果膠與蓮原花青素復合物理化性質及體外抑菌活性研究

崔靈敏,謝筆鈞,孫智達

(華中農業大學食品科學技術學院,湖北武漢 430070)

果膠是一類以D-半乳糖醛酸(D-Galacturonic Acids,D-Gal-A)為主,由α-1,4-糖苷鍵連接組成的酸性雜多糖,還含有L-鼠李糖、D-半乳糖、D-阿拉伯糖等中性糖,以及少量D-甘露糖、L-巖藻糖等12種單糖,具有膠凝、增稠、改善質構、乳化等加工特性[1],控制脂質消化、降低膽固醇、抑制腫瘤的作用、吸附重金屬陽離子及毒素物質等的的生物特性,但不同原料和提取方法對生物活性影響較大[2]。芒果皮是芒果加工后的副產物,廢棄后會增加環境負擔,若以芒果皮為原料提取其中果膠,不僅能變廢為寶,還能解決環境污染和資源浪費的問題。但目前對芒果果膠的研究主要集中在芒果皮果膠的提取和高壓處理[3],對芒果皮果膠的應用及與原花青素的相互作用研究較少。

原花青素是一類多酚類化合物的總稱,自然界中的原花青素以兒茶素和表兒茶素為基本結構單元。由于其基本結構單元及衍生物數量和單體連接方式不同,可以將其分為A-型和B-型。近年來,有研究者發現蓮房中含有大量的原花青素,對抗氧化、抗肝氧化損傷、抗心肌缺血和降脂以及結腸癌細胞抑制作用[4]等多種藥理作用開展了研究,并證明蓮房低聚原花青素具有廣泛的生物活性和藥理作用[5],其所含原花青素中,低聚體原花青素占有相當高的比例。低聚體原花青素的抗氧化活性遠勝于高聚體,是目前原花青素市場的高端產品[6]。

有研究表明多酚能夠影響腸道微生物菌群,減少潛在病原菌數量,并增加雙歧桿菌和乳酸桿菌的數目[7]。原花青素與多糖復配之間相互作用的研究是現在的研究熱點,有研究證明羧甲基茯苓多糖與蓮原花青素的相互作用具有良好的協同抗菌活性[8],多酚和多糖之間是非共價作用[9-10]。目前原花青素與果膠的相互作用研究主要集中在對植物細胞壁的影響,且有研究表明原花青素對高酯化度的果膠有更強的親和力[11],Watrelot等[12]研究證明高酯化度果膠半乳糖醛酸與原花青素之間存在疏水相互作用。但是對果膠與原花青素形成的復合物性質研究以及果膠-原花青素復合物的抗菌研究基本沒有,所以本研究比較了果膠與果膠-原花青素復合物的理化特性和果膠-原花青素復合物作為潛在抗金黃色葡萄球菌抑菌劑的研究,具有重要的理論和實際意義。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

新鮮芒果 廣西南寧市;蓮房 品種名稱為“武植2號”,采自洪湖藍田種植區;檸檬酸、無水乙醇、氫氧化鈉、氯乙酸、冰醋酸等 均為分析純，國藥集團化學試劑有限公司;金黃色葡萄球菌(ATCC25923、CMCC(B)26003、ATCC27217、CMMCC(B)26112)、Luria-Bertani(LB)肉湯、LB瓊脂、Mueller-Hinton(MH)肉湯 中國青島霍普生物科技有限公司;雙面導電膠,型號為77816 上海桑戈生物科技有限公司。

DF-101S集熱式恒溫加熱磁力攪拌器 上海東璽制冷儀器設備有限公司;GZX-9140 MBE數顯鼓風干燥箱 上海博迅實業有限公司醫療設備廠;SHZ-D(III)型循環水真空泵 武漢科爾儀器設備有限公司;5804R Centrifuge離心機 Eppendrof 中國有限公司;UV-2100型紫外可見分光光度計 上海尤尼柯儀器有限公司;Nexus 470 FT-IR傅里葉變換紅外光譜儀、GCMS-QP2010 日本島津公司;Zetasizer Nano ZS 納米粒度電位分析儀 英國馬爾文儀器有限公司;耐馳DSC204F型差示掃描量熱儀 耐馳儀器上海有限公司;JSM-6930LV掃描電鏡 日本NTC公司;DHR-2流變儀 美國TA儀器公司;Agilent 1100液相色譜儀 安捷倫科技有限公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 果膠與蓮原花青素的提取 果膠提取:將新鮮芒果去皮后,芒果皮立即在95 ℃蒸1 min進行滅酶處理,50 ℃烘至恒重后,粉碎,過100目篩。將過篩后的芒果皮粉以1∶10 g/mL的料液比與pH為2.5的檸檬酸水溶液混合,并將pH重新調節至2.5。在80 ℃水浴2.5 h后,將提取溶液在冰浴中立即冷卻,并在4 ℃下以8000 r/min離心15 min。以料液比為1∶4 g/mL用95%乙醇過夜沉淀,過濾后,加入50 mL丙酮洗滌5 min,過濾后以同樣條件再洗一次,洗滌后在50 ℃烘箱干燥至恒重,用50 mL蒸餾水溶解溶解干燥后的樣品,利用3500 Da的透析袋透析72 h,每4 h換一次水,濃縮,冷凍干燥后得到樣品果膠[13-15]。每組實驗重復3次,測得提取率為10.82%±0.2%,果膠呈現白色蓬松狀。

蓮原花青素提取:蓮房剪成均勻小塊,每200 g加入800 mL 80%乙醇溶液,在55 ℃水浴中提取2 h,利用干凈紗布過濾后,將溶液旋蒸到無任何乙醇味,過夜沉淀葉綠素,吸取上清液離心,取上清液緩慢上AB-8大孔吸附樹脂(粒徑0.3～1.25 mm),利用70%的乙醇洗脫,收集洗脫液,旋蒸至無乙醇后,冷凍干燥后得到蓮原花青素[16-17]。原花青素提取方法為本實驗室成熟的提取方法,純度在98%以上,實驗室已驗證為B-型原花青素低聚體[18-19]。

為與抑菌實驗條件統一,將果膠配成20 mg/mL溶液,原花青素配成10 mg/mL的溶液,兩者等體積混合,并于室溫下放置過夜,冷凍干燥后得到果膠-原花青素復合物。

1.2.2 果膠的鑒定

1.2.2.1 分子量測定 利用凝膠滲透色譜法(Gel permeation chromatography,GPC)進行測定,色譜柱為TSK gel G4000PWxL(300 mm×7.8 mm,10 μm),流動相為0.05 mmol/L硫酸鈉水溶液,柱溫為35 ℃,檢測器為RID示差折光檢測器,流速為0.9 mL/min,進樣量為20 μL,標樣為右旋糖酐分子量標準套,分子量分別為10、40、70、500 kDa。得到的標準曲線方程為:y=-150.73x+106(R2=0.987)。Mw為重均分子量即按質量的統計平均分子量,Mn為數均分子量即按分子數目統計平均分子量,Mw/Mn為分布寬度指數,Mw/Mn值越大,分布越分散,值越小,分布越集中。

1.2.2.2 中性糖組成測定 利用氣相色譜-質譜聯用儀(Gas Chromatography-Mass Spectrometer,GC/MS),標準曲線的制作時將巖藻糖、葡萄糖、鼠李糖、半乳糖、甘露糖、阿拉伯糖、木糖標準品配制濃度為4 mg/mL,然后分別稀釋成2、1、0.1 mg/mL。稱取待測樣品10 mg,用蒸餾水溶解,配制為4 mg/mL的待測樣品液。將標樣液和待測樣品液分別加入100 μL 10 mg/mL肌醇為內標,500 μL 4 mol/L的三氟乙酸,120 ℃水解1 h,冷卻后3000 r/min條件下離心5 min,取上清液2.0 mL利用氮吹儀吹干,加蒸餾水至800 μL,分別加入0.4 mL新配的10% NaHB4(氨水配制),40 ℃水浴保溫30 min后,分別加入0.8 mL冰醋酸,混合均勻后,取還原液0.4 mL,加0.6 mL甲基咪唑、4.0 mL醋酸酐,室溫下乙酰化反應10 min,再分別加入10.0 mL蒸餾水以降解過量的醋酸酐,冷卻至室溫后,加入3.0 mL二氯甲烷,使之充分混合萃取,靜置過夜待上下分層;吸去上層水相后,加入20.0 mL蒸餾水,混合分層棄水相,再加入20.0 mL蒸餾水,棄水相,重復操作3次洗盡醋酸。獲得下層二氯甲烷加入適量的無水Na2SO4脫水干燥后上機。色譜柱為Rxi-5MS(30.0 m×0.25 mm)型,柱溫155.0 ℃,注射溫度為250 ℃,流速為1.02 mL/min。

1.2.2.3 半乳糖醛酸含量的測定 本實驗采用任朋朋等[20]的方法并加以改進,將果膠取20 mg溶于100 mL的去離子水中,在40 ℃的恒溫水浴鍋中加熱攪拌15 min之后取1 mL于玻璃試管中,加入6 mL 0.0125 mol/L 的四硼酸鈉溶液,迅速冷卻后沸水浴5 min,冷卻后混合均勻,加入0.1 mL 1.5 g/L的苯基苯酚,避光靜置13 min后用紫外分光光度計測定吸光值,波長為520 nm。標準曲線的制作:將D-半乳糖醛酸溶于去離子水,配制10、20、40、60、80 μg/mL濃度的D-半乳糖醛酸溶液,測得吸光值之后制作標準曲線,獲得標準曲線方程為y=0.0042x+0.02811(R2=0.992)。

1.2.2.4 酯化度以及甲氧基化程度測定 參考梅新和Pinheiro等的方法[21-22]測定果膠的酯化度:稱取干燥后的果膠粉末0.2 g于稱量瓶中,加入少量無水乙醇潤濕,再加入20 mL蒸餾水,置于35 ℃溫水浴條件下攪拌2 h至溶解,加1滴酚酞,用0.1 mol/L的NaOH滴定至溶液剛剛變色,記下所用NaOH體積記為V1,由消耗的NaOH的體積測出果膠中游離羧基的含量;向該溶液中加入10 mL 0.1 mol/L NaOH攪拌均勻,室溫條件下靜置2 h,將黃秋葵果膠中的甲氧基全部轉化為其鈉鹽。再向溶液加入10 mL 0.1 mol/L HCl,將所有的羧酸鹽轉化為羧酸的形式,混勻后用0.1 mol/L NaOH溶液滴定,至溶液剛剛變色,最終消耗的NaOH體積記為V2,得出由甲氧基轉化成的羧基所消耗的NaOH體積。按照以下式計算果膠的酯化度。

甲氧基含量(%)=酯化度×16.3/100

1.2.2.5 傅里葉紅外光譜分析 根據陳雪峰等[23]的方法并加以改進,將溴化鉀裝入坩堝,放入恒溫培養箱中100 ℃過夜,將樣品放入40 ℃烘箱中干燥一整晚。果膠:溴化鉀質量為1∶100,測量波長為4000～400 cm-1進行測量。

1.2.3 果膠及其復合物性質比較

1.2.3.1 熱穩定性測定 利用差示掃描量熱法(differential scanning calorimetry,DSC)測定。將樣品取3～5 mg左右放入研磨皿中研磨成片狀用鑷子裝入小坩堝中,利用壓片機進行壓片,記錄每一個樣品的質量和對應坩堝質量以及對照的空坩堝的質量,氮氣為保護氣體和冷卻氣體,以10 ℃/min的程序進行升溫,以50 ℃為起點,升溫到350 ℃[24]。

1.2.3.2 流變學特性測定 利用流變儀進行檢測,錐板直徑為40 mm,錐角2°。配制10、5、2、1 mg/mL的樣品濃度,吸取適量的樣品溶液到流變儀平板上,調整錐板和平板間距到1.00 mm,然后靜置5 min溶液溫度平衡后,設置剪切速率范圍為1～100 s-1進行測定[25]。

1.2.3.3 溶液粒徑和Zeta電位測定 用去離子水將樣品配制成20 mg/100 mL的樣品液,測量Zeta電位和粒徑。

1.2.3.4 微觀形態觀察 取少量干燥的果膠及復合物,用雙面導電膠將樣品沾到樣品臺,用濺射鍍膜法進行鍍金處理,厚度15 nm,在電壓15 kV,高真空條件下使用掃描電子顯微鏡(Scanning electron microscope,SEM)對樣品進行微觀形態分析[26]。

1.2.3.5 等溫滴定量熱測定 利用等溫滴定量熱法(isothermal titration calorimetry,ITC)進行測量。將0.5 mg/mL的果膠溶液置于熱量計的樣品池中,并將30 mg/mL的原花青素溶液裝入注射器中,通過20次注射5 μL等分試樣滴定到樣品池中。每次注射的持續時間為20 s,間隔為5 min。在整個實驗中以307 r/min攪拌樣品池的內容物,混合均勻后,進行測定。原花青素滴定超純水中作為對照實驗,并從滴定實驗中減去。將獲得的數據作焓變圖。

ΔG=ΔH-TΔS

式中:ΔG:自由焓;ΔH:焓;ΔS:熵。

1.2.4 果膠、原花青素以及其復合物對4株金黃色葡萄球菌抑菌率測定 將4株金黃色葡萄球菌(ATCC25923、CMCC(B)26003、ATCC27217、CMMCC(B)26112)進行活化,取活化好的菌種培養至對數生長期。根據麥氏比濁法0.5號管,用MH培養基調節菌液濃度至108CFU/mL再稀釋100倍。將樣品用培養基溶解配制為20.0 mg/mL果膠樣液,20.0 mg/mL原花青素樣液,果膠與原花青素溶液(V/V)1∶1混合,即復合物溶液中原花青素濃度為10.0 mg/mL,果膠濃度為10.0 mg/mL,實驗中單獨的果膠和原花青素濃度分別為10.0、10.0 mg/mL。在96孔板中加入100 μL樣液及100 μL培養基(即復合物濃度中原花青素濃度5.0 mg/mL,果膠濃度5.0 mg/mL;單獨的原花青素濃度5.0 mg/mL,單獨果膠濃度5.0 mg/mL),采用二倍稀釋法將每種樣品稀釋為11個梯度,之后再加入90 μL培養基,再加入10 μL菌液,使每個孔的最終體積為200 μL。樣品對照組以MH培養基代替菌液,陰性對照用培養基代替樣品溶液。每個濃度做三個平行。放置于37 ℃培養箱中培養12 h,于全波長讀數儀上測定其吸光值(OD600)[27],計算IC50值,實驗以青霉素抑菌率為對照。

式中:A0:陰性對照吸光值-空白培養基吸光值;AS:樣品組吸光值-樣品對照組吸光值。

1.3 數據處理

實驗均采用三次平行,數據采用Microsoft Excel 2019處理,Origin 8.0軟件分析并作圖,利用GraphPad Prism 7.0軟件計算IC50。

2 結果與分析

2.1 果膠結構鑒定分析

2.1.1 相對分子量 據圖1和表1中可以看出,果膠包含2個級分,Mw分別為2.6724×104和2.2525×105,分別占比42.77%和57.23%;這2個積分的分布寬度指數較小,分布集中,說明本實驗提取的果膠是分子量集中分布在兩個數量級的大分子多糖。

表1 果膠的相對分子量Table 1 Relative molecular weight of pectin

圖1 果膠的分子量色譜圖Fig.1 Molecular weight chromatogram of pectin

2.1.2 中性糖組成 果膠是以半乳糖醛酸為主鏈,并具有其他中性糖的側鏈。從圖2和表2可以得出中我們可以看出,果膠的中性糖中鼠李糖:巖藻糖:阿拉伯糖:木糖:甘露糖:半乳糖的摩爾比1.226∶0.087∶1∶0.025∶006∶0.091。說明該果膠中性糖中,鼠李糖、阿拉伯糖是主要成分。

表2 果膠的中性糖組成Table 2 Neutral sugar composition of pectin

圖2 果膠中性糖組成氣相色譜圖Fig.2 Gas chromatogram of pectin neutral sugar composition注:1:鼠李糖;2:巖藻糖;3:阿拉伯糖;4:木糖;5:肌醇;6:甘露糖;7:半乳糖。

2.1.3 半乳糖醛酸含量、酯化度以及甲氧基含量 半乳糖醛酸為含量為82.32%±0.51%,果膠是一種酸性多糖,提取過程中pH過低果膠會發生一定的水解,同時使果膠顏色加深,品質和產量下降[28],檸檬酸是一種溫和的酸,所以這可能是此果膠半乳糖醛酸含量比較高的原因。當果膠酯化程度大于50%,即為高酯化度果膠。檸檬酸提取的芒果皮果膠的酯化度為91.09%±2.23%,甲氧基化程度為14.85%±0.36%。酯化度越高,越利于與原花青素的結合[29]。

2.1.4 傅里葉紅外光譜分析 由圖3和表3可以得到紅外光譜結果及分析[30]。1725 cm-1附近的吸收峰、1610 cm-1附近吸收峰是果膠類多糖特征峰,分別對應果膠分子中的酯化基團和非酯化基團[31],這一特點也被用于果膠酯化度測定[32],證明了此果膠為高酯化度果膠。而在1103和1020 cm-1附近也有對應著吡喃型糖的特征吸收峰,說明果膠構型為吡喃型糖苷鍵連接。

表3 果膠的紅外光譜分析Table 3 Infrared spectrum analysis of pectin

圖3 果膠的紅外光譜圖Fig.3 Infrared spectra of pectin

2.2 果膠及復合物性質比較

2.2.1 熱穩定性測定 玻璃化轉變溫度(Glass transition temperature,Tg)是指由高彈態轉變為玻璃態或玻璃態轉變為高彈態所對應的溫度。在Tg前,高聚物處于玻璃態,分子鏈和鏈段都不能運動,只是構成分子的原子(或基團)在其平衡位置作振動,高聚物表現出脆性;而Tg時分子鏈雖不能移動,但是鏈段開始運動,表現出高彈性質,溫度高于Tg,就使整個果膠分子鏈運動而表現出粘流性質[33]。圖4中果膠的玻璃化轉化溫度為109.7 ℃;果膠在129.5 ℃有個吸熱峰,主要是果膠鏈的聚合作用;在258 ℃果膠有一個放熱峰,代表著聚合物的降解。復合物的玻璃化轉變溫度為80.5 ℃;在125.5 ℃有吸熱峰,說明復合后,改變了果膠的鏈或者影響了果膠的鏈聚合作用;在277.5 ℃有放熱峰,說明復合物的降解溫度比果膠大。以上明顯說明果膠與原花青素發生了相互作用。

圖4 果膠及復合物的熱穩定性Fig.4 Differential scanning calorimetry of pectin and complex

圖5 果膠及復合物溶液的表觀黏度Fig.5 Apparent viscosity of pectin and complex

2.2.2 溶液流變測定 由圖3可以得出果膠溶液是典型的假塑性流體;果膠和復合物隨著濃度的降低表觀黏度也隨之降低,這說明濃度是影響果膠和復合物的表觀黏度的重要因素;復合物的表觀黏度的特性還保留果膠的表觀黏度的特性,但同一濃度下,果膠的表觀黏度高于復合物表觀黏度。復合物由原花青素:果膠(w/w)為2∶1組成,可能是復合影響了果膠大分子鏈內與鏈間的聚合,使得由分子間相對運動引起的體系流動阻力減小,令體系剪切難度減小從而使體系黏度降低。

2.2.3 溶液粒徑和Zeta電位測定 根據圖6可以看出,溶液均帶負電荷,復合物所帶負電荷比果膠多,所帶電荷越多,同性相斥的力越大,顆粒越不容易聚沉,整個溶液體系就會越穩定,已經有研究證實抗菌劑的抗菌活性與其Zeta電位有關,抗菌劑電荷的分布可能會影響到細菌細胞壁上的電位分布[34];復合物溶液粒徑遠小于其果膠溶液粒徑,推測復合改變了果膠的鏈或者影響了果膠的鏈聚合作用,使得粒徑變小,使得溶液體系更穩定,這與DSC、流變特性測定的結果一致。

圖6 果膠及復合物溶液的Zeta電位和粒徑Fig.6 Grain size and zeta potential of pectin and complex

2.2.4 微觀形態觀察 果膠與復合物均為冷凍干燥所得樣品,由圖7可以看出,果膠形態呈整片狀,有輕微褶皺,中有少量大小不一致的空洞,而復合物有較多觸角形細絲,光滑表面未見孔洞。這可能是由于原花青素的加入改變了果膠大分子鏈間的聚合導致復合物與果膠形態的差異。這可能對果膠和復合物的溶解性、表觀黏度、溶解后溶液的粒徑和Zeta電位均產生影響。

圖7 果膠和復合物掃描電鏡圖(100×)Fig.7 SEM of pectinn and complex(100×)

2.2.5 等溫滴定量熱測定 等溫滴定量熱法通常用于通過測量焓變來研究多酚與多糖或其他大分子之間的相互作用,原花青素與果膠相互作用過程中的凈反應熱(已扣除空白稀釋熱)結果如圖9所示,滴定信號是由焓驅動的多糖-多酚相互作用,滴定曲線對應于可用結合位點的飽和度,隨著滴定的原花青素的增加可用結合位點的數量減少并逐漸達到飽和。根據Mekoue等[35]的研究,多糖與多酚之間相互作用的焓變可以通過氫鍵(放熱)和疏水相互作用(吸熱)之間的平衡來解釋。果膠與原花青素的相互作用都是自發的放熱,且果膠與原花青素的相互作用主要以氫鍵作用為主導驅動力(ΔH<0,ΔS>0,ΔG<0),這可能是Zeta電位絕對值增大的原因。

圖8 原花青素滴定果膠等溫滴定量熱圖Fig.8 Isothermal titration calorimetry of proanthocyanidins titration pectin

圖9 對金黃色葡萄球菌ATCC25923、CMCC(B)26003、ATCC27217、CMMCC(B)26112的抑制率Fig.9 Inhibition rates of S. aureus ATCC259,CMCC(B)26003,ATCC27217,CMMCC(B)26002注:圖中以復合物濃度5 mg/mL、原花青素濃度5 mg/mL、果膠濃度5 mg/mL為梯度稀釋初始濃度。

2.3 果膠、原花青素以及其復合物對4株金黃色葡萄球菌抑菌率

青霉素對4株金黃色葡萄球菌均有抑制作用,以青霉素為對照,原花青素對金黃色葡萄球菌ATCC25923的抑制率IC50為0.020 mg/mL,最低濃度的復合物的抑制率高于50%;對于金黃色葡萄球菌CMCC(B)26003的抑制,原花青素的IC50為0.047 mg/mL,復合物的IC50為0.044 mg/mL;對于金黃色葡萄球菌ATCC27217的抑制,原花青素的IC50為0.007 mg/mL,復合物的IC50為0.006 mg/mL;對于金黃色葡萄球菌CMMCC(B)26112的抑制,原花青素的IC50為0.024 mg/mL,最低濃度的復合物的抑制率高于50%。果膠對于4株金黃色葡萄球菌的抑制都不明顯。綜合說明,對于同一株金黃色葡萄球菌,復合物的IC50明顯比單獨的原花青素小,說明果膠與原花青素的復合明顯提高了原花青素的抑菌活性,通過比較IC50可以發現復合物對4株金黃色葡萄球菌均有一定的抑制效果,但對金黃色葡萄球菌ATCC27217的抑制效果是最好的。

3 結論

本實驗采用檸檬酸酸法成功的從芒果皮中制備了芒果果膠,并對其結構進行了表征。結果表明:芒果果膠為高酯化度酸性雜多糖,包含2個級分,重均分子量Mw分別為2.6724×104和2.2525×105。中性糖的摩爾比組成為鼠李糖:巖藻糖:阿拉伯糖:木糖:甘露糖:半乳糖的1.226∶0.087∶1∶0.025∶006∶0.091。半乳糖醛酸含量為82.32%±0.51%,酯化度為91.09%±2.23%,甲氧基化程度為14.85%±0.36%。所制備的復合物玻璃化轉變溫度低于原果膠,但分解溫度則高于果膠,表明原花青素穩定性得到了顯著地提高。果膠溶液和復合物溶液均呈現典型假塑性流體的特性,但在同一濃度下,復合物表觀黏度低于果膠;復合物溶液粒徑小于果膠溶液粒徑,Zeta電位絕對值明顯增大;通過SEM觀察發現,果膠-原花青素復合物的表面比果膠更光滑平整。以上結果均說明果膠和原花青素發生了相互作用,復合物的微觀形貌比果膠更為均勻,溶液體系也更穩定。等溫滴定量熱反應也直觀說明果膠與原花青素的相互作用是以氫鍵驅動為主的放熱反應。

果膠、原花青素、復合物對4株金黃色葡萄球菌的抑制實驗表明,果膠對金黃色葡萄球菌抑制效果不明顯,原花青素對金黃色葡萄球菌有明顯抑制作用,二者復合后形成的復合物對金黃色葡萄球菌的抑制作用顯著強于原花青素(P<0.05)。其中以對金黃色葡萄球菌ATCC27217的抑制效果最佳。這本實驗室前期的證實多糖與多酚共同作用顯著優于二者單獨的抑菌效果的結論是一致的[36]。關于復合物對金黃色葡萄球菌的抑菌機制尚需進一步研究。