不同菌發酵紫薯制品對降血糖相關酶的影響及活性成分分析

劉思含,李高陽,,*,宋 瑩,侯宇豪,常 霞,謝秋濤

(1.湖南大學隆平分院,湖南長沙 410125； 2.湖南省農業科學院農產品加工研究所,湖南長沙 410125)

紫薯(Ipomoeabatatas(L.)Lam)屬旋花科甘薯屬草本植物,因薯肉呈深紫色而得名,又叫黑薯、紫心甘薯[1]。紫薯營養豐富,富含硒元素、花青素、蛋白質、淀粉、果膠、纖維素、氨基酸、維生素及多種礦物質,被營養學家稱為“營養最均衡的保健食品之一”,極具應用價值[2]。研究表明,紫薯產品不僅色澤鮮亮、香氣誘人,還具有抑菌、抗氧化、抗突變、增強人體免疫力、預防癌癥、延緩衰老、促進腸胃蠕動和排毒、降低心血管疾病發生率、保肝護肝等功能特性[3]。紫薯的高營養價值使得研究紫薯加工產品成為一大熱點,而微生物發酵作為常見的食品加工手段,使得發酵型紫薯產品在紫薯產品中占有一席之地。

這是因為在食品加工的過程中,微生物消耗營養素生產各種具有極高活性的物質,從而提高食品的功能特性[4]。另外,微生物產生的各種高活性的酶還可以將食物中的一些結合狀態的功能成分釋放出來,進一步提高食品的功能性[5]。除了用紫薯作為原料生產紫薯酒或紫薯醋的工藝研究外[6],利用微生物發酵提高紫薯的功能特性[7]也是發酵紫薯產品的研究重點。

近年來,糖尿病的發病率呈現出了明顯的上升趨勢。在臨床上,α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶活性抑制劑發揮著重要作用,防止餐后高血糖的發生[8]。研究表明,植物中的黃酮、多酚、多糖等高活性物質具有顯著抑制α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶活性的作用[9]。通過加工提高植物中高活性成分的含量來抑制糖尿病相關酶已成為研究熱點。目前市場上以紫薯為原料的降血糖產品少見,利用微生物發酵的手段研究適用于糖尿病人的紫薯食品具有廣闊的前景。本研究以α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的活性抑制率作為考核指標,探討不同菌種、不同發酵方式的紫薯產品對降血糖相關酶的抑制效果,并考察了發酵制品中多酚、多糖和黃酮等活性成分的變化規律,從而為降血糖發酵紫薯等功能食品的研發提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

植物乳桿菌、保加利亞乳桿菌亞種、嗜熱鏈球菌、低糖面包酵母、白酒酵母、葡萄酒酵母 均實驗室保存;紫薯 市售;果膠酶、纖維素酶、α-淀粉酶、α-葡萄糖苷酶等 Sigma公司。

CLARIOstar全波長熒光掃描酶標儀 德國BMG公司;Waters UPLC超高效液相色譜儀 Waters公司;Agilent 7890B氣相色譜儀 安捷倫公司;752N紫外可見分光光度計 上海精密科學儀器有限公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 發酵紫薯制品的制備 工藝流程:紫薯→洗凈→蒸熟→研磨→(液化→)滅菌→接菌→發酵→滅菌

將新鮮紫薯洗凈,蒸熟,磨成泥狀。稱取定量紫薯泥滅菌后作為固體發酵底物。取相同質量的紫薯泥同時加入的0.2%(占紫薯質量)果膠酶、0.2%纖維素酶、0.2%α-淀粉酶及料液比1∶1 g/mL的純凈水,37 ℃酶解24 h,將其液化為紫薯汁,滅菌后作為液體發酵底物。

參考常用的發酵方法[10],取相同質量的發酵底物同時加入2%的菌液發酵4 h后,巴氏滅菌終止發酵,將發酵完成后的紫薯制品放入-18 ℃低溫貯藏。發酵所用底物、發酵菌菌液、發酵方式所組成的樣品及其編號見表1。

表1 不同菌種的發酵底物及方式Table 1 Fermentation substrates and methods of different strains

1.2.2α-淀粉酶活性抑制試驗α-淀粉酶的活性測定參考Mccue等[11]的方法稍作改動。取5 g發酵紫薯制品加入0.1 mol/L磷酸緩沖液(PBS,pH6.9)搖勻,靜置30 min,以3000 r/min離心10 min,取上清液待測。取500 μL的上清液加入500 μLα-淀粉酶溶液(5 U/mL),37 ℃孵育10 min,隨后加入500 μL 1%可溶性淀粉,37 ℃孵育10 min,再加入1 mL 3,5-二硝基水楊酸(DNS)試劑,沸水浴5 min終止反應。冷卻至室溫后稀釋一倍,在540 nm處用酶標儀測定吸光度。陰性組加入500 μL PBS緩沖液取代上清液,空白組加入1 mL PBS緩沖液取代上清液和α-淀粉酶溶液。按照式(1)計算發酵紫薯制品對α-淀粉酶的抑制率。

式(1)

式中:A1為陰性組;A2為空白組;A3為樣品組。

1.2.3α-葡萄糖苷酶活性抑制試驗α-葡萄糖苷酶的活性測定參考Yao等[12]的方法稍作改動。取5 g發酵紫薯制品加入0.1 mol/L磷酸緩沖液(PBS,pH6.9)搖勻,靜置30 min,以3000 r/min離心10 min,取上清液待測。取100 μL的上清液加入50 μLα-葡萄糖苷酶溶液(10 U/mL),37 ℃孵育15 min,再加入50 μL 1 mmol/mL 4-硝基苯-α-D-吡喃葡萄糖苷(4-nitrophenyl-α-D-glucopyranoside,pNPG),37 ℃孵育15 min,加入100 μL Na2CO3(1 mol/L)終止反應。樣品空白對照組加入50 μL PBS緩沖液取代α-葡萄糖苷酶;空白組加入50 μL PBS緩沖液取代α-葡萄糖苷酶和100 μL PBS緩沖液取代上清液;陰性組加入100 μL PBS緩沖液取代上清液,其余條件相同。在400 nm處用酶標儀測定吸光度。按照式(2)計算發酵紫薯制品對α-葡萄糖苷酶的抑制率。

式(2)

式中:A1為陰性組;A2為空白組;A3為樣品組;A4為樣品空白組。

1.2.4 多糖含量及組成的測定

1.2.4.1 非淀粉多糖的提取 參考文獻[13]方法稍作修改。稱取5 g發酵紫薯制品加入100 mL蒸餾水,60 ℃水浴2 h,冷卻后加入適量α-淀粉酶水解1 h,3000 r/min離心20 min,取上清液45 ℃真空濃縮。然后按料液比1∶20 g/mL加入無水乙醇沉降8 h。4000 r/min離心10 min,取沉淀60 ℃烘至干燥,用50 mL 80%乙醇洗滌3次,得到非淀粉多糖。

1.2.4.2 多糖含量的測定 多糖含量用苯酚-硫酸法[14]。取1.2.4.1中5 g樣品中所得的非淀粉多糖加入5 mL蒸餾水配成溶液。取2 mL溶液加入1 mL 6%苯酚水溶液,再加入5 mL濃硫酸,沸水浴5 min,冷卻至室溫,稀釋10倍。在480 nm處測定吸光值,以葡萄糖為標準品,并做葡萄糖標準曲線,數值以多糖含量占樣品總含量的百分比(%)計。

1.2.4.3 多糖組成的測定 多糖的組成參考文獻[15]的方法。取20 mg非淀粉多糖加入15 mL 2 mol/L三氟乙酸,105 ℃水解6 h,取5 mL水解液50 ℃ 0.8 MPa減壓蒸發至干,用甲醇洗滌,洗滌3次每次10 mL。加入5 mL吡啶溶解。取800 μL水解液加入300 μL 0.5 mg/mL肌醇溶液,加入300 μL N,O-雙(三甲基硅烷基)三氟乙酰胺和三甲基氯硅烷(99∶1)混合衍生生化試劑,在70 ℃衍生40 min,過0.22 μm有機濾膜,然后進行GC-MS分析。單糖標品為:葡萄糖、果糖、阿拉伯糖、木糖、鼠李糖、甘露糖、半乳糖和巖藻糖。

色譜條件:DB-5石英毛細管柱毛細管柱(30 m×0.25 mm,0.25 μm);升溫程序:柱初始溫度140 ℃,以4 ℃升到240 ℃,進樣口溫度250 ℃,載氣流速1 mL/min,分流比為50∶1。質譜條件:離子源溫度230 ℃,電離方式為EI,電子能力70 eV,數據采集方式為選擇離子檢測模式(Selective Ion Monitoring,SIM),選擇特征離子分別為:73.00、115.10、147.10、191.10、204.10、217.10、265.10、291.10、292.10、305.10、306.10、318.20和437.30。

1.2.5 總多酚含量的測定 總酚測定參考改進的Folin-Ciocalteu方法[16]。取5 g發酵紫薯制品加入20 mL 80%乙醇,搖勻,靜置1 h,3000 r/min離心5 min,取上清液,得到含有多酚的樣液。取0.5 mL樣液加入0.5 mL超純水,搖勻。加入0.5 mL福林試劑,振蕩1 min。加入1.5 mL 20% Na2CO3溶液,振蕩1 min,加入超純水定容10 mL。70 ℃水浴加熱10 min,冷卻。760 nm處測定吸光值。以沒食子酸為標品,并做沒食子酸標準曲線,數值以mg/10 g計。

1.2.6 總黃酮含量的測定 總黃酮測定參考改進的Dewanto[17]方法。取5 g發酵紫薯制品加入20 mL 80%乙醇,搖勻,靜置1 h,3000 r/min離心5 min,取上清液,得到含有黃酮的樣液。取1 mL樣液加入5 mL 70%乙醇,再加入0.3 mL 5% NaNO2溶液搖勻,靜置5 min,加入0.3 mL 10% Al(NO)3溶液搖勻,靜置5 min,加入2 mL 1 mol/L NaOH溶液搖勻,加入70%乙醇定容10 mL。510 nm處測定吸光值。以蘆丁為標品,并做蘆丁標準曲線,數值以mg/10 g計。

1.2.7 多酚、黃酮組分測定 參考Wang等[18]的多酚黃酮的測量指標進行測定。取5 g發酵紫薯制品加入20 mL 50%甲醇,搖勻,靜置1 h,3000 r/min離心5 min,取上清液,過0.22 μm有機濾膜。用50%甲醇配制100 μg/mL標品溶液(表兒茶素、咖啡酸、對香豆酸、阿魏酸、原兒茶酸、蘆丁、氯化矢車菊素)。

色譜條件:色譜柱ACQUITY UPLC×BEH C18色譜柱(2.1 mm×150 mm,1.7 μm);流動相:甲醇(A)-0.5%乙酸水溶液(B),梯度洗脫(0～6 min,30% A;6～21 min,20% A;21～30 min,30% A);檢測波長為283、320 nm;柱溫:30 ℃;流速:1.0 mL/min;進樣量:10 μL。

1.3 數據處理

實驗取3次重復試驗平均值,用Excel和SPSS 2.0對結果進行數據處理,用Origin 8.5繪制圖表進行分析。

2 結果與分析

2.1 發酵紫薯制品對降血糖相關酶的影響

2.1.1 發酵紫薯制品對α-淀粉酶的抑制率 發酵是一種常見的改變食品功能特性的手段,不同菌種及其不同發酵方式對發酵產品會產生不同的影響[19]。圖1為發酵紫薯制品對α-淀粉酶的活性抑制率的對比圖。如圖1所示,在降血糖活性的表現上,雖然不同菌種及其不同處理方式對α-淀粉酶的活性抑制率各不相同,但均高于未發酵樣品,推測發酵提高了菌種對α-淀粉酶活性的抑制率,這與其他研究的結論相同[20]。通過對比圖1A與1B,圖1C與1D、1E發現,在對α-淀粉酶的活性抑制影響中,以紫薯汁為發酵底物的發酵方式>以紫薯泥為底物的發酵方式；而對比圖1D與圖1E發現,無氧發酵的方式>有氧發酵的方式；而通過圖1E圖內對比發現,有氧發酵產品對α-淀粉酶活性抑制的影響較小。

圖1 發酵紫薯制品對α-淀粉酶活性的抑制率Fig.1 Inhibition rate of α-amylase activity in fermented purple sweet potato products注:不同小寫字母表示差異顯著(P<0.05),A1、B1等圖標表示不同組發酵樣品組(詳見表1);圖2～圖5同。

對比植物乳桿菌發酵組(A1)、保加利亞乳桿菌亞種發酵組(B1)和嗜熱乳酸鏈球菌發酵組(C1)發現,乳酸菌發酵對α-淀粉酶的活性抑制率,A1>B1>C1；而這3組在圖1B中有相同的規律;在圖1A混合乳酸菌發酵對α-淀粉酶的活性抑制率對比中,植物乳桿菌與嗜熱乳酸鏈球菌混合發酵組(AC1)抑制率最高;而在圖1B中三種乳酸菌混合發酵組(ABC2)對α-淀粉酶活性抑制率最高。綜合圖1A和1B而言,單一植物乳桿菌發酵對α-淀粉酶的活性抑制效果較好,具有典型性。

對比圖1C、1D和1E發現,單一酵母菌發酵組(D1、E1、F1、D2、E2、F2、D3、E3、F3)比混合酵母菌發酵組(DE1、DF1、EF1、DEF1、DE2、DF2、EF2、DEF2、DE3、DF3、EF3、DEF3)對α-淀粉酶活性抑制效果要更為顯著(P<0.05)。在圖1C、1D中,低糖面包酵母組(D1、D2)與葡萄酒酵母組(F1、F2)對α-淀粉酶活性的抑制差別較小,并顯著(P<0.05)高于白酒酵母組(E1、E2);但在E1組中,D3比F3的抑制效果更顯著(P<0.05)。綜合圖1C、1D和1E,單一低糖面包酵母菌發酵對α-淀粉酶的活性抑制效果較好,具有典型性。

2.1.2 發酵紫薯制品對α-葡萄糖苷酶的抑制率 在降血糖的功效上,α-葡萄糖苷酶抑制劑是以抑制碳水化合物分解來達到抑制餐后血糖上升目的[21]。圖2為發酵紫薯制品對α-葡萄糖苷酶的活性抑制率對比圖。如圖2所示,不同菌及不同處理方式對α-葡萄糖苷酶的活性抑制率也各不相同,但與其他研究結果相同的是,發酵使α-葡萄糖苷酶的活性抑制率有所提高[20]。在對α-葡萄糖苷酶的活性抑制影響中,對比圖2A與2B，圖2C與2D、2E,以紫薯汁為發酵底物的發酵方式(A2組、C2組)要優于以紫薯泥為底物的發酵方式(圖2B、2D、2E);無氧發酵的方式(圖2D)優于有氧發酵的方式(圖2D);圖2E組內對比發現,有氧發酵并未對α-葡萄糖苷酶的活性抑制產生較大影響。

圖2 發酵紫薯制品對α-葡萄糖苷酶的活性抑制率Fig.2 Inhibition rate of α-glucosidase activity in fermented purple sweet potato products

對比圖2A組中的單一乳酸菌發酵組(A1、B1、C1)發現,α-葡萄糖苷酶的活性抑制的影響,B1、C1相似,A1>B1、C1,并且圖2B有相同的規律;在圖2A混合乳酸菌發酵對比中,三種乳酸菌混合發酵組(ABC1)要稍優于其他組;而在圖2B中植物乳桿菌與保加利亞乳桿菌亞種混合發酵組(AB2)抑制率最高。綜合圖2A與2B而言,單一植物乳桿菌發酵同樣對α-葡萄糖苷酶的活性抑制效果較好,具有典型性。

對比圖2C中單一酵母菌發酵組(D1、E1、F1)對α-葡萄糖苷酶的活性抑制率發現,低糖面包酵母(D1)>白酒酵母(E1)>葡萄酒酵母(F1),并且圖2D有相同的規律;而在圖2C與2D組內對比中,混合酵母菌發酵組均對α-葡萄糖苷酶的活性抑制率影響差異不大，均低于低糖面包酵母組(D1、D2)。綜合圖2C、2D,單一低糖面包酵母菌發酵同樣對α-葡萄糖苷酶的活性抑制效果較好,具有典型性。

綜合不同菌種及不同發酵方式發酵的紫薯制品對α-淀粉酶的活性抑制率以及α-葡萄糖苷酶的活性抑制率的對比,發現液體發酵普遍優于固體發酵,乳酸菌發酵中以單一植物乳桿菌發酵最為典型,其對α-淀粉酶的活性抑制率為54.8%,α-葡萄糖苷酶的活性抑制率為68.5%;而酵母菌發酵中則以單一低糖面包酵母發酵最為典型,其對α-淀粉酶的活性抑制率為63.5%,α-葡萄糖苷酶的活性抑制率為70.9%;最終選出對降血糖相關酶抑制效果最佳的發酵劑為低糖面包酵母,發酵方式為液體發酵。

2.2 發酵紫薯制品的成分分析

2.2.1 多糖含量及組分分析 植物多糖是研究最多的具有降血糖功能的天然提取物之一,例如黑木耳多糖能抑制α-葡萄糖苷酶的活性,并緩解己糖激酶、琥珀酸脫氫酶活性的降低;茶多糖能增強葡萄糖激酶和己糖激酶的活性;鐵皮石斛多糖能促進胰島素的分泌等[9],甚至有許多植物多糖提取物,如阿卡波糖等,已經被廣泛應用到降血糖的治療中。測定發酵前后紫薯制品的非淀粉多糖的含量變化及它的單糖組成有助于分析其對降血糖相關酶的影響。

由于多糖可能對降血糖相關酶產生影響,所以測定了發酵樣品中的非淀粉多糖的含量,其結果見圖3,圖3為不同發酵紫薯樣品中非淀粉多糖的含量對比圖。由圖3可知,除以紫薯泥為底物的酵母菌有氧發酵組外,其余發酵組的多糖含量均較未發酵組多糖含量有所提高,推測發酵提高了紫薯的多糖含量,其會對α-淀粉酶及α-葡萄糖苷酶的活性產生一定影響,這與益生菌利用糖產生功能性物質的研究相符[22]。其中未發酵組的多糖含量為2.21%,以紫薯汁為底物的植物乳桿菌發酵組為乳酸菌發酵組中多糖含量最高組,多糖含量達到3.51%,而以紫薯汁為底物的低糖面包酵母發酵組則為酵母菌發酵組中多糖含量最高組,多糖含量達到3.52%。有研究表明,紫薯的堿溶性多糖的單糖組成為鼠李糖、阿拉伯糖、木糖、甘露糖和葡萄糖[23],所以進一步對三組的非淀粉多糖的單糖組成進行測定研究,測定常見的單糖,能為推測對降血糖相關酶產生影響的多糖物質組成及其性質提供參考,其結果見表2。

圖3 發酵紫薯制品的總糖含量Fig.3 Total polysaccharide content of fermented purple sweet potato products

表2為發酵樣品中較為典型的樣品和未發酵原樣的非淀粉多糖的單糖組成。由表2所示,葡萄糖、果糖、阿拉伯糖、木糖、鼠李糖、甘露糖、半乳糖和巖藻糖的總含量并未占非淀粉多糖的全部組成,大約占78.48%～83.42%,而在這八種單糖組成中,葡萄糖占主要組成,含量超過了50%。但發酵組與未發酵組進行對比后可見,葡萄糖的比重在降低,由未發酵組76.49%下降至植物乳桿菌液體發酵組68.48%,低糖面包酵母液體發酵組66.99%,而其他微量單糖的組成均在不同程度的上升。而研究表明巖藻依聚糖具有潛在抑制α-淀粉酶活性的作用[24]。植物乳桿菌液體發酵組與低糖面包酵母液體發酵組對比可知,對于阿拉伯糖、鼠李糖、木糖、半乳糖的相對含量,植物乳桿菌液體發酵組比低糖面包酵母液體發酵組高,而對于巖藻糖、甘露糖、果糖的相對含量,植物乳桿菌液體發酵組比低糖面包酵母液體發酵組低。

表2 典型發酵方式的發酵紫薯制品中多糖的組成Table 2 Composition of polysaccharides in fermented purple sweet potato products by typical fermentation methods

2.2.2 總多酚含量分析 與植物多糖一起作為天然降血糖提取物研究熱點的還有植物中的多酚[9]。例如蘋果多酚有抑制α-葡糖苷酶活性、加強葡萄糖向外周細胞的轉運作用;茶多酚能抑制受試動物腸道內碳水化合物消化酶的活性,減少胰島素細胞損傷等。所以要研究紫薯發酵前后降血糖相關酶活性抑制率的不同,同樣需要對紫薯制品中的多酚進行檢測。

圖4為不同發酵紫薯樣品中多酚含量對比圖。由圖4可知,發酵后的紫薯產品中的總酚含量大部分顯著(P<0.05)高于未發酵的紫薯原樣,僅有小部分低于紫薯原樣,而低于原樣組的α-葡萄糖苷酶和α-淀粉酶活性抑制率也沒有顯著提高,甚至低于未發酵組,說明發酵提高了樣品中的多酚含量。其中未發酵組的多酚含量為0.49 mg/10 g,植物乳桿菌液體發酵組(A1)和低糖面包酵母液體發酵組(D1)多酚含量均達到0.78 mg/10 g,為含量最高組,因為在發酵過程中,植物細胞壁被破壞導致多酚被釋放[10]。而以紫薯泥為底物的酵母有氧發酵組的多酚含量幾乎均低于未發酵組,原因可能是在發酵過程中釋放的多酚在有氧環境中被氧氣氧化,導致含量降低[25]。由于圖2中不同組之間的α-葡萄糖苷酶活性抑制率的變化規律與圖4相似,而有相關研究表明酚類對降血糖相關酶有抑制作用[9],推測樣品中的多酚同樣可能對α-葡萄糖苷酶和α-淀粉酶活性有抑制作用。

圖4 發酵紫薯制品的多酚含量Fig.4 Polyphenol content of fermented purple sweet potato products

2.2.3 總黃酮含量分析 作為天然降血糖提取物的還有一個研究熱點則是植物中的黃酮[9]。例如柑橘皮黃酮能增強機體免疫力、抗氧化作用和改善脂代謝紊亂;蜂膠總黃酮能清除體內自由基,提高機體抗氧化能力及修復受損的胰島β細胞;葛根異黃酮有增強糖尿病小鼠的抗氧化能力,改善糖尿病小鼠的糖脂代謝的能力等等。所以研究紫薯發酵前后降血糖相關酶活性抑制率的不同,也需要對紫薯制品中的黃酮進行檢測。

圖5為不同發酵紫薯樣品中黃酮的含量對比圖。由圖5可知,同樣發酵后的紫薯產品中的總酮含量大部分高于未發酵的紫薯原樣,僅有小部分低于未發酵的紫薯原樣,說明發酵也同樣提高了樣品中的黃酮含量。其中未發酵組黃酮含量僅為2.24 mg/10 g,而植物乳桿菌液體發酵組(A1)和低糖面包酵母液體發酵組(D1)黃酮含量則達到了10.81和10.68 mg/10 g,幾乎為未發酵組含量的5倍,而且除以紫薯泥為底物的酵母有氧發酵組外,其余發酵樣品的黃酮含量全在6.9～11 mg/10 g之間,為未發酵組的3～5倍左右,而以紫薯泥為底物的酵母有氧發酵組的黃酮含量最低也達到4.39 mg/10 g。而黃酮含量經過發酵后整體升高的原因可能是由于發酵釋放了黃酮類物質[26]。結合圖1中不同組之間的α-淀粉酶活性抑制率的變化規律,并且同樣有相關研究表明黃酮類物質對降血糖相關酶有抑制作用[9],推測樣品中的黃酮也同樣可能對α-葡萄糖苷酶和α-淀粉酶活性產生抑制作用。

圖5 發酵紫薯制品中的黃酮含量Fig.5 Flavonoids content of fermented purple sweet potato products

2.2.4 多酚黃酮組分分析 為進一步研究發酵制品中的多酚、黃酮含量變化對α-葡萄糖苷酶和α-淀粉酶活性抑制是否真的產生影響,對多酚黃酮含量均較高組及未發酵組的常見的多酚黃酮含量進行了檢測對比,其結果見表3。有研究表明兒茶素的含量升高有助于提高α-淀粉酶活性抑制率[27],從表3中可以發現與發酵前相比,原兒茶酸的含量的確有所提高,推測發酵產生的多酚、黃酮含量變化對α-葡萄糖苷酶和α-淀粉酶活性抑制率造成了正面影響;而在植物乳桿菌液體發酵組(A1)中未檢出表兒茶素,但與未發酵組相比,低糖面包酵母液體發酵組(D1)的表兒茶素含量顯著(P<0.05)提高,但由于A1、D1兩組對α-葡萄糖苷酶和α-淀粉酶活性抑制影響均較高,推測不同多酚黃酮成分對降血糖相關酶產生的影響途徑不同;咖啡酸含量、氯化矢車菊素與未發酵組相比含量均有提高;在未發酵組中均為檢測出對香豆酸和阿魏酸,但在A1、D1兩組中均檢出少量對香豆酸和阿魏酸,與此相似的是用米曲霉等霉菌進行發酵時,阿魏酸與對香豆酸的含量也有提高[24];但與未發酵組相比,蘆丁含量顯著降低(P<0.05),推測可能是在黃酮多酚被釋放出來的同時也發生了成分轉換,但這些成分對α-葡萄糖苷酶和α-淀粉酶活性分別造成了哪些影響還需對這些成分進行分離和分析。并且,有研究表明紫薯還有其他多種多酚黃酮,而這些多酚黃酮對α-葡萄糖苷酶和α-淀粉酶活性是否造成影響任需進一步檢測[28]。

表3 典型發酵方式發酵組中的多酚黃酮含量Table 3 Flavonoid content in the fermentation group under typical fermentation mode

3 結論

本文研究了植物乳桿菌、保加利亞乳桿菌亞種、嗜熱鏈球菌、低糖面包酵母、白酒酵母、葡萄酒酵母的單菌或其混合菌發酵紫薯泥或紫薯汁的發酵制品抑制降血糖相關的α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶效果。對比不同發酵制品對α-淀粉酶、α-葡萄糖苷酶的活性抑制效果,發酵均提高了制品的活性抑制效果,單一菌優于混合菌發酵制品,紫薯汁優于紫薯泥發酵制品。以植物乳桿菌液體發酵組與低糖面包酵母液體發酵組為典型發酵組。其中低糖面包酵母的紫薯汁發酵制品對降血糖相關酶的活性抑制率最高,對α-淀粉酶的活性抑制率達到63.5%,對α-葡萄糖苷酶的活性抑制率達到70.9%。同時,發酵紫薯制品中非淀粉多糖、總酚、總酮含量對比未發酵紫薯均有提高。低糖面包酵母的紫薯汁發酵制品中非淀粉多糖含量為3.52%,總酚含量為10.68 mg/10 g,總酮含量為0.78 mg/10 g。本文對進一步探討發酵紫薯產品如何抑制降血糖相關酶代謝機理提供了理論基礎,并為開發紫薯降血糖功能產品提供參考。