細胞壁中的果膠和纖維素，從而促進脫落。另外，RNA酶、DNA酶、蛋白質酶、磷酸酯酶、氨酸解氨酶和過氧化物酶等這些酶促進脫落的主要原因可能是促進離區保護層形成，加速離區傷口木質化，在脫落過程中，基于此，在果柄處噴施苯丙氨酸解氨酶抑制劑AIP（2-aminoindan-2-phosphonic acid），離區苯丙氨酸解氨酶活性降低，果實脫落率降低。

脫落過程中，某些病程相關蛋白明顯增加，如在離層表達的幾丁質酶、擴張蛋白expansin、pathogenesis相關蛋白、metallothioneins、WRKY蛋白等（Meir et al， 2010；李政， 2014）。值得一提的是，在PCD（programmed cell death）中的關鍵蛋白LX 蛋白是一個 T2/S-like ribonuclease核糖核酸酶，Bar-Dror et al（2011）在番茄的離區中LX 蛋白在成熟離區特異性表達，在近軸端和遠軸端不對稱性表達，這種生理生化變化是花梗脫落的關鍵；在擬南芥中與PCD相關核酶 BFN1能被離區誘導表達。特別神奇的是，擬南芥離區BFN1啟動子也在番茄的其他組織葉、花、果實中表達（Lers et al， 2006）。

3 落花落果的遺傳學規律

3.1 傳統遺傳學規律

從傳統遺傳學角度看，植物個體本身或細胞基因組的自發突變或人工誘變使脫落表型改變，這些表型變化均能找到相應的突變基因。傳統遺傳學多是研究落花機制的，如番茄離層形成基因（jointless、J2、LS），番茄中若J基因發生突變，會使第一個外顯子的部分序列和起始密碼子的上游共939 bp的堿基缺失，番茄從有離區品種變成無離區品種；突變體jointless的表型為花梗無法脫落（Roldan et al， 2017）；番茄1，4-β-葡聚糖酶（cel2）反義抑制轉基因植株中，果實離區的斷裂力明顯增加。此外，Yang et al（2005）進一步研究表明，番茄離區第12染色體近著絲粒處的J2基因控制著番茄離區的形成。Schumacher et al（1999）在番茄LS突變體中發現花中無花瓣現象主要是番茄離區發育基因LS突變所致。與番茄LS基因同源的擬南芥基因AtLAS，其敲除突變體las表型為花器官脫落延遲（Greb et al， 2003），在擬南芥雙突變體bop1和bop2中，由于離區無法正常形成而使花器官脫落表型缺失，這進一步表明Bop1和Bop2基因與離層發育有關。Wang et al（2006）通過基因敲除實驗證明，KNAT/BP調控擬南芥花器官離區發育。在bp突變體中，花器官離區的泡狀細胞較多，花器官提前脫落。當然，并不是所有延遲脫落表型都是通過調控離區發育而實現的，在擬南芥受體激酶HAESA（富含亮氨酸重復序列）反義抑制轉基因植株中，花瓣外三輪脫落延遲；在嚴重的轉基因株系中，花瓣不會脫落。Stenvik et al（2008）證明，IDA所產生的多肽正是通過HAESA調控擬南芥花器官脫落過程，此外IDA受體基因（HAESA， HAE）不受外源乙烯所影響，敲除HAE和HAE同源基因（HAESA-LIKE 2， HSL2）的突變體，擬南芥花器官脫落被顯著延遲（Patharkar & Walker， 2016）。利用T-DNA插入技術獲得的擬南芥生長素響應因子2（Auxin Response Factor2， arf2）突變體，其可能通過抑制細胞壁降解酶類的活性，進一步延遲離區細胞的分離，促進花器官（重點是雄蕊）發育，使花器官脫落延遲，但不能阻止脫落。有趣的是arf1能増強arf2突變體脫落表型，可見arf1和arf2具有部分冗余的功能，能輔助調控脫落，擬南芥突變體之間存在相互作用，如ARF1、NPH4/ARF7和ARF19的突變能增強arf2突變體的延遲脫落表型（Okushima et al， 2005）。關曉溪（2015）發現SLARF2-RNAi植株花器官脫落延遲。值得留意的還有乙烯受體突變體，通過EMS誘變得到的乙烯受體突變體etr1和下游的ein2、ein3、ers2突變體的花器官脫落延遲，當乙烯受體ETR1與外界的乙烯信號分子結合，激活下游的EIN2，進而激活轉錄因子EIN3調控下游的靶基因傳遞乙烯信號分子，植物響應乙烯反應，植物器官加速脫落。

另外，擬南芥（ACTIN-RELATED PROTEINS， ARP）家族在花器官脫落中起關鍵作用。Kandasamy et al（2005）利用RNAi實驗產生的ARP7敲除轉基因株系中，花器官脫落明顯延遲，且其離區發育和乙烯三重反應與野生型保持一致，表明ARP7調控花器官脫落獨立于乙烯途徑，與其類似的花器官脫落調控基因還有AGL15、HAESA、ARP4。IDA、HAESA、HSL2 （HAESA-LIKE2）以及MAPK級聯信號途徑的依次作用，控制擬南芥花器官脫落過程，如HAESA下游位于由MAPK4/5 MITOGEN活化的蛋白激酶（MAPK）級聯和MAPK3/6 MAPK級聯的花器官不能脫落，相反，活化的MAPK4/5的表達則能夠恢復hae/hsl2雙突變體脫落表型，表明HAESA下游的（MITOGEN-ACTIVATED PROTEIN KINASE KINASE4， MAPK4）/MAPK5激活（MITOGEN-ACTIVATED PROTEIN KINASE6， MAPK6）/MAPK3以控制擬南芥花器官的脫落過程。目前尚不清楚哪種MAPK三聯激酶在脫落途徑中起作用，也不清楚HAE受體復合物與MAPK級聯之間是否存在其他中間體。Patharkar & Walker（2015）發現，MAPK4/5的敲除導致HAE的正常表達不到20%，因為在花器脫落區脫落被激活，HAE被認為是MAPK級聯的上游基因。過表達的MADS結構域轉錄因子AGAMOUS-LIKE 15（AGL15）可阻斷脫落，但不會改變AZ的發育，這表明AGL15是脫落的負調控因子（Fernandez et al，2000）。此外，一旦脫落信號傳導途徑被激活，MAPK級聯使絲氨酸231和257上的AGL15磷酸化，并抑制HAE表達。一旦新合成的HAE取代了質膜，就完成了一個正反饋回路。正向反饋網絡和MAPK級聯反應都顯著放大了起始信號的離散性，這就解釋了在花器官脫落過程中HAE表達的增加。盡管AGL15似乎是調節脫落的主要轉錄因子，但它不是唯一的轉錄因子。如agl15 /agl18雙突變體脫落早于野生型，表明AGL15的姐妹蛋白AGL18在AGL15中發揮部分冗余的作用（Patharkar & Walker，2016）。

正常脫落需要ADP-核糖基化因子GTP酶活化蛋白（NEV， NEVERSHED）。 NEV的突變改變高爾基體結構和反式高爾基體網絡的位置。nev突變體壁旁區囊泡大量積累，這可能是將HAE和其他蛋白質移到質膜上的結果。三個不同的次聯基因中的突變可以部分恢復囊泡運輸和nev突變體的脫落。這三個輔助基因中的第一個是EVR（EVERSHED），也稱為抑制劑（SOBIR1， BIR11）的受體樣蛋白激酶（Leslie et al， 2009）。 BAK1相互作用受體類激酶1中的突變（BIR1）可通過EVR / SOBIR1中的次聯突變抑制病原體應答，SERK1中的次聯突變也可抑制nev表型（Lewis et al， 2010）。從分子機制的角度來看，如何突變HAE的共同受體可以恢復nev突變體的脫落并不清楚。三重突變體serk1/ serk2 / bak1實際上具有輕微的花器脫落缺失表型（Meng et al， 2016）。最后，一種受體類細胞質激酶（CST， CAST AWAY）中的繼發性突變也可以抑制nev突變體的表型。CST在擬南芥葉肉原生質體中與HAE和EVR相互作用。 EVR、SERK1和CST的二級突變都能恢復nev突變體的脫落，但這些植物的最終AZ痕是過度分化的，說明參與脫落激活階段的某些基因在AZ痕的最終分化中起作用。HAE除了被囊泡穿梭外，還能檢測內質網的錯誤信息，內質網相關降解系統（ERAD）確保HAE無缺陷（Baer et al， 2016）。ERAD系統有缺陷時，產生部分功能蛋白的HAE等位基因仍可使其進入質膜并轉導脫落信號。

3.2 現代遺傳學規律

現代遺傳學（即基因層面的分子生物學）在落花落果遺傳規律研究上，與傳統遺傳學不同，主要集中于落果規律的研究，落果的遺傳較復雜，并不是簡單由單基因或寡基因控制的質量性狀。Porter（1959）利用Cimarron×Wichita雜交，推斷出小麥落粒是由多基因中的隱性基因控制。在Blackhull×Wichita群體中，落粒由兩對基因控制，穗軸的脫落主要與離層有關，穗軸中離層的發育由穗軸Q位點控制，且離層細胞的層數依賴于此位點上的隱性等位基因q的表達量（Sormachev et al， 2015）。此外，普通蕎麥（Fagopyrum esculentum）落粒至少受兩對以上基因控制，后來發現由3對顯性基因控制，只要其中任意兩對顯性基因互補表型則為落粒（Wang et al， 2005）。甜蕎HOMO的花柱同長自交可育基因H與其中一個落粒性基因Sht是緊密連鎖的（Pan & Chen， 2010）。在育種實踐中發現，蕎麥不落粒的自交可育衍生系之間雜交可產生落粒的雜種后代，暗示至少有兩對顯性互補基因控制著落粒性的遺傳。岳鵬等（2012）發現落粒性在甜自21-1和 Lorena-3正反交的2個F2群體中均遵循9∶7的分離模式，落粒性為2對顯性互補基因的遺傳模式，當雙親的落粒性均介于難落粒和易落粒之間時，其雜種后代往往會按多基因控制的數量遺傳模式分離，落粒性的遺傳控制既有主效基因，也有微效基因控制，在落粒類型中有不同落粒強度問題，這涉及數量性狀遺傳。

4 落花落果的分子生物學

4.1 IAA和ETH調控的分子機制

IAA主要通過調控基因的表達而影響落花落果過程，IAA借助ARF蛋白行使調控功能，ARF蛋白一般由DBD（DNA-binding domain）、MR（middle Region）、CTD（c-teminaldomain）組成，中間區域存在抑制子（脯氨酸、絲氨酸和蘇氨酸）和激活子（谷氨酸、亮氨酸），故而能激活或抑制生長素調控基因轉錄，蛋白質結構域DBD與AuxRE（aux in response element）元件的TGTCTC序列特定結合，調控IAA生理效應（Wu et al， 2011）。Gray & Estell（2000）研究發現，這種效應隨IAA含量變化而存在差異，當其含量較低時，ARF蛋白結構域的N、C兩末端的 DNA 結合域，即DBD區域可與Aux/IAA結合形成Aux/IAA-ARF，ARFs的活性被抑制；IAA含量較高時，IAA結合TIR1，促進Aux/IAA 的泛素化，Aux/IAA-ARF 被水解，激活ARFs，促使生長素反應基因表達。Meir et al（2010）通過番茄花朵離層響應生長素的轉錄組分析發現：Aux/IAA部分家族基因表達隨花朵的脫落而下降，擬南芥生長素響應因子基因ARF1、ARF2、ARF7、ARF19都涉及到花器官離層的形成。以上研究主要是通過抑制ARF基因參與離層調控，且通過生長素抑制離層脫落和ARF響應生長素，進而調控器官離層的形成。而Gao et al（2016）通過基因沉默技術證明，RhIAA16基因在擬南芥過表達對延遲花朵脫落有重要作用，其主要機理可能是與ARFs互作來對離層發育起作用。

與IAA相反的是，ETH不僅可以加速衰老和促進脫落，還能促進離區中水解酶類誘導合成纖維素和果膠酶。Parra-Lobato & Gomez-Jimenez（2011）在許多不同的物種（擬南芥、番茄）和器官（葉片、花瓣、花朵和果實等）中，ETH含量直接影響花器官脫落，并加速離層的形成。乙烯能誘導離層部位RNA和蛋白的合成、器官脫落的相關基因、ETH反應基因（pathogenesis related proteins， PR）表達。植物器官脫落的相關基因PR表達也因乙烯的誘導而上調（Tucker et al， 2002）。最近，Chen et al（2011）發現在乙烯轉導途徑中MADS轉錄因子 （FOREVER YOUNG FLOWER， FYF）的過表達，使器官脫落延遲。

在離層形成過程中，離區先感受脫落信號，后啟動脫落，這可解釋ETH與IAA拮抗：在第一階段植物器官離區只對IAA敏感，對ETH不敏感，而第二階段離區細胞能夠響應ETH而對IAA不敏感（高欣欣等，2013）。但是，IAA抑制脫落是不可能被ETH逆轉的。離區中IAA可能借助中間媒介-乙烯受體（ETR/ERS1），從而改變植物細胞對乙烯的敏感性。Meir et al（2010）研究表明：乙烯受體ETR/ERSI 可能經IAA調控而誘導離區細胞適時對乙烯信號產生應答。

4.2 幾種重要酶調控的分子機制

纖維素酶中的β-葡萄糖苷酶（BG）在花果脫落過程中起關鍵作用。Lashbrook et al（1994）從成熟番茄果實cDNA文庫中分離出2個編碼內切-1，4-β-葡聚糖酶（EGase）的基因（TomCel1、TomCel2），兩者的編碼產物同源性高達50%。此外，在大豆脫落區中表達的與TomCel1有68%的同源性，鱷梨（Persea americana）果實中表達的AvoCel1蛋白與TomCel2有57%的同源性。番茄中這2個基因重復表達，即TomCel1和TomCel2可在同一植物組織中被檢測到。但它們在不同部位表達量存在差異，如脫落區域、成熟花粉囊（TomCel1 mRNA）、成熟果實（TomCel2 mRNA1）。此外，歐陽杰等（2007）通過研究EGases在植物細胞生長發育中的作用，發現編碼β-葡聚糖酶的TomCel2基因在番茄果柄離區中大量表達，當細胞分離時，TomCel2基因促進果膠層水解，果實脫落。若限制TomCel2基因表達，花的脫落也隨之降低。Campillo & Bennett（1996）從番茄中分離得到6個纖維素酶基因中的Cel1、Cel5、Cel6在脫落過程中顯著表達，但是表達的程度有所不同，可見，纖維素酶在調控離區形成與器官脫落是一個復雜的過程。

果膠酶中的多聚半乳糖醛酸酶（polygalacturonase， PG）和果膠甲酯酶（pectin methylesterase， PME）對落花落果的作用是不容小覷的。目前，已有大量的多聚半乳糖醛酸酶（PG）基因在植物器官的脫落過程中表達上調。番茄 TAPG1-TAPG6（Hadfield & Bennett， 1998）、油菜CAW471（Whitelaw et al， 2002）、RDPG和大豆SDPG（張蘭， 2013）、擬南芥ADPG1和ADPG2（Ogawa et al， 2009）、荔枝LcPG1（Peng et al， 2013），這些基因特異編碼內切多聚半乳糖醛酸酶（PGs），并在花器官離層和果柄離層中表達。ADPG1和ADPG2促進酶水解，且是果莢開裂所必需的基因。若其發生基因突變會導致不開裂果實的形成（Ogawa et al， 2009）。此外，果膠甲酯酶介于植物細胞壁和細胞之間（Micheli， 2001）。張莉等（2012）在擬南芥花瓣中發現：一個編碼果膠甲酯酶的基因At4g022330在花器官的離層中表達，基因At4g022330可能參與了果膠代謝而影響擬南芥花瓣脫落。最近，Kumpf et al（2013）通過植物側根突變分析發現：IDA和HAE 通過調節果膠中PGs活性，進而控制植物側根離區的發育，經基因芯片雜交表明：IDA-HAE/HSL2信號調節細胞壁重構基因間接調節離區相關基因。

4.3 落花落果基因定位

植物落粒（果）、裂莢的分子機制及相關基因的定位與克隆在選育品種上有重要意義。許多研究者基于遺傳群體及其連鎖圖譜，對控制落粒的QTL 進行了定位，其中，水稻落粒和大豆、擬南芥裂莢的QTL 研究較多，而蓼科蕎麥屬植物落粒性研究相對匱乏。

4.3.1 水稻 水稻落粒性狀的QTL多數被定位于第1、3、4、5、6、7染色體上，而第10染色體目前未被定位到。包括位于第1染色體上的基因SH1、qSH1、sh（t）（朱文銀， 2008； Konishi et al， 2006； 朱子超， 2014）；位于第4染色體上的基因SH4；位于第6染色體上的基因shat、SH6（t）（朱子超， 2014； 鄭麗媛等， 2016）；位于第7染色體上的基因OsCPL1（Oryza sativa CTD phosphatase like1）（Ji et al， 2010）。盡管這些基因與落粒性狀相關聯，然而，各自發揮作用的內部機理卻不同，OsCPL1編碼CTD的磷酸酶區域，OsCPL1基因可能通過降低磷酸酶的活性而阻斷離層的分化，水稻表型變異為不落粒。在水稻籽粒成熟過程中，qSH1基因促進穎殼基部離層形成，種子易落粒。隨后的研究發現qSH1也影響離層的發育，是由1個SNP （single nucleotide polymorphism）控制的順式作用元件（5′上游調控區域12 kb堿基T替換G）突變引起下游一個編碼蛋白（replumless的直系同源基因）表達的改變，進而抑制qSH1基因的正常表達，阻礙穎殼基部的離層形成，導致落粒表型缺失。與qSH1相似的Myb3 轉錄因子同源基因SH4，該基因的第 1個外顯子中的 1個核苷酸G替換了核苷酸T，導致在 Myb3DNA 結合域上 1個賴氨酸被天冬酰氨替換，離層不能正常發育，從而使落粒表型缺失（Li & Olsen， 2016）。控制水稻落粒性的基因是相互協作的。Zhou et al（2012）發現：SHAT1在離層中的表達受SH4正調節，SHAT1又能維持SH4在離層中表達，SH4和SHAT1下游的qSH1維持SHAT1和SH4在離層中的持久表達，促進離層的形成，如圖2所示。Ji et al（2010）發現：落粒基因SH-H編碼水稻（carboxy-terminal domain， CTD）phosphatase類蛋白（OsCPL1），突變后功能被抑制，離層形成，落粒表型產生。最近，Htun et al（2014）和Inoue et al（2015）表明：qSH3依賴性更強，必須依賴qSH1和SH4共同作用，才能促進離層細胞發育的功能，正如SH5必須在qSH1的幫助下才能促進離層的發育。故而，離層發育和功能行使過程是多基因精確調控的復雜過程，如圖2所示。

4.3.2 擬南芥 擬南芥中BOP1/2（BLADE ON PETIOLE1/2）編碼nonexpressor of pathogenesis-related genes 1 的轉錄因子進而控制花器官離區形成。其他的一些轉錄因子AGL15和AGL18也影響花器官脫落，這兩個轉錄因子的過表達都推遲花器官脫落和衰老（Adamczyk et al， 2007）。最近，Cai & Lashbrook（2008）利用基因芯片篩選實驗得出：基因At ZFP2（ZINK FINGER PROTEIN2）的過量表達不僅可以延遲花器官脫落，還影響花的形態和育性。

值得一提的是，擬南芥果莢開裂也與器官脫落過程相關，主要涉及MADS-box基因中控制果莢離層發育的SHP1/2（SHATTERPROOF1/2）和決定果莢發育的FUL（FRUITFULL）基因，這些基因相互作用共同調節果莢發育。Fernandez et al（2000）提出：FUL負調控SHP達到平衡擬南芥果莢正常發育的效果。隨后的研究中，參與到擬南芥果莢離層（separation layer）發育的基因不止于此，FUL和RPL共同發揮作用，另外SH1、SH2、ALC（ALCATRAZ）、IND（INDEHISCENT）只在果莢離層表達，這些基因還與離層形成有關，FUL對其都有抑制作用，而RPL（REPLUMLESS）則限制 SH1/2 在假隔膜（replum）中表達。最近，在FUL、 SHP、ALC和IND 的上游發現的基因FIL（FILAMENTOUS FLOWER）、YAB3（YABBY3）、JAG（JAGGED）共同促進它們的表達，而基因FIL、YAB3 和 JAG 又被RPL 基因反饋抑制。AS（ASYMMETIRC LEAVES）在不同部位的不同水平表達對果莢發育的作用也截然不同：在果莢中過表達能抑制KNAT1/BP基因的作用；在假隔膜中低水平表達，對KNAT1/BP、RPL基因的抑制也隨之降低，KNAT1/BP、RPL協調作用，共同影響假隔膜的發育。

4.3.3 大豆 大豆裂莢與器官脫落相似，其QTL也不容忽視，大豆裂莢的QTL已取得巨大進步，直至2014年，Suzuki et al（2010）、Dong et al（2014）和Funatsuki（2014）已報道了果莢開裂基因Pdh1和5個離區形成基因SHAT1-5，如圖1所示。最早被定位于16染色體上的果莢開裂基因為Pdh1，來源于抗裂莢品種和易裂莢品種PI 416937的重組自交系群體，基因Phd1（Gm16 g25580）位于47 kb基因組區域（29，621-29，668 kb）的上游20 kb處，是造成大豆裂莢的基因，主要由于單核苷酸突變（A/T）導致提前終止密碼子的出現，進而調節果莢開裂的大小。Pdh1基因編碼同源蛋白，并在富含木質素的果莢壁內的厚壁組織中高度表達，所以說基因Phd1能調節木質素合成和果莢的開裂。此外，Yamada et al（2009）以種群抗裂莢品系 Harosoy×易裂莢品系 Toyomu-sume F2和Kariyutaka × Wasekogane F2兩個群體為材料，把裂莢相關QTL定位于qPDH1附近并解釋了抗裂莢基因盡管遺傳背景有所不同，但QTL也定位于qPDH1附近，產生這種結果，最有可能是親本為雜合基因，子代表現出高裂莢性狀所致，裂莢抗性性狀表現為近隱性性狀，主效QTL在qPDH1處。Dong et al（2014）通過比較野生型和栽培型大豆之間的核苷酸遺傳多樣性，其中兩個基因Gm04g39210和Gm16 g02200在馴化過程中核苷酸多樣性降低，而且大豆種質在兩個候選基因中沒有遺傳變異，Gm16g02200與大豆莢果開裂相關的QTL重疊。遺傳和功能分析表明，被名為SHATTERING1-5（SHAT1-5）的Gm16g02200是擬南芥AtNST1/2的直系同源基因，編碼NAC結構域轉錄因子（表1）。基因表達和轉基因互補分析的實驗證實：SHAT1-5通過增加其在纖維帽細胞（Fiber Cap Cells， FCC）中的自身表達來控制栽培大豆中的抗裂莢表型。SHAT1-5和Pdh1共同調節作物品種中的次生細胞壁增厚和抗落粒性（Dong et al，2014）。

4.3.4 蕎麥 在蓼科蕎麥屬植物中，岳鵬等（2012）將SSR引物成功用于甜蕎遺傳圖譜的構建和種質資源和農藝性狀（如落粒性）研究，通過遺傳作圖表明：落粒基因Sht1和Sht2分別與標記S1182-1160和S1182-1048緊密連鎖，Sht1和Sht2分子調控功能尚不清楚，其他落粒基因也未被發現，可以說蕎麥屬植物落粒性的研究相對匱乏，需要進一步努力。

4.4 調控落花落果的部分基因

在多數植物中，各基因形成一個調控網絡而發揮作用，這在植物中較為常見，但也存在單獨發揮作用的基因。常璟等（2015）發現陸地棉GhBOP1基因序列和擬南芥中BOP基因相似度較高；GhBOP1在陸地棉根部優勢表達，是通過控制細胞離層區的細胞分化來實現的。BOP1/2是重復功能冗余基因，編碼病程相關基因非表達因子的轉錄因子，存在于大多數植物生殖器官尤其是花器官離層發育階段，只是在不同的植物離層處以不同的形式表達（表1），擬南芥（BOP1/2）、棉花（GhBOP1）和煙草（NtBOP2），盡管BOP1/2基因在以上植物中冗余，但在大麥營養器官（葉柄）和生殖器官（花序）發育過程中卻獨立作用（Jost et al，2016）。

4.5 落花落果轉錄組分析

隨著2000年模式植物擬南芥基因組測序完成，在擬南芥（Ogawa et al， 2009）、水稻（Li & Olsen， 2016）、大豆（Tucker et al， 2002）等植物都有器官脫落或離層相關基因的序列分析，相關基因序列都可在NCBI Genebank中查到。近年來，研究者們著眼于蕎麥花序、果實、葉和根等組織的轉錄組測序分析，且發現了約28個不同的基因序列可能與花梗離層形成相關（李雪等， 2015； 黃娟等， 2017）。RNA-seq的應用也被廣泛應用于其他植物，如甜瓜成熟果實早期階段果柄離層被MAD-box、AP2/ERF和Aux/IAA轉錄因子下調，Homeobox、Zinc finger bZIP、WRKY等轉錄因子上調。而在后期調控階段，離層是被MYB轉錄因子上調，所以甜瓜離層的前后期被不同基因調控。Gao et al（2016）先構建月季花三個時期GM1、GM3、GM5的花瓣離層部位的cDNA文庫，后運用Illumina測序技術進行測序，建構出相應的轉錄本數據庫，其次，對花瓣離層部位進行基因表達譜分析并篩選鑒定2 571個與脫落相關的轉錄本和響應脫落的基因RhIAA16，不僅在離層部位表達，且在花朵其他部位如花瓣、花托、雄蕊、雌蕊等都能被檢測到，其中在離層和雌蕊中表達量較髙：在脫落發生的離層啟動階段表達量最高，離層啟動后表達下調，足以說明RhIAA16基因與離層啟動相關。

5 展望

有關落花落果的研究主要是集中在模式植物擬南芥、糧食作物水稻、小麥、高粱（Meir et al， 2010； Lin et al， 2012），現在已擴展到其他作物中，以便解決如蕎麥落粒（Chen et al， 1998）、棉花脫鈴（常璟等， 2016）、大豆果角開裂（Funatsuki et al， 2014）等實際生產問題。在這些作物中，之前的研究主要集中在激素和酶對植物落花落果的生理調控，而對離層發育和落花落果的分子機制研究相對匱乏。對于植物器官脫落基因的序列全長和序列變異關系還不清楚。通過轉錄組測序、落粒相關基因的全長、表達規律、序列變異、形態解剖結構等方面，闡明落粒相關基因的變異規律及其與離層形成過程的關系，通過分子標記輔助育種，為克服落粒性問題和植物的起源與進化研究提供依據。人類有望在不久的將來在植物落花落果分子生物學研究上有新進展。所以，植物落花落果的分子生物學研究一方面將深化人們對其本質的認識，另一方面將為其在現代農業生產上的應用做出重要的貢獻。

參考文獻：

ADAMCZYK BJ， LEHTI-SHIU MD， FERNANDEZ DE， 2007. The MADS domain factors AGL15 and AGL18 act redundantly as repressors of the floral transition in Arabidopsis [J]. Plant J， 50（6）： 1007-1019.

ADDICOTT FT， LYNCH RS， CARNS HR， 1955. Auxin gradient theory of abscission regulation [J]. Science， 121（3148）： 644-645.

ALONSO-CANTABRANA H， RIPOLL JJ， OCHANDO I， et al， 2007. Common regulatory networks in leaf and fruit patterning revealed by mutations in the Arabidopsis ASYMMETRIC LEAVES1 gene [J]. Development， 134（14）： 2663-2671.

ARNAUD N， IRIN T， SOREFAN K，et al， 2010. Gibberellins control fruit patterning in Arabidopsis thaliana [J]. Genes Dev， 24（9）： 2127-2132.

BAER J， TAYLOR I， WALKER JC，et al， 2016. Disrupting ER-associated protein degradation suppresses the abscission defect of a weakhae hsl2 mutant in Arabidopsis [J]. J Exp Bot， 67（18）： 5473-5484.

BAIRD LM，REID MS， WEBSTER BD， 1984. Anatomical and physiological effects of silver thiosulfate on ethylene-induced abscission in Coleus [J]. J Plant Growth Regul， 3（1-4）： 217-225.

BAR-DROR T， DERMASTIA M， KLADNIK A， et al， 2011. Programmed cell death occursasymmetrically during abscission in tomato [J]. Plant Cell， 23（4）： 146-413.

BELFIELD EJ， RUPERTI B， RORERTS JA， et al， 2005. Changes in expansin activity and gene expression during ethylene promoted leaflet abscission in Sambucus nigra [J]. J Exp Bot， 56（413）： 817-823.

BOWMAN JL， ESHED Y， BAUM SF， et al， 2002. Establishment of polarity in angiosperm lateral organs [J]. Trend Gene， 18（3）： 134-141.

CAI S， LASHBROOK CC， 2008. Stamen abscission zone transcriptome profiling reveals new candidates for abscission control： enhanced retention of floral organs in transgenic plants overexpressing Arabidopsis ZINC FINGER PROTEIN2 [J]. Plant Physiol， 146（3）： 1305-1321.

CAMPILLO ED， BENNETT AB， 1996. Pedicel breakstrength and cellulase gene expression during tomato flower abscission [J]. Plant Physiol， 111（3）： 813-820.

CHANG J， JIN X， PANG JH， et al， 2015. Cloning of abscission zone development gene Gossypium hirsutum L. GhBOP1 and preliminary analysis of its function [J]. Acta Agric Boreal-Sin， 30（3）： 14-19. [常璟， 晉昕， 龐金環， 等， 2015. 陸地棉離層基因GhBOP1的克隆及其功能的初步分析 [J]. 華北農學報， 30（3）： 14-19.]

CHEN MK， HSU WH， LEE PF， et al， 2011. The MADS-box gene， FOREVER YOUNG FLOWER， acts as a repressor controlling floral organ senescence and abscission in Arabidopsis [J]. Plant J， 68（1）： 168-185.

CHEN QF， YEN C， YANG JL， 1998. Chromosome location of the gene for brittle rachis in the Tibetan weedrace of common wheat [J]. Gene Resour Crop Evol， 45（5）： 407-410.

DONG Y， WANG YZ， 2015. Seed SHATTERING： from models to crops [J]. Front Plant Sci， 6（476）： 476.

DONG Y， YANG X， LIU J， et al， 2014. Pod SHATTERING resistance associated with domestication is mediated by a NAC gene in soybean [J]. Nat Comm， 5（2）： 1-11.

DOORN WGV， STEAD AD， 1997. Abscission of flowers and floral parts [J]. J Exp Bot， 48（4）： 821-837.

FERNANDE DE， HECK GR， PERRY SE， et al， 2000. The embryo MADS domain factor AGL15 acts postembryonically： inhibition of perianth senescence and abscission via constitutive expression [J]. Plant Cell， 12（2）：183-197.

FUNATSUKI H， SUZUKI M， HIROSE A， et al， 2014. Molecular basis of a shattering resistance boosting global dissemination of soybean [J]. Proc Natl Acad Sci USA， 111（50）： 17797-17802.

GAO Y， LIU C， LI X， et al， 2016. Transcriptome profiling of petal abscission zone and functional analysis of an Aux/IAA family gene RhIAA 16 involved in petal shedding in rose [J]. Front Plant Sci， 7（106）： 1375-1388.

GAO XX， LIU SC， ZHANG YB， et al， 2013. Progress in researches on the mechanism of abscission of plant organs [J]. Chin Agric Sci Bull， 29（33）： 17-21. [高欣欣， 劉少春， 張躍彬， 等， 2013. 植物器官脫落相關激素和酶的研究進展 [J]. 中國農學通報， 29（33）： 17-21.]

GRAY WM， ESTELLE M， 2000. Function of the ubiquitin-proteasome pathway in auxin response [J]. Trend Biochem Sci， 25（3）： 133-138.

GREB T， CLARENZ O， SCHAFER E，et al， 2003. Molecular analysis of the LATERAL SUPPRESSOR gene in Arabidopsis reveals a conserved control mechanism for axillary meristem formation [J]. Gene Dev， 17（9）： 1175-1187.

GUAN XX， 2015. Preliminary screening and functional identification of ARFS during tomato flower pedicel abscission [D]. Shengyang： Shengyang Agricultural University. [關曉溪， 2015. 番茄花柄脫落相關生長素響應基因ARFs的篩選及其功能的初步鑒定 [D]. 沈陽：沈陽農業大學.]

HADFIELD KA， BENNETT AB， 1998. Polygalacturonases： many genes in search of a function [J]. Plant Physiol， 117（2）： 337-343.

HAN J， WANG YQ， 1999. Progress in researches on the me-chanism of abscission of plant organs [J]. Bull Bot， 16（4）： 405-410. [韓靜， 王幼群， 1999. 植物器官脫落的機制及其研究進展 [J]. 植物學通報， 16（4）： 405-410.]

HTUN TM， INOUE C， CHHOURN O， et al， 2014. Effect of quantitative trait loci for seed shattering on abscission layer formation in Asian wild rice Oryza rufipogon [J]. Breed Sci， 64 （3）： 199-205.

HUANG J， DENG J， CHEN QF， 2017. Transcriptome analysis of Fagopyrum root and identification of genes involved in flavonoid biosynthesis [J]. J Agric Sci Technol， 19（2）： 9-19. [黃娟， 鄧嬌， 陳慶富， 2017. 蕎麥根的轉錄組學分析及黃酮合成基因的鑒定 [J]. 中國農業科技導報， 19（2）： 9-19.]

INOUE C， HTUN TM， INOUE K， et al， 2015. Inhibition of abscission layer formation by an interaction of two seed-shattering loci， sh4 and qSH3， in rice [J]. Jpn J Gene， 90（1）： 1-9.

ISHII T， NUMAGUCHI K， MIURA K， et al， 2013. OsLG1 regulates a closed panicle trait in domesticated rice [J]. Nat Gene， 45（4）： 462-465.

JI H， KIM SR， KIM YH， et al， 2010. Inactivation of the CTD phosphatase-like gene OsCPL1 enhances the development of the abscission layer and seed shattering in rice [J]. Plant J， 61（1）： 96-106.

JOST M， TAKETA S， MASCHER M， et al， 2016. A homolog of Blade-On-Petiole 1/2 （BOP1/2） controls internode length and homeotic changes of the barley inflorescence [J]. Plant Physiol， 171（2）： 1113-1127.

KANDASAMY MK， MC KINNEY EC， DEAL RB，et al， 2005. Arabidopsis ARP7 is an essential actinrelated protein required for normal embryogenesis， plant architecture， and floral organ abscission [J]. Plant Physiol， 138（4）： 2019-2032.

KIM J， 2014. Four shades of detachment： Regulation of floral organ abscission [J]. Plant Signal Behav， 9（11）： 40-45.

KONISHI S， IZAWA T， LIN SY， et al， 2006. An SNP caused loss of seed shattering during rice domestication [J]. Science， 312（5778）： 1392-1396.

KUMPF RP， SHI CL， LARRIEU A， 2013. Floral organ abscission peptide IDA and its HAE/HSL2 receptors control cell separation during lateral root emergence [J]. Proc Natl Acad Sci USA， 110（13）： 5235-5240.

LASHBROOK CC， GONZALEZ-BOSCH C， BENNETT AB， 1994. Two divergent end obeta-1， 4-glucanase genes exhibit overlapping expression in ripening fruit and abscising flowrs [J]. Plant Cell， 6（10）： 1485-1493.

LERS A， SONEGO L， GREEN PJ， et al， 2006. Suppression of LX ribonuclease in tomato results in a delay of leaf senescence and abscission [J]. Plant Physiol， 142（2）： 710-721.

LEWIS MW， LESLIE ME， FULCHER EH， et al， 2010. The SERK1 receptor-like kinase regulates organ separation in Arabidopsis flowers [J]. Plant J， 62（5）： 817-828.

LI LF， OLSEN KM， 2016. To have and to hold： selection for seed and fruit retention during crop domestication [J]. Curr Top Dev Biol， 119： 63-109.

LI X， HUANG ZQ， JIANG J，et al， 2015. Screening of seed-holding gene in different buckwheat varieties [J]. Guizhou Agric Sci， 43 （5）： 19-23. [李雪， 黃志強， 姜君， 等， 2015. 不同蕎麥品種落粒基因的篩選 [J]. 貴州農業科學， 43（5）： 19-23.]

LI Z， MA J， SUI SZ， et al， 2014. Correlation research on the break strength， expansion protein activity and abscission layer growth of bud in wintersweet [J]. J Beijing For Univ， 36（1）： 109-113 . [李政， 馬婧， 眭順照， 等， 2014. 蠟梅花蕾脫落力、擴張蛋白活性與離層形成相關性研究 [J]. 北京林業大學學報， 36（1）： 109-113.]

LILIGJEGERN SJ， DITTA GS， ESHED HY， 2000. SHATTERPROOF MADS-boxgenes control seed dispersalin Arabidopsis [J]. Nature， 404 （6779）： 766-770.

LIN Z， LI X， SHANNON LM， et al， 2012. Parallel domestication of the SHATTERING1 genes in cereals [J]. Nat Gene， 44（6）： 720-724.

LU P， 2000. Chromosome karyotype analysis and location of the gene for brittle rachis in the Tibetan wheat [J]. Tibetan J Agric Sci， 22（2）： 23-27.

MCKIM SM， STENVIK GE， BUTENKO MA， et al， 2008. The BLADE-ON-PETIOLE genes are essential for abscission zone formation in Arabidopsis [J]. Development， 135： 1537-1546.

MCWILLIAM JR， 1980. Development and significance of seed retention in grasses [A]. Seed production [C]. Hebblethwaite PD. Ltd London： Butter worth-Heinrman： 51-60.

MEIR S， PHILOSOPH-HADAS S， SUNDARESAN S， et al， 2010. Micoarray analysis of the abscission related transcriptome in the tomato flower abscission zone in response to auxin depletion [J]. Plant Physiol， 154（4）： 1929-1956.

MENG X， ZHOU J， TANG J， et al， 2016. Ligand-induced receptor-like kinase complex regulates floral organ abscission in Arabidopsis [J]. Cell Rep， 14（6）： 1330-1338.

MICHELI F， 2001. Pectin methylesterases： cell wall enzymes with important roles in plant physiology [J]. Trend Plant Sci， 6（9）： 414-419.

MOLINE HE， BOSTRACK JM， 1972. Abscission of leaves and leaflets in acer negundo and fraxinus americana [J]. Am J Bot， 59（1）：83-88.

NAKANO T， KIMBARA J， FUJISAWA M， et al， 2012. MACROCALYX and JOINTLESS interact in the transcriptional regulation of tomato fruit abscission zone development [J]. Plant Physiol， 158（1）： 439-450.

OGAWA M， KAY P， WILSON S， et al， 2009. Arabidopsis dehiscence zone polygalacturonase1 （ADPG1）， ADPG2， and QUARTET2 are polygalacturonases required for cell separation during reproductive development in Arabidopsis [J]. Plant Cell， 21（1）： 216-33.

OKUSHIMA Y， MITINA I， QUACH HL， et al， 2005. Auxin response factor 2 （ARF）2： a pleiotropic developmental regulator [J]. Plant J， 43（1）： 29-46.

OUYANG J， JIANG JX， ZHANG TZ， et al， 2007. The function of Endo-1， 4-β-glucanase on plant cell growth and development [J]. Acta Bot Boreal-Occident Sin， 27（4）： 4844-4851. [歐陽杰， 蔣建雄， 張天真， 等， 2007. 內切-1， 4-葡聚糖酶在植物細胞生長發育中的作用 [J]. 西北植物學報， 27（4）： 4844-4851.]

PAN SJ， CHEN QF， 2010. Genetic mapping of common buckwheat using DNA， protein and morphological markes [J]. Hereditas， 147（1）： 27-33.

PARRA-LOBATO MC， GOMEZ-JIMENEZ MC， 2011. Polyamine-induced modulation of genes involved in ethylene biosynthesis and signalling pathways and nitric oxide production during olive mature fruit abscission [J]. J Exp Bot， 62（13）： 4447-4465.

PATHARKAR OR， WALKER JC， 2015. Floral organ abscission is re-gulated by a positive feedback loop [J]. Proc Natl Acad Sci USA， 112（9）： 2906-2911.

PATHARKAR OR， WALKER JC， 2016. Core mechanisms re-gulating developmentally timed and environmentally triggered abscission [J]. Plant Physiol， 172（1）： 510-520.

PATTERSON SE， BLEECKER AB， 2004. Ethylene-dependent and -independent processes associated with floral organ abscission in Arabidopsis [J]. Plant Physiol， 134（1）：194-203.

PENG G， WU J， LU W， et al， 2013. A polygalacturonase gene clustered into clade E involved in lychee fruitlet abscission [J]. Sci Hortic， 150（2）： 244-250.

PINYOPICH A， DITTA GS， SAVIDGE B， et al， 2003. Asse-ssing the redundancy of MADS-box genes during carpel and ovule development [J]. Nature， 424（6944）： 85-88.

ROBERTS JA， ELLIOTT KA， GONZALEZ-LARRANZA ZH， et al， 2002. Abscission dehiscence and other cell separation processes [J]. Ann Rev Plant Biol， 53（1）： 135-158.

ROLDAN MVG， PERILLEUX C， MORIN H， et al， 2017. Na-tural and induced loss of function mutations in SlMBP21 MADS-box gene led to jointless-2 phenotype in tomato [J]. Sci Rep， 7（1）： 4402-4411.

PORTER KB， 1959. The inheritance of shattering in wheat 1 [J]. Agron J， 51（3）：173-177.

SCHUMACHER K， SCHMITT T， ROSSBERG M， 1999. The lateral suppressor （LS） gene of tomato encodes a new member of the VHIID protein family [J]. Proc Natl Acad Sci USA， 96（1）： 290-295.

SEXTON R， ROBERTS JA， 1982. Cell biology of abscission [J]. Ann Rev Plant Biol， 33（33）： 133-162.

SHAO YX， 2007. Overview of plant organ shedding and delamination formation [J]. Mod Agric Sci Technol， 9（9）： 9-12. [邵月霞， 2007. 植物器官脫落與離層形成概述 [J]. 現代農業科技， （9）： 9-12.]

SORMACHEV I， GOLOVNINA K， VAVILOVA V， et al， 2015. Q gene variability in wheat species with different spike morphology [J]. Gene Resour Crop Evolu， 62（6）： 1-16.

STENVIK GE， TANDSTAD NM， GUO Y， et al， 2008. The epip peptide of infl orescence deficient in absission is sufficient to induce abscission in Arabidopsis through the receptor-like kinases HAESA and HAESA-like2 [J]. Plant Cell， 20（7）： 1805-1817.

SUN FD， FENG NJ， ZHENG DF， et al， 2016. Effects of plant growth regulators S3307 and DTA-6 on physiological metabolism and GmAC of soybean pods [J]. Sci Agric Sin， 49 （4）： 657-666. [孫福東， 馮乃杰， 鄭殿峰， 等， 2016. 植物生長調節劑 S3307 和DTA-6對大豆莢的生理代謝及GmAC的影響 [J]. 中國農業科學， 49（4）： 657-666.]

SUNDARESAN S， PHILOSOPH-HADAS S， RIOV J， et al， 2015. Abscission of flowers and floral organs is closely associated with alkalization of the cytosol inabscission zone cells [J]. J Exp Bot， 66（5）： 1355-1368.

SUZUKI M， FUJINO K， NAKAMOTO Y， et al， 2010. Fine mapping and development of DNA markers for the qPDH1 locus associated with pod dehiscence in soybean [J]. Mol Breed， 25（3）： 407-418.

TANG H， CUEVAS HE， DAS S， et al， 2013. Seed shattering in a wild sorghum is conferred by a locus unrelated to domestication [J]. Proc Natl Acad Sci USA， 110（39）：15824-15829.

TALOR JE， WHITELAW CA， 2001. Signals in abscission [J]. New Phytol， 151（2）： 323-339.

TANG L， CHEN QF， 2017. Study on the peduncle articulation anatomy of Fagopyrum plants [J]. Henan Agric Sci， 46（10）： 49-53. [唐鏈， 陳慶富， 2017. 蕎麥屬植物花梗關節解剖結構研究 [J]. 河南農業科學， 46（10）： 49-53.]

TUCKER ML，WHITELAW CA， LYSSENKO NN， et al， 2002. Functional analysis of regulatory elements in the gene promoter for an abscission-specific cellulase from bean and isolation， expression， and binding affinity of three TGA-type basic leucine zipper transcription factors [J]. Plant Physiol， 130（3）： 1487-1496.

UEDA J， MIYAMOTO K， HASHIMOTO M， 1996. Jasmonates promote abscission in bean petiole expiants： Its relationship to the metabolism of cell wall polysaccharides and cellulase activity [J]. J Plant Growth Regul，15（4）：189-195.

WANG H， SUN X， YUE YL， et al， 2014. Association mapping of flower and pod abscission with SSR markers in northeast spring sowing soybeans [J]. Soil Crop， 3（1）： 32-40. [王歡， 孫霞， 岳巖磊， 等， 2014. 東北春大豆花莢脫落性狀與SSR標記的關聯分析 [J]. 土壤與作物， 3（1）： 32-40.]

WANG JE， QIU DF， ZHANG ZJ， 2017. The progress and prospect of rice shattering [J]. Hubei Agric Sci， 56（14）： 2601-2604. [王繼恩， 邱東峰， 張再君， 2017. 水稻脫粒性的研究進展及展望 [J]. 湖北農業科學， 56（14）： 2601-2604.]

WANG M， YU Y， HABERER G， et al， 2014. The genome sequence of African rice （Oryza glaberrima） and evidence for independent domestication [J]. Nat Gene， 46（9）： 982-988.

WANG XQ， XU WH， MA LG， et al， 2006. Requirement of KNAT1/BP for the development of abscission zones in Arabidopsis thaliana [J]. J Integr Plant Biol， 48（1）： 15-26.

WANG YJ， SCARTH R， CAMPBELL GC， et al， 2005. Inheritance of seed shattering in interspecific hybrids between Fagopyrum esculentum and F. homotropicum [J]. Crop Sci， 45（2）：693-697.

WANG YL， 2017. Study of molecular mechanism of MicroRNA1917 madiating tomato pedicel abscission [D]. Shenyang： Shenyang Agricultural Uinversity. [王艷玲， 2017. MicroRNA191調控番茄花柄脫落的分子機制研究 [D]. 沈陽：沈陽農業大學.]

WHITELAW CA， GONZALEZ-CARRANZA ZH， SWARUP R， 2002. Temporal and spatial expression of a polygalacturonase during leaf and flower abscission in oilseed rape and Arabidopsis [J]. Plant Physiol， 128（2）： 534-543.

WU J， WANG F， CHENG L， et al， 2011. Identification， isolation and expression analysis of auxin response factor （ARF） genes in Solanum lycopersicum [J]. Plant Cell Rep， 30（11）： 2059-2073.

XU Y， SUN XH， SUN X， et al， 2015. QTL mapping of flower and pod abscission and pod number per plant in soybean [J]. Soil Crop， 4（2）： 71-76. [徐琰， 孫曉環， 孫霞， 等， 2015. 大豆花莢脫落及單株莢數的QTL定位 [J]. 土壤與作物， 4（2）： 71-76.]

YAMADA T， FUNATSUKI H， HAGIHARA S， et al， 2009. A major QTL， qPDH1， is commonly involved in shattering resistance of soybean cultivars [J]. Breed Sci， 59（4）： 435-440.

YAN H， MA L， WANG Z， et al， 2015. Multiple tissue-specific expression of rice seed-shattering gene SH4 regulated by its promoter pSH4 [J]. Rice， 8（1）： 12-21.

YANG TJ， LEE S， CHANG SB， et al， 2005. Indepth sequence analysis of the tomato chromosome centromeric region： Identification of a large CAA block and characterization of pericentromere retrotranposons [J]. Chromosoma， 114（2）： 103-117.

YOON J， CHO LH， KIM SL， et al， 2014. The BEL1-type homeobox gene SH5 induces seed shattering by enhancing abscission-zone development and inhibiting lignin biosynthesis [J]. Plant J Cell Mol Biol， 79（5）： 717-728.

YUAN R， CARBAUGH DH， 2007. Effects of NAA， AVG， and 1-MCP on ethylene biosyntnthesis， preharvest fruit drop， fruit maturity， and quality of golden supreme and golden delicious apples [J]. J Am Soc Hortic Sci， 42（1）： 101-105.

YUE P， HUANG KF， CHEN QF， 2012. Inheritance of shattering habit， acute achene， and red stem of common Buckwheat （Fagopyrum esculentum） [J]. Henan Agric Sci， 41（1）： 28-31. [岳鵬， 黃凱豐， 陳慶富， 2012. 普通蕎麥落粒性、尖果和紅色莖稈的遺傳規律研究 [J]. 河南農業科學， 41（1）： 28-31.]

ZHANG L， 2013. Functional characterization of two shattering and yield related genes in common wheat （Triticum aestivum L.） [D]. Beijing： Chinese Academy of Agricultural Sciences. [張蘭， 2013. 小麥落粒性與產量性狀相關基因功能鑒定 [D]. 北京：中國農業科學院.]

ZHANG L， XUE JA， YU HQ， et al， 2012. The expression and function study of pectin methylesterase genes which regulate and control the petal falling in Arabidopsis [J]. J Plant Phy-siol， 48（4）： 350-358. [張莉， 薛金愛， 于浩泉， 等， 2012. 調控擬南芥花瓣脫落的果膠甲酯酶基因表達和功能分析 [J]. 植物生理學報， 48（4）： 350-358.]

ZHENG LY， WEI X， ZHOU K， et al， 2016. Identification of a rice chromosome segment substitution line Z481 carrying a major gene for seed shattering and mapping of SH6（t） [J]. Chin Sci Bull， 61（7）： 748-758. [鄭麗媛， 魏霞， 周可， 等， 2016. 攜帶主效落粒基因的水稻染色體片段代換系Z481的鑒定及和SH6（t）定位 [J]. 科學通報， 61（7）：748-758.]

ZHOU Y， LU D， LI C， 2012. Genetic control of seed shattering in rice by the APETALA2 transcription factor shattering abortion1 [J]. Plant Cell， 24（3）： 1034-1048.

ZHU WY， ZHU Z， YANG DW， et al， 2008. Mapping of SH1， A dominant gene controlling seed shattering using SSR markersin rice （Oryza sativa L.） [J]. Chin Agric Sci Bull， 24（8）： 84-87. [朱文銀， 朱鎮， 楊德衛， 等， 2008. 一個水稻落粒性基因SH1的SSR標記定位＼[J＼]. 中國農學通報， 24（8）： 84-87.]

ZHU ZC， 2014. Geneticsic analysis and gene mapping of rice grain filling hybrid rice [J]. Hybrid Rid Rice， 29 （1）： 62-66. [朱子超， 2014. 水稻落粒性的遺傳分析和基因定位 [J]. 雜交水稻， 29（1）： 62-66.]