亞適低溫影響植物生長及氮營養(yǎng)的分子生理機(jī)制研究進(jìn)展

吳長征 蒲文宣 盛崧 向禹澄 楊偉芹 李文瑞 黃平俊 劉來華

摘要：早春低溫是限制植物生長的環(huán)境因子之一，低溫脅迫將導(dǎo)致作物嚴(yán)重減產(chǎn)、品質(zhì)下降、養(yǎng)分利用效率降低。目前，相關(guān)研究多關(guān)注于溫度在15 ℃以下的植物生理及分子調(diào)控過程網(wǎng)絡(luò)。增施氮肥或激素等能提高植物耐寒能力，總結(jié)了亞適低溫對植物的生長表型、代謝生理以及氮利用的影響，討論了植物響應(yīng)亞適低溫并調(diào)控氮吸收利用的生物學(xué)機(jī)制，以期為深入解析植物在亞適低溫下的氮高效利用及其分子生理機(jī)制提供參考。

關(guān)鍵詞：亞適低溫；低溫；氮素；吸收利用；分子機(jī)制doi：10.13304/j.nykjdb.2021.0896

中圖分類號：Q78 文獻(xiàn)標(biāo)志碼：A 文章編號：10080864（2023）01001610

非正常生長溫度是植物生命過程中常見的環(huán)境脅迫因素之一，不僅影響植物的生長發(fā)育、產(chǎn)量與品質(zhì)，亦會影響植物的生態(tài)分布[1]。全球氣候變暖，極端氣候頻繁出現(xiàn)。在過去的30多年間，全球大部分地區(qū)平均氣溫上升，導(dǎo)致農(nóng)業(yè)生產(chǎn)特別是主要作物（玉米、水稻、小麥和大豆）產(chǎn)量下降[2]。亞適低溫（suboptimal low temperature）是介于最低與最適生長溫度之間的一種常見溫度脅迫[3]，通常介于10～18 ℃之間。而對于起源于熱帶或亞熱帶的物種，如玉米（Zea mays L.）、大豆（Glycine max）、棉花（Gossypium hirsutum）、土豆（Lycopersicon esculentum）、香蕉（Musa sp.）和煙草（Nicotiana tabacum L.）等，當(dāng)其暴露在10～15 ℃的溫度時會發(fā)生明顯的損傷[4]，最終造成產(chǎn)量下降（可高達(dá)50 %）[5]。

農(nóng)作物在生長早期常常遭遇倒春寒氣候，通常發(fā)生在3—4月，期間平均氣溫在10 ℃左右，一般持續(xù)3～7 d，甚至更長[6]。目前大多數(shù)關(guān)于低溫對植物生長影響的研究都集中在15 ℃以下的溫度范圍。但是，亞適低溫的脅迫可能在整個植物生長周期中都普遍存在，并且嚴(yán)重影響植物生長、品質(zhì)和產(chǎn)量[7]。

低溫脅迫影響植物的生長與代謝過程，促使植物啟動一系列的生物學(xué)響應(yīng)機(jī)制。在低溫條件下，植物面臨的一大挑戰(zhàn)是如何吸收充足的養(yǎng)分[8]。氮素是植物正常生長必需的大量元素，缺氮會嚴(yán)重影響植物的生長。雖然植物進(jìn)化出了一套高效的吸收系統(tǒng)來適應(yīng)環(huán)境中的養(yǎng)分變化，但是低溫仍然明顯抑制氮素的吸收和同化速度[9]。

因此，研究如何提高亞適低溫條件下植物氮素利用效率并保證品質(zhì)的相關(guān)生理學(xué)機(jī)制以及遺傳學(xué)基礎(chǔ)對于農(nóng)業(yè)生產(chǎn)具有重要的意義。本文總結(jié)了亞適低溫對植物生長及氮素利用的影響，并分析了亞適低溫脅迫下可能涉及的調(diào)控途徑，以期為提高植物在亞適低溫下的氮素利用效率及解析相關(guān)分子機(jī)制提供理論參考。

1 亞適低溫對植物生長發(fā)育的影響

低溫脅迫能夠快速地引起植物形態(tài)及生理上的變化，較長時間脅迫甚至造成植物死亡。在亞適低溫條件下，植物生長發(fā)育變得遲緩，相應(yīng)的生理變化也十分顯著，但亞適低溫對植物生長的影響程度因品種、耐寒能力、脅迫時間及生育期等不同而存在差異。番茄低溫敏感品種在15/10 ℃處理5～10 d后，其株高、生長速率、根表面積、總根長相較于最適溫度均顯著降低，而耐寒品種則在長時間（大于10 d）處理后才出現(xiàn)顯著的生長差異；此外，不同品種的丙二醛（malondialdehyde，MDA）含量和過氧化物酶（peroxidase，POD）活性在亞適低溫下顯著增加2～3倍，低溫敏感品種變化更加明顯[3]。番茄在進(jìn)入生殖生長以后，亞適低溫延長了果實(shí)的成熟時間，從而降低了番茄的最佳經(jīng)濟(jì)效益[10]。生長在（14±2）℃的黃瓜幼苗的根系活性、地上部和根系干重、葉面積和根冠比皆顯著降低，光合速率及與氮素同化相關(guān)的硝酸還原酶（nitrate reductase，NR）、亞硝酸還原酶（nitritereductase，NiR）、谷氨酰胺合成酶（glutaminesynthetase，GS）和谷氨酸合成酶（glutamatesynthase，GOGAT）活性下降約40%，超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）、過氧化氫酶（catalase，CAT）和POD等活性增強(qiáng)1.3～2.6倍[11-13]。

類似的其他作物，如西瓜在20/15 ℃時生長遲緩，MDA含量顯著增加[6]；水稻在熱帶和亞熱帶廣泛栽培，在營養(yǎng)生長階段，亞適低溫抑制水稻干物質(zhì)和氮素的積累，且低溫時間持續(xù)越久抑制作用越大，但短時間（小于5 d）脅迫后則能夠恢復(fù)生長[14]；在生殖生長階段，水稻花的正常發(fā)育受到影響、灌漿率下降、粒重降低、光合效率和氮素利用效率降低，最終造成水稻減產(chǎn)[15]。

許多越冬植物能夠通過關(guān)鍵基因（如轉(zhuǎn)錄因子、代謝酶、脫水蛋白和抗氧化酶等）的表達(dá)調(diào)控增強(qiáng)植物適應(yīng)低溫非冷凍溫度的能力，這種植物暴露于非凍結(jié)低溫下一段時間而獲得抗凍能力的過程稱為冷馴化（cold acclimation）[16]。雖然起源于熱帶和亞熱帶的植物大部分缺乏冷馴化的機(jī)制/能力，但有研究表明，將西瓜和玉米在亞適低溫下馴化3或者7 d以后，能夠提高它們對低溫的耐受能力[6， 17]。20/15 ℃亞適低溫馴化后的西瓜植株相對于未馴化的植株電滲透勢和MDA含量明顯下降，低溫脅迫導(dǎo)致的光抑制和CO2同化速率的降低也得到緩解[6]。

有別于低溫在數(shù)小時內(nèi)能較快速地影響植物生長，亞適低溫通常在較長時間處理以后，植物方能表現(xiàn)出明顯的生理變化和表型特征。所以，對于在低溫下評估得到的植物低溫耐受力等級可能會因溫度的變化而改變。Gazquez等[18]分別在實(shí)驗(yàn)室和大田環(huán)境下對18個水稻栽培品種進(jìn)行亞適低溫處理，發(fā)現(xiàn)亞適低溫對于水稻生長的抑制因品種的不同而產(chǎn)生了明顯的差異，耐寒品種‘Koshihikari在亞適低溫條件下生長增長值、氣孔導(dǎo)度、水利用效率等都顯著優(yōu)于另外2個耐寒品種，說明不同品種對于寒冷的耐受力可能存在響應(yīng)低溫和亞適低溫的差異。因此，在亞適低溫條件下是否存在不同于低溫的分子生理調(diào)控過程，這種現(xiàn)象是否普遍存在于其他物種，還需要進(jìn)一步研究。

2 低溫對植物氮素吸收利用的影響

各種非生物脅迫和土壤養(yǎng)分限制是阻礙植物生長的主要環(huán)境因素[19]。氮素對于植物的抗逆過程及能力至關(guān)重要。植物的生長受根系所處溫度和養(yǎng)分相互作用的控制。在百合中，氮、磷、鉀肥處理不同則植物響應(yīng)根溫的能力也存在顯著差異[20]。根區(qū)溫度與養(yǎng)分狀態(tài)會影響植物響應(yīng)低溫的能力。Andrews等[21]在黃瓜中的研究表明，低溫和養(yǎng)分對干重、根長和葉面積的影響有較強(qiáng)的交互作用；在根區(qū)低溫條件下，氮素比磷和鉀對植物生長的影響更大。

2.1 低溫對植物吸收的氮素形態(tài)及比例的影響

土壤中的氮素形態(tài)多樣，植物主要吸收利用的是無機(jī)態(tài)氮硝態(tài)氮（NO?3）和銨態(tài)氮（NH+4）。因此，植物在土壤中常處于一種非均質(zhì)的氮素環(huán)境狀態(tài)，而非理想的單一氮源。常溫下的研究結(jié)果表明，煙草（硝∶銨5∶5、3∶7）[22]、番茄（銨∶硝75∶25）[23]、玉米（銨∶硝75∶25）[24]在合適的銨硝配比下生長均優(yōu)于單一的氮源。此時植物光合效率、生長素合成途徑代謝增強(qiáng)，氮素吸收和利用效率最大。Liu等[23]研究顯示，低溫條件下硝∶銨為50∶50時番茄的生長最佳。

低溫導(dǎo)致土壤氮素礦化、硝化及反硝化能力降低[25]，而植物優(yōu)先吸收的氮素形態(tài)亦受土壤溫度的影響。在一些溫度較低或氮礦化率較低的生態(tài)系統(tǒng)中，植物對氨基酸的吸收比例高于對土壤無機(jī)氮的獲取[9]。當(dāng)把生長在20 ℃的黑麥草轉(zhuǎn)移到不同溫度且分別標(biāo)記了15NH+4 或15NO?3 的NH4NO3溶液中時，其在3～10 ℃之間更趨于對NH+4的吸收[9]。通過測定不同生長階段和溫度下間作作物的氮素吸收，發(fā)現(xiàn)植物吸收NH+4 的比例高于NO?3，在低于9 ℃的溫度下，這種趨勢更加明顯，超過85% 的氮以NH+4 的形式被吸收。在不同的根溫下植物的生長速率不同，對NH+4 的偏好也存在差異，但不同組織（細(xì)胞）中的總氮含量在鮮重基礎(chǔ)上非常相似[26]。在亞適低溫條件下，15 ℃顯著減少黃瓜根系總的氮素吸收[27]；Cao 等[28]測定了18 ℃下分別生長在單一氮源NO?3、NH+4、Gly下根系15N吸收速率，發(fā)現(xiàn)亞適低溫分別降低氮素吸收速率約51%、46%、51%，這表明亞適低溫對不同氮素形態(tài)的吸收無顯著影響。但Anwar 等[11]以NH4NO3為氮源，并分別測定黃瓜幼苗NO?3 或NH+4在（14±2）℃流通速率（flux rate），亞適低溫處理后NO?3 的流通量減少顯著高于NH+4，此時流通量分別減少了54.85%、41.70%。此外，生長在17 ℃的水稻，隨著處理時間延長，氮素的吸收逐漸減少6%～41%，用于籽粒生產(chǎn)的氮素利用效率，生物量的氮素利用效率都顯著降低[15]。因此，亞適低溫嚴(yán)重影響植物對氮素的吸收，并且氮素的供應(yīng)形式對NO?3 或NH+4 的影響存在差異，相對于寒冷溫度，亞適低溫影響較小，隨著溫度降低，植物對銨的吸收偏好更加明顯。

2.2 低溫對植物NO?3 吸收系統(tǒng)的影響

硝酸鹽吸收系統(tǒng)由低親和（low affinitytransport system， LATs）及高親和（high affinitytransport system， HATs）轉(zhuǎn)運(yùn)系統(tǒng)組成。Malagoli等[29]研究表明，隨著溫度由4～24 ℃逐漸上升，HATs與LATs加HATs的NO?3 吸收量隨著溫度的降低逐漸減少。但是低親和系統(tǒng)的吸收在低溫條件下變化趨勢不明顯，而溫度的降低對硝酸鹽HATs的影響較大（從24～4 ℃，NO?3 的吸收下降約75%）。Laine等[30]分別在不同間作作物地上部和地下部低溫的條件下測定了硝酸鹽吸收的動力學(xué)參數(shù)（Km）和最大吸收速率（Vm），結(jié)果表明，在地下部遭受到低溫脅迫時，硝酸鹽吸收的Km 下降約7%，此時植物對硝酸鹽的吸收親和力增加；而當(dāng)整株植物處于低溫環(huán)境時，Km 則上升約14%；Vm不受植物低溫部位的影響，總體呈現(xiàn)顯著下降的趨勢，因此地上部低溫對于植物吸收硝酸鹽的影響大于地下部低溫。這可能是由于當(dāng)?shù)厣喜吭馐艿蜏孛{迫時，植物的光合作用受到抑制，從而改變了植物體內(nèi)的碳氮平衡，影響植物地上部對根系氮素吸收的調(diào)控過程，此時與植物氮素吸收有關(guān)調(diào)控因子基因的表達(dá)可能發(fā)生改變，從而影響根系對硝的吸收能力。另外，對煙草低溫敏感品種K326和耐寒品種HD的硝酸鹽吸收動力學(xué)參數(shù)的測定結(jié)果顯示，在亞適低溫下（15 ℃）它們的Km分別降低73.27% 和39.47%，表明在亞適低溫下煙草根系硝酸鹽吸收系統(tǒng)的親和力明顯增加，亦利于低溫下植物對更低水平氮素的獲取，但此時測得的根系吸收硝酸鹽的Vmax 則下降了61.05% 和54.73%（數(shù)據(jù)未發(fā)表）。

2.3 低溫對植物NH+4 吸收系統(tǒng)的影響

植物根系銨的吸收系統(tǒng)也由低親和及高親和轉(zhuǎn)運(yùn)系統(tǒng)組成，其中AMTs（ammonium transporter）家族轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白組成了銨跨膜高親和轉(zhuǎn)運(yùn)系統(tǒng)。

Wang等[31]研究表明，溫度的降低主要抑制了植物銨高親和轉(zhuǎn)運(yùn)系統(tǒng)的吸收，其銨吸收量明顯減少，而對于低親和銨轉(zhuǎn)運(yùn)系統(tǒng)影響較小。當(dāng)同時供應(yīng)硝態(tài)氮和銨態(tài)氮時，植物更加偏向?qū)︿@態(tài)氮的吸收，并且隨著溫度的降低，該趨勢更加明顯。類似的，單獨(dú)對煙草K326和HD的測定結(jié)果表明，在亞適低溫下其Km分別下降了57.17%和53%，Vm降低37.48%和31.41%（數(shù)據(jù)未發(fā)表）。說明溫度降低對銨的吸收亦有顯著的影響，但是對銨的影響確實(shí)小于對硝的影響，并且受品種差異的影響較小。

總之，植物吸收氮素的生物學(xué)系統(tǒng)為響應(yīng)低溫脅迫而發(fā)生了明顯的改變。但是，在分子水平上，這種變化是因?yàn)榈蜏馗淖兞说剞D(zhuǎn)運(yùn)蛋白基因的表達(dá)模式，或改變了相應(yīng)轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白的空間構(gòu)型，或二者兼具，需要更深入的研究和解析。

3 植物響應(yīng)亞適低溫的機(jī)制

3.1 植物感應(yīng)亞適低溫脅迫及調(diào)控機(jī)制

隨著環(huán)境溫度降低，植物體內(nèi)感受低溫信號的蛋白發(fā)生變化，如擬南芥光感受體phyB（phytochrome B）作為熱傳感器（12～27 ℃），整合了光和溫度信號，當(dāng)其從活性Pfr形式改變到非活性Pr形式時，不受光照條件的影響[32-33]。光信號元件PIFs（phytochrome interacting factors）在冷馴化中起著關(guān)鍵的作用，PhyB與轉(zhuǎn)錄因子PIFs結(jié)合調(diào)控下游基因的表達(dá)。PIF3 能夠直接結(jié)合到CBFs（C-repeat binding factors）的啟動子區(qū)域并抑制其表達(dá)，最終降低植物的耐寒能力[34]。CBF1 調(diào)控PIF4/5 的表達(dá)以及17和22 ℃時植物下胚軸的生長，但在4 ℃條件下，雖然CBF1 的表達(dá)仍然受低溫誘導(dǎo)，但卻不能調(diào)控下胚軸生長[35]。隱花色素CRYs（cryptochrome）在15 ℃時從活性狀態(tài)到非活性狀態(tài)的黃素再氧化率顯著低于25 ℃時，表明低溫下CRYs可能具有更高的生物活性[36]。而藍(lán)光誘導(dǎo)的CRY2磷酸化形態(tài)在低溫下穩(wěn)定，并且通過與HY5（elongated hypocotyl 5）競爭減少HY5-COP1 的相互作用，提高低溫下HY5 的積累[37]。無論是HY5、PIFs，還是COP1、CBFs，都是復(fù)雜調(diào)控網(wǎng)絡(luò)中光和溫度信號之間的關(guān)鍵調(diào)控元件。

3.2 亞適低溫下植物調(diào)控氮素吸收利用的機(jī)制

在不同非生物脅迫下，植物通過調(diào)節(jié)自身的氮素代謝提高抵抗脅迫的能力。亞適低溫是非生物脅迫之一，而在非生物脅迫下，硝態(tài)氮通過光合同化（nitrate photoassimilation）促使植物葉綠體產(chǎn)生的能量被高效利用[38]。在逆境下植物對硝酸鹽的吸收減少，根向地上部轉(zhuǎn)移的硝酸鹽也減少，從而使留在根系的硝相對增加，該現(xiàn)象被稱之為脅迫誘導(dǎo)的硝酸鹽向根系的分配，即SINAR（stressinitiatednitrate allocation to roots）[39]。此時，植物通過調(diào)節(jié)與硝態(tài)氮吸收轉(zhuǎn)運(yùn)相關(guān)基因的表達(dá)提高植物在脅迫環(huán)境下的耐受能力。已經(jīng)發(fā)現(xiàn)2個硝酸鹽轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白AtNRT1.5 和1.8 （nitratetransporter1.5/1.8）參與到了SINAR 過程，并且闡明了它們的精確調(diào)控過程。在逆境環(huán)境下（如鎘、鹽、干旱脅迫等），植物合成乙烯（ethylene，ET）和茉莉酸（jasmonic acid，JA），并激活其信號途徑調(diào)控AtNRT1.5 和AtNRT1.8 的表達(dá)。ET和JA信號途徑中的EIN3/EIL1（ethylene insensitive3/EIN3-like1）轉(zhuǎn)錄因子激活下游基因ERFs（ethyleneresponse factors）的表達(dá)，然后ERFs 通過與NRT1.8的啟動子結(jié)合并促使其上調(diào)表達(dá)；相反的，ET信號途徑EIN3/EIL1 及JA 信號途徑的COI（coronatine insensitive1）與NRT1.5 啟動子結(jié)合后抑制了基因的表達(dá)[40]。NRT1.8 與NRT1.5 相反的表達(dá)模式共同改變了由脅迫引起的硝在植物根系的再分配，從而提高了植物對逆境的耐受能力[39]。而在亞適低溫脅迫下，根系氮素的吸收能力減弱，與氮素吸收利用相關(guān)的基因表達(dá)下調(diào)，但該過程是否同樣在低溫過程中發(fā)揮作用，還需要進(jìn)一步的研究。

隨著研究的不斷深入，植物耐冷調(diào)控機(jī)制得到廣泛的解析。植物氮素的吸收利用也受到如轉(zhuǎn)錄因子HY5、鈣離子信號相關(guān)的鈣調(diào)磷酸酶B類蛋白（calcineurin B-like protein， CBLs） 和CIPKs（CBLs-interacting protein kinases）等的調(diào)控。氮素是植物生長所必需的營養(yǎng)元素，也是調(diào)控植物生長的信號物質(zhì)。如NRT1.1可作為NO?3 的信號受體，通過感受NO?3 的水平變化而改變其對底物的轉(zhuǎn)運(yùn)種類（如硝酸根、生長素）和親和力，從而調(diào)控植物對氮素的吸收/轉(zhuǎn)運(yùn)[41-42]。在低溫脅迫下，甘氨酸通過提高植物氮素的吸收能力而增強(qiáng)了水稻對低溫的抵抗能力[28]。隨著溫度的降低，植物的氮/碳分配也出現(xiàn)了變化，老根中的氮含量增加，而新根和葉片的氮則減少[27]。這說明在低溫脅迫下，植物通過改變氮素的分配和利用從而提高抵抗低溫的能力。亦有報(bào)道顯示，NO 與MPK1/2（mitogen-activated protein kinase 1/2）相互作用而提高番茄冷馴化后的耐寒力，此也涉及到與其他冷脅迫信號分子的互作，如調(diào)控CBF信號途徑以及基于NO 的翻譯后修飾大量響應(yīng)低溫的蛋白等[43]。

4 植物亞適低溫響應(yīng)的研究進(jìn)展

4.1 組學(xué)技術(shù)在亞適低溫研究中的應(yīng)用

隨著對低溫研究的逐漸增加，轉(zhuǎn)錄組學(xué)及蛋白組學(xué)也在低溫脅迫研究中普遍應(yīng)用。通過整理煙草和水稻的研究結(jié)果（表1）發(fā)現(xiàn)，亞適低溫下涉及到的主要途徑有光合作用、植物激素信號傳導(dǎo)、碳水化合物的代謝等途徑；不同于寒冷溫度脅迫，水稻中與亞適低溫有關(guān)的主要途徑還有細(xì)胞壁結(jié)構(gòu)、膜轉(zhuǎn)運(yùn)能力、玉米素合成等。本課題組通過比較18與4 ℃的煙草轉(zhuǎn)錄組學(xué)數(shù)據(jù)發(fā)現(xiàn)，二者之間差異基因主要與液泡膜、高爾基體、核糖體rRNA有關(guān)（數(shù)據(jù)未發(fā)表）。

4.2 植物激素對低溫下氮素吸收利用的影響

植物激素參與植物響應(yīng)氮素營養(yǎng)和逆境的調(diào)控過程。研究表明，外源施加油菜素內(nèi)酯或者赤霉素能夠改善亞適低溫對植物的影響，促進(jìn)亞適低溫下黃瓜的氮素吸收速率并提高氮含量，增強(qiáng)與氮素吸收相關(guān)基因的表達(dá)上調(diào)[11-13]。生長素調(diào)控植物根系構(gòu)型及生長發(fā)育，NRT1.1是由硝調(diào)控的生長素轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白，低氮條件下，NRT1.1蛋白T101殘基的磷酸化能夠運(yùn)輸生長素[44]，促進(jìn)側(cè)根的發(fā)育。低溫影響生長素調(diào)控相關(guān)基因的表達(dá)[59]，Shibasaki等[60]研究表明，低溫脅迫主要影響細(xì)胞內(nèi)的生長素轉(zhuǎn)運(yùn)。原因可能是生長素轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白PIN2的極性運(yùn)輸雖不受低溫的影響，但低溫抑制其在細(xì)胞內(nèi)的合成與分解，最終導(dǎo)致植物根系生長素含量梯度的形成能力減弱，而影響根系發(fā)育。

NRT1.2（ AIT1/NPF4.6）作為硝酸鹽低親和轉(zhuǎn)運(yùn)系統(tǒng)的主要成員[61]，同時也轉(zhuǎn)運(yùn)脫落酸（ABA），但硝酸鹽與ABA不存在相互作用，其作為NRT1.2的轉(zhuǎn)運(yùn)底物不會影響ABA 的轉(zhuǎn)運(yùn)活性[62]。低溫脅迫時添加ABA 能夠提高植物的耐寒能力，R2R3-type MYB 轉(zhuǎn)錄因子MYB96 基因的表達(dá)受ABA 誘導(dǎo)，同時受到低溫誘導(dǎo)，并調(diào)控CBF 的表達(dá)[63]，進(jìn)一步試驗(yàn)證明，MYB96 與HHPs（heptahelical protein）蛋白相互作用，HHPs能夠與低溫誘導(dǎo)蛋白ICE1/ICE2（inducer of CBF expression）及CAMTA3（calmodulin binding transcription activator 3）作用。因此，MYB96-HHP可能參與到CBFs的調(diào)控途徑[6364]；此外，ABA 誘導(dǎo)表達(dá)的OST1（openstomata 1）基因也參與了CBFs的調(diào)控，低溫誘導(dǎo)OST1 表達(dá)，與ICE1蛋白相互作用并磷酸化ICE1蛋白，使其在低溫下穩(wěn)定表達(dá)[65]。Kreps等[66]研究表明，約10%的ABA相關(guān)基因響應(yīng)低溫脅迫。植物體內(nèi)ABA的含量影響植物的耐寒性，對于不同的低溫區(qū)間，Mega等[67]過表達(dá)水稻ABA代謝基因OsABA8ox1，此時水稻幼苗ABA含量降低，15 ℃處理提高轉(zhuǎn)基因水稻株系耐寒能力，但4 ℃時僅25-20 株系耐寒能力提高，可能是因?yàn)?7-3 株系的ABA含量顯著低于25-20株系。因此推測，植物內(nèi)源ABA的含量可能影響植物對不同溫度梯度的響應(yīng)。

這些結(jié)果說明，在低溫條件下植物激素可能涉及到氮素吸收利用的調(diào)控途徑，通過改善氮素的利用而提高植物對低溫的耐受能力，改善植物的生長狀況。因此與這些物質(zhì)相關(guān)的調(diào)控途徑是否參與低溫下氮素的高效利用，仍有待進(jìn)一步探究。

5 植物響應(yīng)亞適低溫研究建議

植物在低于最適生長溫度條件下會發(fā)生不同程度的損傷，亞適低溫與低溫下，植物的生理變化和調(diào)控機(jī)制相似。至今，人們已經(jīng)運(yùn)用組學(xué)技術(shù)分析得到不同溫度處理下植物可能涉及到的通路，這些通路涉及植物感應(yīng)亞適低溫、調(diào)控基因的表達(dá)或者光合作用及養(yǎng)分吸收同化，但是溫度的變化差異可能導(dǎo)致植物響應(yīng)低溫的途徑存在差異，而對這些差異可能涉及到的基因，或者調(diào)控通路仍需進(jìn)一步研究。對于植物響應(yīng)低溫的研究已經(jīng)取得了許多突破，因此，可借鑒這些研究進(jìn)一步深入解析植物響應(yīng)亞適低溫的分子機(jī)制。而氮素作為亞適低溫下受到影響最為顯著的營養(yǎng)元素，雖然已有研究解析了亞適低溫對氮素利用的影響，但也僅集中在其中一方面，還需系統(tǒng)性的研究，并結(jié)合分子調(diào)控機(jī)制解析亞適低溫對植物氮素吸收利用的影響。

對于亞適低溫脅迫，通過改善養(yǎng)分利用或者生理及基因調(diào)控路徑來提高植物耐寒能力，可能完全或者顯著的恢復(fù)植物的生長。對于改善亞適低溫下植物氮素利用效率的育種研究，結(jié)合亞適低溫對植物生理及響應(yīng)低溫的過程，可以綜合為以下3個方面（圖1）：①對于有冷馴化能力，并且在苗期易受低溫影響的植物，通過冷馴化過程（特別是易實(shí)現(xiàn)和操作的亞適低溫冷馴化）提高植物的耐寒能力；②因?yàn)榈蜏赜绊懼参锏酿B(yǎng)分吸收和轉(zhuǎn)運(yùn)及代謝相關(guān)的酶活等，通過農(nóng)業(yè)措施，如更易于抗寒的氮素形態(tài)、不同氮素配比以及施用時間和施用量等，提高植物自身的養(yǎng)分吸收能力，改善植物在低溫下的生長；③植物響應(yīng)低溫脅迫，其光合作用、光呼吸、養(yǎng)分代謝等相關(guān)的調(diào)控基因發(fā)生變化，因此利用基因工程技術(shù)，包括基因編輯、過表達(dá)等培育耐寒品種。

6 結(jié)語

倒春寒發(fā)生時間是大部分農(nóng)作物進(jìn)行育苗和移栽的時節(jié)，此時的幼苗極易受到低溫?fù)p傷，最終造成作物減產(chǎn)。氮素作為植物全生育時期都需要的大量元素，隨著溫度的降低，其利用也隨之受到影響。因此提高低溫下的氮素利用效率，通過改善氮素的使用從而提高植物的耐寒能力對于農(nóng)業(yè)生產(chǎn)具有重要的意義。但是目前的研究大量集中在低溫，而對于更易出現(xiàn)的亞適低溫的研究較少，其可能通過改善養(yǎng)分利用或者生理及基因調(diào)控提高植物耐寒能力，甚至恢復(fù)生長。

植物響應(yīng)低溫或者氮素高效利用的基因及相關(guān)的分子生物學(xué)調(diào)控網(wǎng)絡(luò)雖已有一定的研究，但是關(guān)于如何在低溫下調(diào)控氮素吸收利用的探索則很少。雖然，通過轉(zhuǎn)綠組學(xué)和蛋白組學(xué)分析表明，谷胱甘肽代謝途徑（glutathione metabolismpathway）或其他氮素代謝相關(guān)的途徑的基因可能涉及到低溫下氮素的吸收/轉(zhuǎn)運(yùn)調(diào)控，但是仍需要進(jìn)一步的試驗(yàn)明確這些基因是否參與或者如何調(diào)控植物的氮素營養(yǎng)。深入研究結(jié)果將解釋低溫下植物吸收氮素相關(guān)基因的表達(dá)下調(diào)，與植物氮素吸收親和力增加（Km降低）的調(diào)控機(jī)理。對于同一品種耐受低溫和亞適低溫能力相反的現(xiàn)象，及亞適低溫冷馴化提高植物耐寒性涉及到的生理差異和調(diào)控機(jī)理將有利于更加全面的認(rèn)識到亞適低溫與低溫在分子和生理層面的差異。此外，外源施以植物激素（如赤霉素、油菜素內(nèi)酯等）能夠改善植物的氮素利用，提高氮素吸收速率，但是對于其中可能涉及到的分子機(jī)理也需要進(jìn)一步研究。對于解析植物在亞適低溫下氮素有效利用的分子生理機(jī)制，期望能為今后運(yùn)用分子育種技術(shù)和基因工程手段研發(fā)、培育出亞適低溫下氮高效和耐低溫的優(yōu)良品種提供有應(yīng)用價值的參考依據(jù)。

參考文獻(xiàn)

［1］ DING Y L， SHI Y T， YANG S H. Molecular regulation of plant

responses to environmental temperatures [J]. Mol. Plant， 2020，

13（4）： 544-564.

［2］ LOBELL D B， SCHLENKER W， COSTA-ROBERTS J.

Climate trends and global crop production since 1980 [J].

Science， 2011， 333（6042）： 616-620.

［3］ GAO H， YANG W J， LI C X， et al .. Gene expression and K＋

uptake of two tomato cultivars in response to sub-optimal

temperature [J]. Plants， 2020， 9（1）： 65 [2022-09-13]. https：//

doi.org/10.3390/plants9010065.

［4］ CHINNUSAMY V， ZHU J， ZHU J. Cold stress regulation of

gene expression in plants [J]. Trends Plant Sci.， 2007， 12（10）：

444-451.

［5］ JOUYBAN Z， HASANZADE R， SHARAFI S. Chilling stress in

plants [J]. Int. J. Agric. Crop Sci.， 2013， 5（24）： 2961-2968.

［6］ LU J Y， NAWAZ M A， WEI N N， et al .. Suboptimal

temperature acclimation enhances chilling tolerance by

improving photosynthetic adaptability and osmoregulation

ability in watermelon [J]. Hortic. Plant J.， 2020， 6（1）： 49-60.

［7］ ALLEN D J， ORT D R. Impacts of chilling temperatures on

photosynthesis in warm-climate plants [J]. Trends Plant Sci.，

2001， 6（1）： 36-42.

［8］ MCALLISTER C H， BEATTY P H， GOOD A G. Engineering

nitrogen use efficient crop plants： the current status [J]. Plant

Biotechnol. J.， 2012， 10（9）： 1011-1025.

［9］ NASHOLM T， KIELLAND K， GANETEG U. Uptake of organic

nitrogen by plants [J]. New Phytol.， 2009， 182（1）： 31-48.

［10］ VAN PLOEG D， HEUVELINK E. Influence of sub-optimal

temperature on tomato growth and yield： a review [J]. J. Hortic.

Sci. Biotechnol.， 2005， 80（6）： 652-659.

［11］ ANWAR A， LI Y， HE C， et al .. 24-epibrassinolide promotes

NO-3 and NH+4 ion flux rate and NRT1 gene expression in

cucumber under suboptimal root zone temperature [J]. BMC

Plant Biol.， 2019， 19（1）： 453 [2022-09-13]. https：//doi.org/

10.1186/s12870-019-1838-3.

［12］ ANWAR A， DI Q， YAN Y， et al .. Exogenous 24-epibrassinolide

alleviates the detrimental effects of suboptimal root zone

temperature in cucumber seedlings [J]. Arch. Agron. Soil Sci.，

2019， 65（14）： 1927-1940.

［13］ BAI L Q， DENG H H， ZHANG X C， et al .. Gibberellin is

involved in inhibition of cucumber growth and nitrogen uptake

at suboptimal root-zone temperatures [J]. PLoS One， 2016，

11（5）： e156188 [2022-09-13]. https：//doi.org/10.1371/journal.

pone.0156188.

［14］ 陶樂圓， 劉智蕾， 劉婷婷， 等. 營養(yǎng)生長期低溫持續(xù)時間與

水稻生長恢復(fù)的關(guān)系[J]. 生態(tài)學(xué)雜志， 2018， 37（12）： 3610-

3616.

TAO L Y， LIU Z L， LIU T T， et al .. The relationship between

low temperature duration and growth recovery of rice during

the vegetative growth stage [J]. Chin. J. Ecol.， 2018， 37（12）：

3610-3616.

［15］ JIA Y， WANG J， QU Z， et al .. Effects of low water temperature

during reproductive growth on photosynthetic production and

nitrogen accumulation in rice [J]. Field Crops Res.， 2019， 242：

107587 [2022-09-13]. https：//doi.org/10.1016/j.fcr.2019.107587.

［16］ GILMOUR S J， HAJELA R K， THOMASHOW M F. Cold

acclimation in Arabidopsis thaliana1 [J]. Plant Physiol.， 1988，

87（3）： 745-750.

［17］ KENCHANMANE R S K， BARNES A C， SCHNABLE J C， et

al .. Low-temperature tolerance in land plants： are transcript

73-86.

［18］ GAZQUEZ A， MAIALE S J， RACHOSKI M M， et al ..

Physiological response of multiple contrasting rice （Oryza

sativa L.） cultivars to suboptimal temperatures [J]. J. Agron.

Crop Sci.， 2015， 201（2）： 117-127.

［19］ GONG Z Z， XIONG L M， SHI H Z， et al .. Plant abiotic stress

response and nutrient use efficiency [J]. Sci. China Life Sci.，

2020， 63（5）： 635-674.

［20］ YAN Q Y， DUAN Z Q， MAO J D， et al .. Low root zone

temperature limits nutrient effects on cucumber seedling

growth and induces adversity physiological response [J]. J.

Integr. Agric.， 2013， 12（8）： 1450-1460.

［21］ ANDREWS M， RAVEN J A， LEA P J. Do plants need nitrate ？

The mechanisms by which nitrogen form affects plants [J].

Ann. Appl. Biol.， 2013， 163（2）： 174-199.

［22］ GEIGER M， HAAKE V， LUDEWIG F， et al .. The nitrate and

ammonium nitrate supply have a major influence on the

response of photosynthesis， carbon metabolism， nitrogen

metabolism and growth to elevated carbon dioxide in tobacco [J].

Plant Cell Environ.， 1999， 22（10）： 1177-1199.

［23］ LIU G Y， DU Q J， LI J M. Interactive effects of nitrateammonium

ratios and temperatures on growth， photosynthesis，

and nitrogen metabolism of tomato seedlings [J]. Sci. Hortic.，

2017， 214： 41-50.

［24］ WANG P， WANG Z K， PAN Q C， et al .. Increased biomass

accumulation in maize grown in mixed nitrogen supply is

mediated by auxin synthesis [J]. J. Exp. Bot.， 2019， 70（6）：

1859-1873.

［25］ WANG J， ZHANG J B， M?LLER C， et al .. Temperature

sensitivity of gross N transformation rates in an alpine meadow

on the Qinghai-Tibetan Plateau [J]. J. Soils Sediments， 2017，

17（2）： 423-431.

［26］ CLARKSON D T， HOPPER M J， JONES H P. The effect of

root temperature on the uptake of nitrogen and the relative size

of the root system in Lolium perenne. I. solutions containing

both NO-3 and NH+4 [J]. Plant Cell Environ.， 1986（9）： 535-545.

［27］ KHUANKAEW T， TANABATA S， YAMAMOTO M， et al ..

Temperature affects N and C assimilation and translocation in

Curcuma alismatifolia gagnep [J]. J. Hortic. Sci. Biotechnol.，

2014， 89（3）： 287-292.

［28］ CAO X C， CHU Z， ZHU L F， et al .. Glycine increases cold

tolerance in rice via the regulation of N uptake， physiological

characteristics， and photosynthesis [J]. Plant Physiol. Biochem.，

2017， 112： 251-260.

［29］ MALAGOLI P， LAIN? P， LE DEUNFF E， et al .. Modeling

nitrogen uptake in oilseed rape cv capitol during a growth

cycle using influx kinetics of root nitrate transport systems and

field experimental data [J]. Plant Physiol.， 2004， 134（1）：

388-400.

［30］ LAINE P， OURRY A， MACDUFF J， et al .. Kinetic-parameters

of nitrate uptake by different catch crop species-effects of lowtemperatures

or previous nitrate starvation [J]. Physiol. Plant，

1993， 88（1）： 85-92.

［31］ WANG M Y， SIDDIQI M Y， RUTH T J， et al .. Ammonium

uptake by rice roots [J]. Plant Physiol.， 1993， 103（4）： 1259-

1267.

［32］ JUNG J， DOMIJAN M， KLOSE C， et al .. Phytochromes

function as thermosensors in Arabidopsis [J]. Science， 2016，

354（6314）： 886-889.

［33］ LEGRIS M， KLOSE C， BURGIE E S， et al .. Phytochrome B

integrates light and temperature signals in Arabidopsis [J].

Science， 2016， 354 （6314）： 897-900.

［34］ JIANG B， SHI Y， ZHANG X， et al .. PIF3 is a negative

regulator of the CBF pathway and freezing tolerance in

Arabidopsis [J]. Proc. Nat. Acad. Sci. USA， 2017， 114（32）：

E6695-E6702.

［35］ DONG X， YAN Y， JIANG B， et al .. The cold response

regulator CBF1 promotes Arabidopsis hypocotyl growth at

ambient temperatures [J]. EMBO J.， 2020， 39 （13）： e103630

[2022-09-13]. https：//doi.org/10.15252/embj.2019103630.

［36］ POOAM M， DIXON N， HILVERT M， et al .. Effect of

temperature on the Arabidopsis cryptochrome photocycle [J].

Physiol. Plant， 2021， 172 （3）： 1653-1661.

［37］ LI Y， SHI Y， LI M， et al .. The CRY2-COP1-HY5-BBX7/8

module regulates blue light-dependent cold acclimation in

Arabidopsis [J]. Plant Cell， 2021， 33（11）： 3555-3573.

［38］ ANDREWS M. The partitioning of nitrate assimilation between

root and shoot of higher plants [J]. Plant Cell Environ.， 1986，

9（7）： 511-519.

［39］ ZHANG G B， MENG S， GONG J M. The expected and

unexpected roles of nitrate transporters in plant abiotic stress

resistance and their regulation [J]. Int. J. Mol. Sci.， 2018， 19 （11）：

3535 [2022-09-13]. https：//doi.org/10.3390/ijms19113535.

［40］ ZHANG G B， YI H Y， GONG J M. The Arabidopsis ethylene/

jasmonic acid-NRT signaling module coordinates nitrate

reallocation and the trade-Off between growth and

environmental adaptation [J]. Plant Cell， 2014， 26（10）： 3984-

3998.

［41］ HO C H， LIN S H， HU H C， et al .. CHL1 functions as a nitrate

sensor in plants [J]. Cell， 2009， 138（6）： 1184-1194.

［42］ VIDAL E A， ALVAREZ J M， ARAUS V， et al .. Nitrate in

2020： thirty years from transport to signaling networks [J].

Plant Cell， 2020， 32（7）： 2094-2119.

［43］ LV X Z， GE S B， JALAL AHAMMED G， et al .. Crosstalk

between nitric oxide and MPK1/2 mediates cold acclimationinduced

chilling tolerance in tomato [J]. Plant Cell Physiol.，

2017， 58（11）： 1963-1975.

［44］ BOUGUYON E， BRUN F， MEYNARD D， et al .. Multiple

mechanisms of nitrate sensing by Arabidopsis nitrate

transceptor NRT1.1 [J]. Nature Plants， 2015， 1（3）： 15015

[2022-09-13]. https：//doi.org/10.1038/nplants.2015.15.

［45］ GAZQUEZ A， VILAS J M， COLMAN LERNER J E， et al ..

Rice tolerance to suboptimal low temperatures relies on the

maintenance of the photosynthetic capacity [J]. Plant Physiol.

Biochem.， 2018， 127： 537-552.

［46］ DAMETTO A， SPEROTTO R A， ADAMSKI J M， et al .. Cold

tolerance in rice germinating seeds revealed by deep RNA-seq

analysis of contrasting indica genotypes [J]. Plant Sci.， 2015，

238： 1-12.

［47］ JIA Y， LIU H L， QU Z J， et al .. Transcriptome sequencing and

iTRAQ of different rice cultivars provide insight into molecular

mechanisms of cold-tolerance response in japonica rice [J].

Rice， 2020， 13（1）： 43 [2022-09-13]. https：//doi.org/10.1038/

srep23719.

［48］ NEILSON K A， MARIANI M， HAYNES P A. Quantitative

proteomic analysis of cold-responsive proteins in rice [J].

Proteomics， 2011， 11 （9）： 1696-1706.

［49］ CUI S X， HUANG F， WANG J， et al .. A proteomic analysis of

cold stress responses in rice seedlings [J]. Proteomics， 2005，

5（12）： 3162-3172.

［50］ GAMMULLA C G， PASCOVICI D， ATWELL B J， et al ..

Differential metabolic response of cultured rice （Oryza sativa）

cells exposed to high- and low-temperature stress [J].

Proteomics， 2010， 10 （16）： 3001-3019.

［51］ WANG W X， DU J， CHEN L M， et al .. Transcriptomic，

proteomic， and physiological comparative analyses of flooding

mitigation of the damage induced by low-temperature stress in

direct seeded early indica rice at the seedling stage [J]. BMC

Genomics， 2021， 22 （1）： 176 [2022-09-13]. https：//doi.org/

10.1186/s12864-021-07458-9.

［52］ YAN S P， ZHANG Q Y， TANG Z C， et al .. Comparative

proteomic analysis provides new insights into chilling stress

responses in rice [J]. Mol. Cell. Proteomics， 2006， 5（3）：

484-496.

［53］ ZHOU P， KHAN R， LI Q， et al .. Transcriptomic analyses of

chilling stress responsiveness in leaves of tobacco （Nicotiana

tabacum） seedlings [J]. Plant Mol. Biol. Rep.， 2020， 38（1）：

1-13.

［54］ JIN J J， ZHANG H， ZHANG J F， et al .. Integrated

transcriptomics and metabolomics analysis to characterize cold

stress responses in Nicotiana tabacum [J]. BMC Genomics，

2017， 18（1）： 496 [2022-09-13]. https：//doi.org/10.1186/s12864-

017-3871-7.

［55］ ZHOU P， LI Q， LIU G， et al .. Integrated analysis of

transcriptomic and metabolomic data reveals critical metabolic

pathways involved in polyphenol biosynthesis in Nicotiana

tabacum under chilling stress [J]. Funct. Plant Biol.， 2019，

46 （1）： 30-43.

［56］ HU R， ZHU X， XIANG S， et al .. Comparative transcriptome

analysis revealed the genotype specific cold response

mechanism in tobacco [J]. Biochem. Biophys. Res. Commun.，

2016， 469 （3）： 535-541.

［57］ XU J， CHEN Z， WANG F， et al .. Combined transcriptomic and

metabolomic analyses uncover rearranged gene expression and

metabolite metabolism in tobacco during cold acclimation [J].

Sci. Rep.， 2020， 10（1）： 5242 [2022-09-13]. https：//doi.org/

10.1038/s41598-020-62111-x.

［58］ YAN J， CAO Z. Proteomic analysis of cold stress responses in

tobacco seedlings [J]. Afr. J. Biotechnol.， 2011， 10（82）： 18991-

19004.

［59］ HANNAH M A， HEYER A G， HINCHA D K. A global survey

of gene regulation during cold acclimation in Arabidopsis

thaliana [J]. PLoS Genet.， 2005， 1（2）： e26 [2022-09-13]. https：//

doi.org/10.1371/journal.pgen.0010026.

［60］ SHIBASAKI K， UEMURA M， TSURUMI S， et al .. Auxin

response in Arabidopsis under cold stress： underlying

molecular mechanisms [J]. Plant Cell， 2009， 21（12）： 3823-

3838.

［61］ HUANG N C， LIU K H， LO H J， et al .. Cloning and functional

characterization of an Arabidopsis nitrate transporter gene that

encodes a constitutive component of low-affinity uptake [J].

Plant Cell， 1999， 11（8）： 1381-1392.

［62］ KANNO Y， KAMIYA Y， SEO M. Nitrate does not compete

with abscisic acid as a substrate of AtNPF4.6/NRT1.2/AIT1 in

Arabidopsis [J]. Plant Signal. Behav.， 2014， 8（12）： e26624

[2022-09-13]. https：//doi.org/10.4161/psb.26624.

［63］ LEE H G， SEO P J. The MYB96-HHP module integrates cold

and abscisic acid signaling to activate the CBF-COR pathway

in Arabidopsis [J]. Plant J.， 2015， 82（6）： 962-977.

［64］ CHEN C C， LIANG C S， KAO A L， et al .. HHP1， a novel

signalling component in the cross-talk between the cold and

osmotic signalling pathways in Arabidopsis [J]. J. Exp. Bot.，

2010， 61（12）： 3305-3320.

［65］ DING Y， LI H， ZHANG X， et al .. OST1 kinase modulates

freezing tolerance by enhancing ICE1 stability in Arabidopsis [J].

Dev. Cell.， 2015， 32（3）： 278-289.

［66］ KREPS J A， WU Y， CHANG H， et al .. Transcriptome changes

for arabidopsis in response to salt， osmotic， and cold stress [J].

Plant Physiol.， 2002， 130 （4）： 2129-2141.

［67］ MEGA R， MEGURO-MAOKA A， ENDO A， et al .. Sustained

low abscisic acid levels increase seedling vigor under cold

stress in rice（Oryza sativa L.） [J]. Sci. Rep.， 2015， 5（1）： 13819

[2022-09-13]. https：//doi.org/10.1038/srep13819.

（責(zé)任編輯：溫小杰）