高花青苷同源四倍體紫菜薹新材料的創制及特性分析

李孟杰 張 晨 王美云 楊曉雪 侯喜林，2 王建軍周鴻章 劉同坤，*

（1南京農業大學作物遺傳與種質創新國家重點實驗室/農業農村部華東地區園藝作物生物學與種質創制重點實驗室/園藝作物種質創新與利用教育部工程研究中心，江蘇 南京 210095；2南京蘇曼等離子工程研究院，江蘇 南京 210095；3南京理想農業科技有限公司，江蘇 南京 210095）

不結球白菜（non-heading Chinese cabbage ［Brassica campestris（syn.Brassica rapa）ssp.chinensis］）起源于我國，主要包括兩種類型：葉用類型的青菜、小白菜等，薹用類型的菜心、紫菜薹等［1］。紫菜薹又稱紅菜薹，屬于十字花科蕓苔屬植物蕓薹的變種蔬菜作物，主要分布在我國長江流域一帶，以幼嫩菜薹為食，其莖薹紫紅、色澤艷麗、口感甜脆、風味獨特，加之薹用不結球白菜營養價值比葉用不結球白菜更為豐富，近年來在江浙滬地區越來越受到種植戶和消費者的歡迎。隨著對紫菜薹育種工作的不斷深入，紫菜薹的栽培面積愈發廣泛，是我國蔬菜栽培生產的重要組成部分［2］。

天然多倍體植株發生頻率較低，不易被發現和選擇利用，多倍體育種技術是采用人工干預的形式讓植物染色體成倍增多來獲得多倍體材料［3］。隨著植物育種技術和多倍體誘導技術的不斷發展，常采取人工誘導的方法提高多倍體的發生頻率，擴大遺傳變異范圍，從而創造豐富的植物多倍體類型。植物多倍體人工誘導方法主要包括物理誘導法、化學誘導法、細胞融合法等［4］。其中物理誘導法主要包括嫁接、超聲波和射線處理，但因此類方法容易導致嵌合率高且易發生基因突變，在目前生產上未能普及利用［4］?；瘜W誘導法主要是采用化學試劑來誘導產生多倍體，其中以秋水仙素誘導效果最好而被廣泛應用［5］。適宜濃度的秋水仙素能阻礙正在分裂的細胞內紡錘絲形成，阻止染色體向兩極移動，形成染色體加倍的細胞核，此過程不僅對染色體的構造無明顯影響，且能保持細胞的正?；钚?。目前，秋水仙素已成功誘導出黃瓜［6］、木薯［7］、百合［8］等植物的多倍體植株。

在園藝植物品種選育中，多倍體育種具有特殊意義。對于園藝植物蔬菜作物來說，由于多倍體具有優良特性，與二倍體相比，四倍體所表現的營養物質含量高、抗逆性強、品質優良、豐產等特征，使多倍體育種在蔬菜作物上的應用更加廣泛。武婭歌等［9］利用秋水仙素對二倍體歐洲溫室型黃瓜進行誘導，獲得了歐洲溫室型黃瓜同源多倍體新種質，為黃瓜種質創新與歐洲溫室型新品種選育奠定了基礎；張咪等［10］利用秋水仙素誘導不結球白菜五月慢，獲得了同源四倍體植株新材料；祝園園［11］利用秋水仙素誘導月季二倍體無菌苗莖段，成功獲得了種質優良的四倍體新品種。

花青苷是植物特有的黃酮類天然色素，主要積累在植物的葉片、果實以及花瓣中，賦予植物不同的顏色［12］。此外，花青苷具有抗氧化及清除自由基的功能，可作為食品添加劑在食品著色應用方面發揮天然、安全、健康的效果［13］。許多園藝植物中富含花青苷，具有較高的營養價值，使得選育富含花青苷的食用蔬菜品種受到廣泛關注［14］。不結球白菜品種Lcx025b的主要食用器官紫菜薹外表皮為紫色，相比于普通綠菜薹品種，其在營養品質方面具有富含花青苷等優勢，但目前廣泛種植的紫菜薹品質有待進一步提高，急需創制優質新種質以滿足市場對于高品質紫菜薹的需求。為獲得更為優質的高花青苷紫菜薹Lcx025b 新材料，本研究采用秋水仙素誘導二倍體植株獲得同源四倍體植株，旨在培育高產、優質的紫菜薹新材料，為不結球白菜紫菜薹育種研究提供豐富的種質資源。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

本試驗材料不結球白菜紫菜薹Lcx025b（2n=2x=20）由南京農業大學園藝學院白菜系統生物學實驗室提供。試驗于2020年9月至2022年5月在南京農業大學白馬教學科研基地進行。

1.2 不結球白菜同源四倍體誘導方法

參考吳婷等［15］的方法，用0.2%（w/v）的秋水仙素溶液誘導處理二倍體幼苗的子葉生長點，于每天9：00和17：00 各處理一次，共處理5 次，每次用量20 μL；對照組用蒸餾水進行處理。

1.3 多倍體鑒定方法

1.3.1 形態學鑒定 對植株形態進行初步鑒定，以同生長期二倍體紫菜薹Lcx025b 植株為對照，觀察經秋水仙素處理后的植株的株型、生長勢、開展度，葉片形狀及顏色變化、花器官等形態學性狀的變化。若有明顯差異，則鑒定為多倍體疑似植株。

1.3.2 解剖學鑒定 解剖學鑒定主要包括氣孔鑒定和花粉鑒定［16］。氣孔鑒定：選取二倍體和外部形態有變異的四倍體疑似植株的同時期葉片，避開葉脈部分用膠帶撕取葉片下表皮放置在載玻片上，并用刀片刮去或者水流沖去多余的葉肉細胞，置于光學顯微鏡下觀察氣孔大小及密度是否具有明顯差異?；ǚ坭b定：取同花期花粉狀況良好的二倍體和四倍體疑似植株的花粉，將花粉粒涂抹在載玻片上，置于光學顯微鏡下觀察，比較花粉粒的大小和形態。

1.3.3 細胞學鑒定 參考豐國蕊等［17］的方法，將疑似同源四倍體植株的種子放置培養皿上進行催芽處理，待根長至1～1.5 cm時切取根部浸泡至0.002 mol·L-18-羥基喹啉溶液中進行預處理3 h 左右，之后加入卡諾固定液（V無水乙醇∶V冰乙酸=3∶1，現配現用）于4 ℃冰箱固定9 h 左右，后用1 mol·L-1鹽酸于60 ℃下水浴鍋解離4 min，用改良卡寶品紅染液染色制片，在正置DM6B熒光顯微鏡（Leica，德國）下觀察拍照。

1.3.4 流式細胞儀分析 稱取約0.1 g新鮮幼嫩的葉片材料，避開葉脈，平鋪于-20 ℃預冷的培養皿上，加入1.5 mL預冷的解離液（200 mmol·L-1Tris、4 mmol·L-1MgCl4·6H2O、0.5%（v/v）TritonX-100 配制而成，調節pH 值至8.0，置于4 ℃冰箱保存），用鋒利的單面刀片一次性快速將葉肉組織切碎成微小顆粒狀。將濾液經500目的尼龍過濾網過濾至50 mL離心管中，之后轉移至2 mL 離心管中。向2 mL 離心管中加入35 μL 的碘化丙啶染色液（propidium iodide，PI），再加入10 μL RNase（10 mg·mL-1，現配現用，避光保存）。充分混勻，靜置于冰上避光染色15 min，上機檢測并分析鑒定疑似同源四倍體植株的DNA含量，以二倍體植株DNA含量作為對照，每組設置3次重復［18］。

1.4 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b農藝性狀統計和營養品質測定

將經鑒定確認為四倍體植株Lcx025b的M0代單株套袋自交授粉，并單株收種。將M1代種子于2021 年9月22 日播種于南京農業大學白馬教學科研基地，于2022年1月5日測定農藝性狀指標。隨機選取10株二、四倍體生長勢大致相同的植株，統計株高、植株開展度、葉片數、葉片長寬、十葉厚、葉柄長寬厚等農藝性狀。隨機各選取3 株生長時期及長勢相同的二、四倍體植株，取每株植物大致相同部位的新鮮葉片，測定可溶性糖、可溶性蛋白、葉綠素、硝態氮以及纖維素含量等營養指標，花青苷含量以二倍體紫菜薹為對照進行測定［19］。

1.5 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b的光合特性分析

參考陸建農等［20］方法于晴天上午9：00—11：00，采用LI6800 光合作用全自動測量系統（LI-COR，美國）進行測定，用CO2小鋼瓶注入系統為光合反應提供CO2底物，測定前進行校準，確?？刂茦悠肥覂菴O2濃度穩定。設定CO2濃度為400 μmol·mol-1，測定其在0、10、30、50、70、100、150、200、300、400、600、800、1 000、1 200、1 400、1 600、1 800、2 000 μmol·m-2·s-1光照強度下單位面積凈光合速率（net photosynthetic，Pn）、氣孔導 度（stomatal conductance，Gs）、胞 間CO2濃 度（intercellular，Ci）、蒸騰速率（transpiration，Tr），從二、四倍體中分別隨機選取6 株，每株選取生長情況大致相同的葉片進行測定。參考劉陽陽等［21］對光響應模型研究的方法，利用非直線雙曲線模型對光合曲線進行擬合，結合SPSS 軟件進行非線性回歸［22］，根據非線性擬合結果得到光飽和點（light saturation point，LSP）、光補償點（light compensation point，LCP）、最大凈光合速率（maximun net photosynthetic rate，Pmax）、表觀量子 效 率（apparent quantum yield of photosynthesis，AQY）、暗呼吸速率（dark respiration rate，Rd）等重要的光合參數。

1.6 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b的抗病性測定

1.6.1 灰霉菌小孢子懸浮液的制備及侵染 在無菌條件下將灰霉菌菌種（由浙江大學農業與生物技術學院師愷教授提供）接種在V8固體培養基（36% V8果汁，2%瓊脂，0.2% CaCO3）上進行繼代培養，25 °C 條件下避光培養一周左右。待培養皿內長滿孢子后，在超凈工作臺無菌環境下將菌絲刮下置于孢子懸浮液（1%蛋白胨，4%麥芽糖）中，劇烈震蕩以充分釋放孢子，經尼龍網過濾后，采用血球計數板將孢子濃度調至1×107個·mL-1。選取二、四倍體同生長時期新鮮嫩葉，將離體葉片置于含有濕潤濾紙的培養皿中，將孢子懸浮液點滴在葉片上避開葉片邊緣和葉脈，每滴10 μL，12 h/12 h 光暗交替、光強為400 μmol·m-2·s-1、25 °C 恒溫的培養箱中培養2～3 d，期間要保持培養皿內具有較大的濕度，每個處理取3 棵植株葉片設置3 次重復，觀察葉片發病情況。

1.6.2 總RNA的提取、純化和cDNA的合成 于接種3 d后，取二、四倍體葉片病斑周圍的組織約0.1 g樣品于液氮中用磨樣機研磨，用北京天根生化科技有限公司提供的植物總RNA 提取試劑盒提取RNA。按照HifairRV one-step RT-gDNA digestion SuperMix for qPCR反轉錄試劑盒進行反轉錄合成cDNA。

1.6.3 實時熒光定量PCR 反應體系和反應程序 使用翊圣公司Hieff qPCR SYBR Green Master mix（No Rox Plus）試劑盒在real-CFX96 實時熒光定量PCR 儀（Bio-rad，美國）上進行反應，反應體系為20 μL：SYBRPremixExTaq10 μL，100 ng·μL-1cDNA 1 μL，10 μmol·L-1正、反向引物各0.5 μL，ddH2O 8 μL。

反應程序：95 ℃預變性5 min；95 ℃變性10 s，60 ℃退火20 s，72 ℃延伸20 s，40個循環，72 ℃終延伸5 min。每組設置3 次試驗重復。試驗數據利用2-ΔΔCT法進行分析［23］，檢測灰霉菌B.c actin基因在不結球白菜中的表達水平，以不結球白菜基因actin作為內參基因（表1）。

表1 qRT-PCR引物設計Table 1 Primers for qRT-PCR

1.7 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b產量比較試驗

選取二倍體材料和經過選育后獲得的四倍體材料顆粒飽滿的種子，經過適溫催芽后播種于72 孔穴盤中，播后25 d 定植于露地，將二、四倍體材料分別種植在3 個小區（3 次重復），每個小區面積為6 m2（長6 m，寬1 m）隨機區組排列，每個小區10 行，每行5 株，株行距均為0.4 m，田間常規管理。在播種后2 個月左右，選擇晴天的上午進行采摘，每隔2 周采摘一次，共計采收6次，將采收的紫菜薹進行稱重記錄。

1.8 數據分析

利用 Excel 2016 對所得數據進行整理，采用IBM SPSS Statistics 26 軟件對試驗數據進行統計分析，并進行獨立樣本T檢驗分析數據差異的顯著性。

2 結果與分析

2.1 四倍體選育流程

利用0.2%的秋水仙素誘導二倍體紫菜薹植株，對誘變植株進行鑒定，通過選取與二倍體植株相對明顯表現出“巨大性”的單株進行套袋自交，收獲種子。同年9 月，從收獲的多倍體疑似植株的種子中選取顆粒飽滿的種子進行催芽播種，定植后通過形態學、解剖學、細胞學、流式細胞儀等鑒定方法進一步篩選優良的同源四倍體株系，套袋自交，獲得四倍體紫菜薹Lcx025b M1代種子。

選育流程如圖1所示。

圖1 四倍體紫菜薹Lcx025b選育流程圖Fig.1 Flow chart of breeding of tetraploid purple cai-tai Lcx025b

2.2 形態學比較

通過觀察二、四倍體紫菜薹Lcx025b之間存在的形態學與解剖學之間的差異，進行拍照記錄。結果表明，相比于二倍體植株，同源四倍體植株株型及開展度變大（圖2-A），葉片趨于扁圓形、長寬比減小且葉片的顏色加深（圖2-B）；花器官方面整體增大，其中以花瓣、萼片增大較為明顯，柱頭、雄蕊變化較?。▓D2-C、D）；四倍體種莢更為飽滿粗大，但所收獲的種子直徑卻比二倍體?。▓D2-E）；菜薹變得更加粗短，且顏色相對較深（圖2-F）。

圖2 二（2x）、四倍體（4x）紫菜薹Lcx025b形態學比較Fig.2 Morphological comparison of diploid （2x）and tetraploid （4x）purple cai-tai Lcx025b

2.3 解剖學鑒定分析

解剖學方面，通過顯微鏡觀察到的四倍體植株的氣孔孔徑更大，單位面積上的氣孔密度減?。▓D3-A、B）。與二倍體規則的橢圓形花粉粒相比，四倍體花粉粒呈現出更多的不規則形狀（圖3-C、D）。

圖3 二（2x）、四倍體（4x）紫菜薹Lcx025b解剖學鑒定結果Fig.3 Anatomical identification results of diploid （2x）and tetraploid （4x）purple cai-tai Lcx025b

2.4 細胞學鑒定

選取二、四倍體紫菜薹收獲的種子進行催芽處理制備根尖染色體切片，在顯微鏡下觀察染色體數目。由圖4 可知，對照組的二倍體種子根尖染色體數目為2n= 2x= 20，同源四倍體紫菜薹根尖染色體數目為2n=4x=40。

圖4 二（2x）、四倍體（4x）紫菜薹Lcx025b細胞學鑒定結果Fig.4 Cytological identification results of diploid （2x）and tetraploid （4x）radish Lcx025b

2.5 流式細胞儀鑒定分析

利用流式細胞儀對二、四倍體植株細胞進行染色后測定樣品熒光密度。DNA含量的分布曲線圖（圖5）中，縱坐標為檢測到的細胞數目，橫坐標為DNA 熒光通道值，熒光通道值代表細胞核內的DNA 含量，曲線圖中四倍體的熒光通道值是二倍體的兩倍，由此可知，四倍體的細胞DNA 含量為二倍體的兩倍，證明同源四倍體紫菜薹材料誘導成功。

圖5 二倍體（左）、四倍體（右）紫菜薹Lcx025b流式細胞儀分析結果Fig.5 Flow cytometry analysis results of diploid （left）and tetraploid （right）purple cai-tai Lcx025b

2.6 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b農藝性狀比較

對二、四倍體紫菜薹Lcx025b 主要農藝性狀進行比較分析，結果表明，四倍體植株的株高、十葉厚、開展度、葉長、葉寬、葉柄寬、葉柄厚較二倍體分別增長了7.40%、12.56%、21.46%、5.35%、26.82%、6.25%、26.53%，其中株高、葉寬達到極顯著水平，葉長與葉柄寬未達到顯著水平；葉片數和葉柄長相較于二倍體植株分別降低了9.59%、15.79%（表2）。

表2 二、四倍體植株主要農藝學性狀比較Table 2 Comparison of main agronomic traits of diploid and tetraploid plants

2.7 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b營養品質分析

對二、四倍體植株的營養品質測定分析發現（表3），四倍體植株的可溶性糖含量以及紫菜薹花青苷含量比二倍體增加了69.12%和54.17%，且差異極顯著；纖維素含量和硝態氮含量分別比二倍體極顯著或顯著降低了53.31%和49.72%；可溶性蛋白含量和葉綠素含量相比于二倍體分別降低了26.56%和20.59%，但無顯著性差異。

表3 二、四倍體植株營養品質分析比較Table 3 Analysis and comparison of nutritional quality between diploid and tetraploid plants

2.8 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b光合特性分析

通過光合作用全自動測量系統測定結果可知，當光照強度低于600 μmol·m-2·s-1時，二、四倍體的凈光合速率（Pn）差距不大；當光照強度在600～1 400 μmol·m-2·s-1時，二、四倍體的Pn差距迅速增加，且四倍體的增長趨勢逐漸大于二倍體；當光照強度達到1 400 μmol·m-2·s-1時，四倍體Pn 不再隨著光強的增加而增長，基本達到飽和，而二倍體則在光照強度達到1 200 μmol·m-2·s-1時基本達到飽和，因此，四倍體植株的光合作用效率更高（圖6-A）。隨著光照強度的增加，二、四倍體的氣孔導度（Gs）也隨之增大，其中四倍體的Gs 大于二倍體，（圖6-B）。胞間CO2濃度（Ci）隨著光照強度的增加而降低，當光照強度大200 μmol·m-2·s-1時，四倍體胞間Ci 明顯高于二倍體（圖6-C）。葉片的蒸騰速率（Tr）與Pn和Gs 的變化趨勢基本一致，隨著光照強度的增加而增加，然而四倍體的Tr明顯高于二倍體（圖6-D）。

圖6 二、四倍體植株光合特性比較分析Fig.6 Comparison of the photosynthetic characteristics of diploid and tetraploid plants

由表4可知，四倍體的最大光合速率（Pmax）、光飽和點（LSP）、光補償點（LCP）、暗呼吸速率（Rd）與二倍體相比分別顯著增長了30.07%、55.73%、42.54%、20.50%；表觀量子效率（AQY）增長了9.28%，但與二倍體無顯著差異。

表4 二、四倍體植株光響應曲線參數的比較Table 4 Comparison of the parameters of light response curves of diploid and tetraploid plants

2.9 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b 抗病性分析

采用灰霉菌侵染二、四倍體植株進行抗病性檢測。由圖7-A可知，與二倍體相比，四倍體植株侵染后發病較輕，葉片上的灰霉菌菌斑較小，表明四倍體植株在面對灰霉菌侵染后表現出更高的抗性。為了進一步證實二、四倍體的抗病性，采用qRT-PCR 技術檢測灰霉菌基因B.c actin在植株體內的表達水平。由圖7-B 可知，四倍體葉片灰霉菌B.c actin基因相對表達量相比二倍體顯著降低了71.83%。由此表明，經誘導后得到的同源四倍體植株對灰霉菌的抗性更強。

圖7 二、四倍體紫菜薹Lcx025b抗病性分析結果Fig.7 Analysis results of disease resistance of tetraploid purple cai-tai Lcx025b

2.10 二、四倍體不結球白菜紫菜薹Lcx025b 產量比較試驗結果分析

在播種后2個月左后，紫菜薹達到食用效果最佳時間，選擇晴天的上午進行采摘，每隔2周采摘一次，共計采收6次，將采收的紫菜薹進行稱重記錄。由表5可知，與二倍體相比，四倍體紫菜薹在長度上縮短，但單薹均重顯著提高了9.65%，小區平均產量顯著增加了17.55%。

表5 二、四倍體紫菜薹Lcx025b產量比較結果Table 5 Comparative results of yield of tetraploid purple cai-tai Lcx025b

3 討論

多倍體育種因其廣闊的應用前景和特殊的意義，在園藝植物育種中一直占據著重要地位。篩選鑒定誘導成功的多倍體植株是多倍體育種工作中最關鍵的一步。前人研究中，通過操作簡單的形態學鑒定可以快速篩選出疑似誘導成功的多倍體，但其結果準確性不高，結合細胞學鑒定、解剖學鑒定以及流式細胞術鑒定等方法可以確定多倍體誘導結果，從而進一步比較多倍體植株與二倍體植株品質的優劣［24］。目前對于十字花科植物多倍體育種研究表明，采用化學誘導技術利用秋水仙素滴定子葉生長點誘導的方法最為常見［25］。其中，呂煒［26］以二倍體紅皮蘿卜小頂紅和二倍體不結球白菜矮腳黃為材料，通過不同濃度秋水仙素進行誘導鑒定，確定以0.2%濃度處理后獲得的四倍體植株加倍率最高，成功選育出同源四倍體新種質。

本研究使用濃度為0.2%的秋水仙素溶液處理不結球白菜紫菜薹Lcx025b，結果發現，經誘導成功的四倍體植株的農藝性狀與二倍體相比，葉片數目有所降低，但葉寬、十葉厚、葉柄厚、花器官、紫菜薹直徑等農藝性狀都有增長；在產量方面，四倍體紫菜薹小區平均產量比二倍體提高了17.55%，表明在實際應用生產中種植四倍體植株可以獲得更大的產量優勢；營養品質方面，四倍體植株可溶性糖、紫菜薹花青苷含量相比于二倍體分別提高了69.12%、54.17%，纖維素、硝態氮含量分別比二倍體降低了53.31%、49.72%，與宋瑩等［27］對同源四倍體不結球白菜黃心烏的研究結果一致。究其原因，可能是由于植株染色體數目增加后，細胞正常生命代謝活動發生了改變，從而導致植株營養成分含量存在差異。洪艷等［28］認為外界環境因素可以影響園藝植物體內花青苷含量的生物合成，其中光照的影響最大。本研究發現，四倍體紫菜薹在顏色方面比二倍體呈現出更深的紫色，四倍體紫菜薹的花青苷含量比二倍體顯著提高了54.17%，其原因一方面可能是因為染色體倍性水平提高，導致控制花青苷生物合成的信號轉導和基因表達水平發生了改變；另一方面可能是由于四倍體植株光合作用能力的改變，促進紫菜薹中花青苷的合成以及著色［29］，這與本研究中關于四倍體植株光合特性優于二倍體的結果一致。

光合作用是植物體內重要的生理代謝過程。對于不結球白菜而言，其光合功能器官即為收獲產物。光合作用能力對于不結球白菜的生長發育及品質、抗性等方面具有重要的作用［30］。因此，研究光合特性對于提高產量及品質十分重要。園藝植物染色體倍性水平與光合作用強弱密切相關，徐蘇婷等［31］發現四倍體黃毛草莓對光的適應性和光合作用能力強于二倍體黃毛草莓；鐘程等［32］通過對不同倍性白菜光合特性比較證明，四倍體的光合作用強于二倍體。本研究中四倍體的Pn、Gs、Tr 均高于二倍體，通過光響應曲線擬合模型得出衡量植物光和能力的重要指標，其中四倍體植株的Pn顯著高于二倍體，說明四倍體植株能夠積累更多的光合產物，這也保證了四倍體植株在形態學方面表現出“巨大性”的特點；另外，LSP 與LCP 分別代表植物可利用光合有效輻射的上限與下限，體現植物對強光和弱光的利用能力和對光照條件的要求［33］。本研究中，四倍體的LSP 和LCP 分別比二倍體顯著提高了55.73%、42.54%，說明四倍體植株在相同條件下對光照的適應性更強。綜上所述，四倍體植株的光合特性優于二倍體。

韋同路等［34］在對四倍體植株抗性及其機理研究進展中指出，相比于二倍體，四倍體植株具有更強的抗性，有望成為優良的抗逆種質資源。這與本研究發現四倍體氣孔比二倍體植株顯著增大的結果具有一定的相關性。本研究通過對二、四倍體植株灰霉菌含量的定量分析可知，四倍體植株在對灰霉菌抗性方面表現出更強的效果，但其抗逆機制還需深度解析，從而使四倍體優良的抗逆性在生產實踐中得到充分應用。

4 結論

本研究利用秋水仙素對不結球白菜紫菜薹Lcx025b 誘導處理，得到的同源四倍體植株在生長表型、營養品質、抗病能力等方面相較于二倍體材料表現出明顯的優勢，該四倍體植株為不結球白菜的遺傳特性研究及種質創新提供了重要的資源。此外，秋水仙素在誘導染色體加倍的過程中，由于秋水仙素引起的變異可能導致遺傳調控機制發生紊亂，造成四倍體植株育性較低，因此在獲得初代四倍體植株時，需要進行套袋自交并輔助其他篩選手段，幫助其恢復育性，由此獲得穩定遺傳的優質四倍體種質資源，投入到實際應用生產中以期獲得更高的經濟效益。