三角褐指藻及其藻際細菌對不同無機氮源的響應

魏曉雪, 石 峰, 陳子熙, 馮劍豐, 2, 朱 琳

三角褐指藻及其藻際細菌對不同無機氮源的響應

魏曉雪1, 石 峰3, 陳子熙4, 馮劍豐1, 2, 朱 琳1

(1. 南開大學環境科學與工程學院, 天津 300350; 2. 天津市跨介質復合污染環境治理技術重點實驗室, 天津 300350; 3. 科技部科技評估中心, 北京 100081; 4. 深圳大學生命與海洋科學學院, 廣東 深圳 518060)

海洋生態系統中, 浮游植物和細菌之間的相互作用是影響營養鹽供應和再生、海洋初級生產力和生物地球化學循環的基本生態關系。為研究營養鹽、浮游植物和細菌之間的關系, 在實驗室內培養條件下, 通過改變氮源的形態(硝態氮和銨態氮)和濃度, 研究海洋浮游植物三角褐指藻()的藻際細菌在不同營養條件下的響應。通過測定不同體系中的無機氮濃度、藻體內氮濃度和三角褐指藻及其藻際細菌的生物量變化, 探討了藻-菌生物量變化的差異以及氮濃度和藻生長的關系; 采用二代高通量測序(16S rDNA)的方法分析了三角褐指藻生長過程中的細菌群落結構。結果發現, 具有分泌銨態氮促進藻類生長功能的噬甲基菌屬()和海桿菌屬()細菌相對豐度在高濃度(溶液中無機氮濃度為500 μmol/L)組中均會隨時間的增加而減少。不同培養體系下, 促進三角褐指藻生長的氮源主要來自實驗初期外部無機氮的添加, 并且所有處理組中外部氮消耗率和藻體內氮的增長率近似相等, 說明在本實驗培養體系中藻際細菌雖然會對不同培養條件有所響應, 但對三角褐指藻的生長影響較小。

銨態氮; 硝態氮; 三角褐指藻; 藻菌關系

氮作為地球大氣層中最豐富的元素, 具有氧化還原活性, 可以參與生物體的呼吸能量代謝, 也可以與碳形成通用的共價鍵, 參與氨基酸和核苷酸的合成, 因而其為構成生命體的必需元素之一[1-2]。由于海洋中的生物固氮過程在一定程度上是一個相對限制的過程[3], 即氮在海洋環境中供不應求, 因此, 與其他營養元素相比, 氮經常是主要的限制性資源[4]。而氮循環作為組成海洋生態系統物質循環中重要循環之一, 對維持和修復海洋生態平衡具有重要意義[5]。

浮游植物和細菌之間的生態關系作為海洋生態系統中最重要的生物間聯系之一, 可以對氮循環產生重要影響, 并通過串聯自下而上的生態效應調節海洋系統的初級生產力和食物網的穩定性[6]。浮游植物通過分泌有機分子在其周圍形成藻際環境, 生存于藻際環境的細菌被稱為藻際細菌[6]。藻際細菌依賴具有光合作用的浮游植物固定的有機碳維持生長, 其消耗量占浮游植物固定量的50%; 反之, 浮游植物依靠藻際細菌的礦化作用維持生長, 即藻際細菌將有機物轉變為無機物, 以供浮游植物利用[7]。最近很多研究發現, 浮游植物和藻際細菌之間的關系是一個更為復雜的體系。二者之間的相互作用涉及輔助因子、微量元素、常量元素、蛋白質和信號分子等物質交換, 而這種交換可以促進二者之間形成競爭、拮抗、互利共生和偏利共生的關系。例如, 藻際細菌和浮游植物可以通過對無機營養鹽的競爭, 進而限制對方生長[8]。則是通過接觸硅藻細胞表面或抑制細胞分裂, 從而使硅藻細胞伸長、細胞質體增加, 進而導致細胞死亡[9]。已有研究表明浮游植物和藻際細菌之間的共生關系是由細菌分泌的營養物質調節, 該種營養物質也可以促進浮游植物的生長, 雖然這種現象的潛在原因仍在探究[10]。Amin等[11]將SA11菌種和多列擬菱形藻()在硝態氮過飽和的條件下混合培養, 發現SA11菌種可以吸收硝態氮, 分泌銨態氮, 以供藻類利用;更易利用細菌分泌的銨態氮維持生長, 而不是外部添加的硝態氮。但是, 細菌分泌的銨態氮并不是促進生長的主要影響因子。與硝態氮相比, 藻類對銨態氮的吸收耗能較少, 因此, 當銨態氮和硝態氮同時存在時, 藻類更易利用銨態氮[12]。

綜上所述, 藻菌關系極其復雜, 但難以徹底分離。截至目前為止, 藻菌分離方法一般采用輔助方法(如渦旋、超聲處理和添加表面活性劑)、分離方法(如微量移液、過濾、離心分離等)和消殺方法(如抗生素、抗菌劑處理、紫外線照射等)相結合的方式[13]。這些分離方法可能對細胞造成損傷, 并且分離后的無菌微藻仍可能存在細菌[13]。

近年來, 有關研究營養鹽、浮游植物、細菌三者之間的關系越來越多, 有學者采用無菌的微藻和人工添加的單一菌種作為研究對象。雖然用可控的二者進行研究是較好的實驗方法, 但與藻菌的實際狀態相比, 這種條件下做出的實驗結果仍有差異; 而且在分離過程中受到損傷的微藻細胞也可能對實驗結果造成一定的影響[13]。此外, 室內培養的藻菌共棲體系因其體系穩定, 種類豐富、營養充足且無外源生物干擾, 被同領域學者認可并廣泛使用[11, 14-15]。本實驗室前期研究結果表明在藻菌體系中化學作用在無機氮轉化方面不顯著[15], 但該體系中藻際細菌在無機氮轉化方面的作用以及對浮游植物生長的影響仍不清楚。

本文通過室內培養實驗, 在不同形態、不同濃度無機氮條件下, 研究藻際細菌可能產生的影響, 以期了解該實驗模式中微生物在無機氮轉化方面的作用或響應, 為進一步探究該體系中營養鹽、浮游植物、細菌三者之間的關系提供依據。

1 材料和方法

1.1 藻種、菌種及培養條件

選用海水模式生物三角褐指藻()作為實驗藻種, 購自中國科學院海藻種質庫, 藻種編號MASCC17, 該藻種分離自我國黃海海域, 未經任何無菌處理。細菌為三角褐指藻原有藻際細菌, 并且在本次實驗中未添加菌種或對其進行特殊處理。用人工海水[16]和改良f/2培養基[17]培養至對數生長期后饑餓3 d開始接種, 其初始密度為8×104個/mL。該藻種的培養和整個實驗過程均按海洋監測規范[18]中生物試驗要求在嚴格無菌條件下進行, 以防止外部細菌的污染。

所有實驗組均采用滅菌的人工海水和改良f/2培養基作為培養液, 其中氮源及其濃度設置如表1所示。低濃度組中單一氮源的濃度依據研究不同無機氮源條件對藻類生長影響的相關文獻設置[19]; 低濃度組中硝態氮-銨態氮的濃度設置是模擬近海海水的總無機氮濃度; 其混合比例(4︰1)是根據近海海水中硝態氮和銨態氮一般比例設置[20]。由于低濃度組中單一氮源和混合氮源處理組研究目的不一樣, 即單一氮源體系是為了探究實驗環境下低氮條件對藻類生長的影響, 而混合氮源體系是為了模擬實際海水環境, 因而其濃度設計不一樣。參考實驗室前期的研究結果[15], 確定500 μmol/L為本培養條件下最適三角褐指藻生長的氮摩爾濃度(下文稱“氮濃度”), 因此將其作為高濃度組的初始氮濃度。每個實驗組設三個平行, 所有處理組和空白對照組均以1 000 mL錐形玻璃瓶為培養容器, 置于人工氣候箱(BIC-400, 上海博迅)中培養, 溫度為(22±1)℃, 培養體積為880 mL, 光照周期為12(L)︰12(D), 光照強度為110 μmol·m–2·s–1, 每天定時搖瓶3～4次, 并隨機變換三角瓶的位置。從接種初始日起, 每隔2 d測定一次藻、菌生物量, 同時測定培養液氮濃度以及藻體內氮濃度, 直至氮源耗盡, 共計12 d。

表1 培養體系

1.2 生物量計數

三角褐指藻及其藻際細菌的生物量計數采用SYBR Green I(InvitrogenTM, USA)染色, 流式細胞儀(Accuri C6 Plus, BD)計數的方法[21]。

1.3 培養體系中無機氮濃度測定

取適量藻液, 先用0.22 μm濾膜過濾, 濾液用于培養液中無機氮濃度的測定。銨態氮和硝態氮的測定方法分別選用《海洋調查規范》的次溴酸鈉氧化法和鋅鎘還原法[22]。

1.4 藻體內氮濃度測定

將100 mL藻液過濾(低氣壓)在孔徑0.7 μm的GF/F(Whatman, UK)膜(預先經450 ℃過夜煅燒, 每個樣品一個膜, 膜用于測定經分離所得藻細胞的氮含量)上, 然后用去離子水洗3次, 60 ℃烘干30 min后存于–23 ℃待分析, 用元素分析儀(EURO EA3000, Leeman)測定三角褐指藻體內氮含量[23], 為保證數據的準確性, 每個樣品至少上機測2次, 保證其誤差小于10%。據藻體內氮含量和藻生物量計算藻體內氮濃度(nitrogen concentration in algae, NCA)。為得到所添加氮的質量平衡結果, 即計算實際有多少氮被藻吸收, 因此藻體內氮濃度用每升培養液中三角褐指藻所有細胞內含氮量來表示, 其計算公式如下所示:

式中,a為藻體內氮濃度(μmol/L),為三角褐指藻體內氮含量(pg/個),a為藻生物量(個/mL),為氮的摩爾質量(g/mol)。

1.5 細菌的多樣性及群落結構分析

根據三角褐指藻的生長階段, 分別取第0、4、8 和12 d的藻液。將其過濾在0.22 μm的聚碳酸酯膜(Merck Millipore, DE)上, 用于細菌群落結構的分析。分析方法采用二代高通量測序[15], 測序平臺為Illumina HiSeq2500平臺(北京諾禾致源科技股份有限公司), 測序區域為16S rDNA V4區。

1.6 數據分析

差異分析使用IBM公司SPSS 22軟件進行單因素方差分析和獨立樣本T檢驗,<0.05表示顯著性差異。藻、菌生物量相關性分析使用R 3.1.1的“mgcv”包進行廣義加性模型(generalized additive models, GAMs)擬合[24]。由于GAMs模型對不同變量之間的相互關系沒有限定, 因而適于描述自然環境中復雜的生態關系, 是一種較靈活預測變量之間相關性的有效工具[25]。本文通過對數轉換將藻、菌生物量歸一化后, 帶入GAMs模型, 其公式如下所示:

式中,為截距,1為非參數光滑樣條函數,為機誤差項[24]。我們可以從模型結果中獲得值,<0.01表示顯著相關。

根據質量守恒定律, 整個實驗周期(從第0 d到第12 d)內溶液中無機氮總消耗量(公式3)和藻體內氮元素總增長量(公式4)的計算公式如下所示:

式中, Δs為溶液中無機氮的總消耗量(mg), Δa為藻體內氮含量的總增長量(mg);p為不同處理組中無機氮的初始濃度(μmol/L),ap為不同處理組中藻體內氮的初始濃度(μmol/L);p為不同處理組中溶液的初始體積(L);C為不同處理組中第0、2、4、6、8、10、12 d溶液的無機氮濃度(μmol/L),ai為不同處理組中第0、2、4、6、8、10、12 d的藻體內氮濃度(μmol/L);V為不同處理組中第0、2、4、6、8、10、12 d用于測定藻、菌生物量、溶液中無機氮濃度、藻體內氮濃度和細菌群落結構所需溶液的總體積(L);r為不同處理組中無機氮的最終濃度(μmol/L),ar為不同處理組中藻體內氮的最終濃度(μmol/L);r為不同處理組中溶液的最終體積(L),為氮的摩爾質量(g/mol)。

2 結果和討論

2.1 細菌群落結構分析

不同處理組中細菌群落結構隨培養時間變化的情況如圖1所示。雙歧桿菌()屬于放線菌門, 噬甲基菌屬()、埃希氏桿菌屬()、大洋柄菌屬()、海桿菌屬()、琥珀酸弧菌屬()、海命菌屬()都屬于變形菌門, 韋榮氏球菌屬()、屬于厚壁菌門。由圖1可見, 該培養體系細菌的優勢屬屬于變形菌門, 這與之前研究硅藻藻際環境的優勢菌種為變形菌門的結果一致[10, 26]。

圖1 不同樣品在屬水平上的細菌群落結構熱圖

注: 熱度圖中的列代表不同樣本, LN0、LN4、LN8、LN12分別是LN處理組第0 d、4 d、8 d和12 d的藻液樣品; 其他樣品縮寫詞含義依此類推。行代表群落結構, 顏色塊代表物種的相對豐度值(由紅棕到紫, 相對豐度逐漸升高), 只顯示豐度最高的前9個屬, 剩余的合并成“其他”

由圖1結果可知, 同一氮濃度不同氮形態處理組間, 所有細菌相對豐度在各個時間節點上均無顯著差異(>0.05)。同一形態不同氮濃度未對屬于放線菌門、厚壁菌門的細菌以及變形菌門中、、和屬細菌相對豐度產生顯著影響(>0.05), 但和屬細菌相對豐度存在較大差異(<0.05)。具體而言, 單一添加硝態氮的處理組間,屬和屬細菌相對豐度高濃度實驗組比低濃度組分別減少了約0.6%～5.5%和21%～25%; 單一添加銨態氮的處理組間,屬和屬細菌相對豐度高濃度比低濃度組分別減少了約2.6%～4.1%和6.1%～18%; 以1︰1比例混合添加硝態氮和銨態氮的處理組間,屬和屬細菌相對豐度高濃度比低濃度組分別減少了約1.4%～5.1%和2%～ 18%; 以4︰1比例混合添加硝態氮和銨態氮的處理組間,屬和屬細菌相對豐度高濃度比低濃度組分別減少了約1.9%～5.4%和4%～18%。說明在本實驗體系中氮濃度的改變對部分細菌相對豐度的影響較明顯, 氮形態的改變對其影響較小。由于低濃度組處于氮限制(即相對于培養液中的其他元素, 氮處于相對不足的狀態)狀態, 而氮限制可以在一定程度上增強藻類合成胞外聚合物(extracellular polymeric substances, EPS)的能力[27], 許多研究表明EPS可能在很大程度上影響藻際環境微生物的豐度, 進而影響其群落結構[28]。而屬中度嗜鹽性甲基營養菌[29]和屬[30]細菌均可以參與海洋中含碳、氮或磷的無機和有機化合物的吸收、代謝, 在氮限制狀態下, 其可能為藻類提供生長所需的營養, 造成這兩種細菌相對豐度發生變化。

在時間尺度上, 所有處理組中屬于放線菌門和厚壁菌門的細菌相對豐度均未產生明顯變化(> 0.05), 變形菌門中和屬細菌相對豐度也未產生明顯變化(>0.05), 而、、和屬細菌相對豐度在高濃度組中均會隨時間產生變化(<0.05), 即隨時間的增加, 高濃度組中屬相對豐度的平均值從1.6%增加至4.8%, 而、和屬的平均值則分別從7.4%、2.8%和42.0%減少至5.2%、1.6%和26.0%。在低濃度組中未發現明顯變化(>0.05)。上述現象可能是由于不同種類的細菌對不同氮源的敏感性不同, 藻類對不同氮源的利用方式也不同, 因而形成不同類型的藻菌關系。造成在不同無機氮源條件下, 細菌的相對豐度在時間尺度上的變化程度不同[6]。研究表明,屬細菌不僅參與合成維生素B族(如B1、B7和B12), 而且在碳限制或寡營養條件下可以有效地吸收水體中的磷元素, 并且它與cf.藻的生長也密切相關[31]。屬細菌也可以產生B12[32]和分泌與鐵具有極高親和性的有機小分子[14], 并且具有可以直接將硝態氮還原為銨態氮, 即硝酸鹽異化還原銨(dis-similatory nitrate reduction to ammonium, DNRA)的代謝作用[33], 以供藻類生長利用。段露露等[34]發現當細菌促進藻類生長時, 細菌豐度會發生相應變化; 并且細菌生物量不同, 其對藻類生長的影響也不同。在高濃度處理組中、、和屬細菌可能分泌利于藻類生長的物質, 因而其相對豐度隨時間發生變化; 由于低濃度處理組細菌的生物量較小, 其可能未對藻類產生影響或影響較小, 因而低濃度組細菌相對豐度未隨時間發生明顯變化。

2.2 不同培養條件下三角褐指藻及藻際細菌生物量的變化

不同處理組中三角褐指藻的藻際細菌生物量隨時間的變化如圖2所示。由于培養體系中的細菌為三角褐指藻原有藻際細菌, 其初始數量不易控制, 因此第0 d的細菌在不同處理組中其生物量存在差異。與對照組相比, 高濃度組和低濃度組菌的生物量顯著增加(<0.05); 其中高濃度組的細菌生物量是對照組的6～10倍, HN、HA、HNA(1︰1)、HNA(4︰1)處理組中細菌的最大生物量分別為1.85×106個/mL、2.61×106個/ mL、2.80×106個/mL和3.38×106個/mL; 低濃度組的細菌生物量是對照組的2～3倍, LN、LA、LNA(1︰1)、LNA(4︰1)處理組中細菌的最大生物量分別為1.17× 106個/mL、1.12×106個/mL、6.52×105個/mL和8.65× 105個/mL。并且, 隨著初始添加的無機氮濃度的增加, 細菌生物量的增加幅度也隨之升高; 即與對照組相比, 初始添加無機氮濃度為40 μmol/L、88.2 μmol/L和500 μmol/L的培養體系中細菌的生物量分別增加了1.3、2.5和7.2倍。說明培養體系中無機氮濃度可能影響菌的生長狀況, 但也可能是三角褐指藻的生長影響細菌生物量的變化。本實驗室前期研究發現在同一培養條件下藻菌共培養體系的細菌總生物量顯著高于無藻培養體系, 并且細菌的生長均與藻類生長保持一致, 因而在一定程度上, 三角褐指藻分泌的胞外產物影響該培養體系中藻際細菌的生長, 即藻的存在影響細菌的豐度變化[15]。主要原因是所采用的f/2培養基缺乏細菌生長所需的碳源。當外部碳源或缺時, 藻際細菌的生長主要依靠藻類分泌的胞外有機質為碳源[7]。藻、菌豐度相關性分析結果(表2)也驗證了該結論, 即所有處理組和對照組中三角褐指藻的生長與藻際細菌的生長均顯著相關, 其相關系數均大于0.6, 說明二者存在較強的正相關。

圖2 不同培養體系中三角褐指藻的藻際細菌生物量變化曲線

表2 不同培養體系中三角褐指藻和其藻際細菌生物量相關性分析結果

注: 表中**<0.01, 表示三角褐指藻和藻際細菌生物量顯著相關

不同處理組三角褐指藻生物量隨時間的變化如圖3所示。與對照組相比, 高、低濃度組的藻細胞密度顯著增加(<0.05), 其中高濃度組是對照組的18～ 20倍, 低濃度組是對照組的4～5倍; 并且初始添加的無機氮濃度越大, 三角褐指藻達到穩定期時的藻生物量越高, 即初始添加40 μmol/L的培養體系LNA(1︰1)、LNA(4︰1)處理組中, 達到穩定期時的最大密度均為1.48×106個/mL; 添加88.2 μmol/L的LN和LA處理組中藻細胞達到穩定期時的最大生物量分別為1.78×106個/mL和1.90×106個/mL; 添加500 μmol/L的HN、HA、HNA(1︰1)、HNA(4︰1)處理組中藻細胞達到穩定期時的最大生物量分別是6.14×106個/mL、6.29×106個/mL、6.99×106個/mL和6.84×106個/mL。說明在其他條件一致的情況下, 氮元素濃度是促進三角褐指藻生長的主要因素。但是隨著時間的增加, 培養體系中無機氮濃度耗盡后, 藻細胞密度仍然維持在一個相對恒定的范圍, 這可能是藻細胞利用存儲在體內的氮元素進行生長繁殖[35]; 已有研究表明變形菌門的部分細菌可以分泌銨態氮, 為藻類的生長提供氮源[36], 當細菌促進藻類生長時, 細菌生物量會發生相應變化[34]。并且, 本實驗體系中藻菌生物量存在顯著正相關關系(表2), 因此, 體系中菌的存在也可能是促進三角褐指藻生長的因素之一。圖1顯示屬和屬菌隨時間發生相對豐度變化, 有研究顯示屬細菌可以分解環境中的甲胺形成銨態氮[37], 而屬菌種則可以將環境中的硝態氮還原為銨態氮[38], 以供藻類利用。

圖3 不同培養體系中三角褐指藻生物量變化曲線

2.3 外部氮濃度和三角褐指藻生長的關系

在海洋環境中, 浮游植物的氮源主要包括人為污染和微生物代謝作用。人為污染主要包括人類過量施肥使氮元素通過河流進入海洋, 其每年輸入量可達5.7 Tmol[3]; 而微生物代謝主要包括固氮過程、礦化作用、硝化作用及DNRA等過程。環境中不同形態的氮源進入海洋微藻細胞內先被還原為銨態氮, 而后被谷氨酰胺合成酶和谷氨酸合成酶同化生成氨基酸, 進而合成蛋白質和核酸等物質[39]。本文根據上述理論和質量平衡定律, 研究了外部氮濃度和三角褐指藻體內氮濃度的關系, 其變化趨勢如圖4所示。根據Fukuda等[40]測定的海洋細菌體內氮含量為5.8 fg/個可知, 在本實驗體系中, 細菌的最大生物量為1.4 μmol/L(以N計); 由圖4可知, 細菌的生物量(以N計)遠小于三角褐指藻, 其在計算所添加氮的質量平衡結果中可忽略。因而, 在整個實驗周期內, 溶液中無機氮的總消耗量和藻體內氮的總增長量如表3所示。

從表3可知, LA、LNA(1︰1)、LNA(4︰1)、HA處理組中溶液無機氮的總消耗量和藻體內氮的總增長量之間均不存在顯著差異(>0.05), 說明培養體系中消耗的無機氮大部分進入三角褐指藻體內。HN、HNA(1︰1)、HNA(4︰1)處理組中藻體內氮的總增長量和溶液無機氮的總消耗量之間均存在顯著差異(<0.05), 且二者的比值均小于1, 說明實驗初期添加的外部無機氮大部分被三角褐指藻和其藻際細菌吸收。LN處理組藻體內氮的總增長量和溶液無機氮的總消耗量之間也存在顯著差異(<0.05), 且二者的比值大于1, 說明雖然促進三角褐指藻生長的氮源主要來自實驗初期外部無機氮的添加, 但是具有將環境中的硝態氮還原為銨態氮的細菌, 也可能為藻類生長提供氮源。

圖4 不同培養體系中外部氮濃度和藻體內氮摩爾濃度變化

表3 不同培養體系中外部氮消耗量和Phaeodactylum tricornutum藻體內氮增長量匯總

注: 表中無機氮消耗量和藻體內氮增長量是以整個實驗周期計算, 具體計算方法詳見1.6。表中*<0.05, 表示無機氮消耗量和藻體內氮增長量差異顯著。

通過比較高、低濃度組溶液中氮的變化趨勢, 即將圖4中的a、c、e、g分別與b、d、f、h進行對比, 可以發現在無機氮濃度快速消耗的同時藻體內氮濃度迅速增長, 并且藻生物量也迅速增加, 表明三角褐指藻主要依賴于培養體系中的無機氮源進行生長繁殖。此外, 硝態氮作為唯一氮源時比銨態氮作為唯一氮源時其快速消耗所用時間更短; 當兩種氮源同時存在時, 硝態氮的消耗均出現了不同程度的延遲, 即與低濃度組相比, 高濃度組硝態氮由第2 d延遲至第6 d才開始消耗。有研究表明銨態氮由于同化作用所需能量少而更易被藻類優先利用, 但是由于硝態氮具有較高的硅藻群落生物被膜滲透率及受相關還原酶活性的影響, 其更易利用硝態氮[41], 而銨態氮對硝態氮吸收的抑制易受氮、光的可利用率以及物種組成等環境條件影響[42]。

不同處理組的外部氮消耗率和三角褐指藻藻體內氮增長率隨時間的變化如圖5所示。由圖5可知, 不同培養體系中外部氮消耗率和微藻體內的氮增長率均在0～100%范圍內變動。但是, 低濃度組的混合氮源培養體系在第12 d其氮消耗率為負值, 培養體系中存在2.8～3.8 μmol/L的銨態氮, 而同時這兩個處理組中藻體內氮的增長率也為負值。這可能是死亡的微藻細胞釋放微量的銨態氮, 進而使藻體內氮濃度降低造成的結果。統計結果表明除了LN和LA處理組的外部氮消耗率和微藻體內的氮增長率之間差異顯著之外(<0.05), 其余處理組二者之間的差異均不顯著(>0.05); 由于LN和LA處理組中外部氮消耗率在6 d之后均是0或100%, 有效數據較少, 可能造成其與藻體內氮增長率間存在顯著差異?？傮w而言, 高、低濃度組的外部氮消耗率和藻體內氮的增長率均近似相等, 即培養體系中消耗的無機氮基本全部進入三角褐指藻體內, 進一步說明促進三角褐指藻生長的氮源主要來自實驗初期外部無機氮的添加。

圖5 不同培養體系中外部氮消耗率和藻體內氮增長率的變化

綜上所述, 三角褐指藻的藻際細菌可能對三角褐指藻的生長過程影響較小。研究證明細菌生物量不同, 其對藻類生長的影響也不同[34]。并且, 在本實驗體系中, 細菌的生物量(最大生物量為1.40 μmol/L, 以N計)小于三角褐指藻的生物量(最大生物量為532.7 μmol/L, 以N計), 其對氮的需求和轉化較小, 因而其對藻類生長、營養鹽利用影響較小。

3 結論

實驗結果表明, 在無機氮高濃度組屬細菌相對豐度比低濃度組有所減少,屬和屬細菌相對豐度在高濃度組均會隨時間降低。

本實驗培養體系的條件下, 因藻際細菌生物量較低, 整體對不同形態無機氮的轉化能力較弱, 其對三角褐指藻不同形態無機氮吸收利用影響較小, 促進三角褐指藻生長的氮源主要來自外部無機氮的添加。

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Responses ofand its bacteria in the phycosphere to different inorganic nitrogen sources

WEI Xiao-xue1, SHI Feng3, CHEN Zi-xi4, FENG Jian-feng1, 2, ZHU Lin1

(1. College of Environmental Science and Engineering, Nankai University, Tianjin 300350, China; 2. Tianjin Key Laboratory of Environmental Treatment Technology for Complex Trans-Media Pollution, Tianjin 300350, China; 3. National Center for Science & Technology Evaluation, Beijing 100081, China; 4. College of Life Sciences and Oceanography, Shenzhen University, Shenzhen 518060, China)

Interactions between phytoplankton and bacteria represent a fundamental ecological relationship in a marine ecosystem. These interactions influence fundamental processes including nutrient provision, regeneration, primary production, and biogeochemical cycling at the ecosystem level. To further understand the relationship among nutrients, phytoplankton, and bacteria, the effects of bacteria in the phycosphere on the growth ofwere studied under different nutritional conditions in a laboratory by changing the type of nitrogen sources (nitrate and ammonium) and concentrations. Changes in the concentration of nitrogen in the solution as well as changes in the nitrogen content, biomass in, and bacterial abundance in the co-culture system includingand bacteria were measured. The differences in biomass changes ofand bacteria in the phycosphere under different culture systems were studied. The relationship between the nitrogen concentration in the solution and the growth ofwas investigated. Bacterial community structure at different growth stages ofwas analyzed using the second-generation high-throughput sequencing method (16S rDNA). The results of sequencing showed that the relative abundance ofand, which secrete ammonium to promote the growth of algae, increased with time in the high concentration groups (concentration of inorganic nitrogen: 500.0 μmol/L). Under different culture systems, the nitrogen source that promotes the growth ofmainly came from the addition of inorganic nitrogen at the beginning of the experiment. The nitrogen consumption rate in the solution and the increased nitrogen content rate inwere approximately equal under different culture systems. These results suggest that although bacteria in the phycosphere respond to different culture conditions, they might have little effect on the growth of.

ammonium; nitrate;; interactions between phytoplankton and bacteria

Mar. 29, 2021

P735

A

1000-3096(2022)01-0010-12

10.11759/hykx20210329001

2021-03-29;

2021-05-23

國家重點研發計劃項目(2018YFC1406403); 國家自然科學基金(31470536)

[The National Key R&D Program of China, No. 2018YFC1406403; National Natural Science Foundation of China, No. 31470536]

魏曉雪(1986—), 女, 山西永濟人, 博士研究生, 主要從事海洋藻類與微生物生態學研究, E-mail: weixiaoxue2006@126.com; 朱琳(1957—),通信作者, 博士, 教授, 主要從事生態毒理學和海洋生物學研究, E-mail: zhulin@nankai.edu.cn

(本文編輯: 趙衛紅)