糖尿病腎病動物模型的研究進展*

羅文婷，唐詩韻，肖 湘，羅斯敏，楊子璇，黃 巍，唐宋琪△

1.海南醫學院 中醫學院（?？?571199）；2.成都中醫藥大學附屬醫院（成都 610015）；3.成都中醫藥大學 基礎醫學院（成都 611137）

糖尿病腎?。╠iabetic kidney disease，DKD）是糖尿病（diabetes mellitus，DM）常見的微血管并發癥，臨床以長期高血糖狀態引起腎功能逐漸下降，伴或不伴有蛋白尿為主要特征。1 型糖尿?。╰ype 1 diabetes mellitus，T1D）和2 型糖尿?。╰ype 2 diabetes mellitus，T2D）在導致腎病的病理生理機制方面比較，差異無統計學意義（P>0.05）[1]。DKD早期腎小球病理改變以系膜基質擴張、腎小球基底膜（glomerular basement membranes，GBM）增厚、腎小球代償性肥大引起腎小球通透性增高為主，隨后逐漸發展為彌漫性或結節性腎小球病變，導致節段性腎小球硬化、腎小球濾過率（glomerular filtration rate，GFR）下降，并伴有小動脈透明變性。小管間質損傷是DKD的另一特征，表現為間質炎癥、管狀基底膜增厚、管狀萎縮和間質纖維化。T2D-DKD患者由于常伴有動脈硬化，病變不均勻，慢性小管間質損傷可能比糖尿病腎小球病變更嚴重。25%～40% DM患者可發生DKD，DKD是終末期腎臟疾病（end stage renal disease，ESRD）的主要病因之一[1]；同時DKD存在心血管風險，可較大程度增加DM患者的心血管病死率。盡管控制血糖、抗高血壓、調節血脂聯合生活方式干預的治療方案在臨床上已被證明能有效延緩DKD的進程[2]，但迄今DKD依舊是無法被治愈或逆轉的疾病。因此，尋找新的風險生物標志物和防治手段是未來DKD研究的重點。

DKD的病因及發病機制復雜，迄今尚未明確。動物模型可以為研究DKD的病因、發病機制和病理生理改變提供重要線索，同時也為臨床治療DKD提供依據?；谌祟怐KD的臨床和病理特點，糖尿病并發癥動物模型聯盟（animal models of diabetic complications consortium，AMDCC）制定了DKD模型應具備的最佳特征：1）在整個動物的生命周期中，GFR下降>50%；2）與相同品系、年齡、性別的對照組相比，蛋白尿增加>10 倍；3）存在組織病理學改變，包括系膜硬化（系膜體積增加50%）、任何程度的動脈透明化、GBM增厚（電子顯微鏡形態測量比基線增加25%）和小管間質纖維化。盡管目前在DKD動物模型開發上已取得重大進展，但尚無一種模型能夠完美復刻人類DKD的所有關鍵特征。同時這些模型存在一定的局限性。因此根據研究方向和目的選擇合適的動物模型至關重要。

目前實驗室使用的DKD動物模型主要有誘發型（包括化學誘導、飲食誘導、外科手術誘導）和基因型（包括自發基因突變、基因修飾）兩大類。本文將圍繞表型、造模方式、優點和局限性等方面對各種主流及特殊類型的DKD動物模型進行綜述，為不同的實驗需求選擇合理的實驗動物提供參考依據。

1 誘發型DKD 動物模型

1.1 鏈脲佐菌素誘導性DKD 動物模型

鏈脲佐菌素（streptozotocin，STZ）或四氧嘧啶可用于構建DM及其并發癥動物模型。STZ比四氧嘧啶效力更高、模型更穩定，組織毒性相對較小，使用頻率也更高。STZ是一種由鏈霉菌染色體基因合成的2-脫氧-2（3-（甲基-3-亞硝基脲基）-氨基葡萄糖，極易通過葡萄糖轉運蛋白2（glucose transporter type 2，GLUT-2）轉運到胰腺β細胞中。作為N-乙酰氨基葡萄糖類似物，STZ可選擇性抑制O-連接的N-乙酰葡糖胺水解酶（O-GlcNAcase，OGA）的活性，導致細胞內蛋白不可逆O-糖基化；STZ在細胞內代謝時產生的NO、活性氧及強烷基化特性，均可誘發DNA碎裂，使β細胞凋亡，最終導致胰島素的絕對缺乏。

STZ造模的成功率及腎臟病損的嚴重程度高度依賴于動物品種和品系。其中，大鼠和小鼠胰腺β細胞對STZ的細胞毒性作用較家兔、狗、豬等動物更為敏感，且造模時間短、繁育成本低，故目前研究中，STZ常用于誘導嚙齒類動物的DKD。C57BL/6（B6）、DBA/2、CD1（ICR）、129/Sv、KK/HIJ是目前最常用的小鼠品系，其中DBA/2、KK/HIJ和CD1小鼠對STZ誘導的DKD敏感性最高，而B6 小鼠則對腎病的發展具有相對抗性，但因易于基因操作的優勢，該品系仍舊被廣泛使用。SD大鼠和Wistar大鼠是STZ誘導中最常使用的大鼠品系。近些年，STZ在誘導斑馬魚、果蠅等模式生物的DM及相關并發癥方面也有一定進展，其優勢為繁殖率高、易于基因操作、相對容易在體內對深層組織進行成像。但由于斑馬魚和果蠅的原始腎細胞在功能上與人類不同，因此這些模型更多用于基因或藥物篩選，其研究結果尚需在哺乳動物中進行重復驗證。

T1D-DKD誘導：多次低劑量（小鼠：40～55 mg/kg[3-6]）腹腔注射STZ，連續5 d，或單次高劑量（小鼠：150～200 mg/kg[3，7]；大鼠：55～75 mg/kg[8-11]）腹腔注射STZ，是目前最常用的2 種方案。在多次低劑量方案中，STZ造成胰腺β細胞次優損傷，而DM的進展部分依賴于繼發性自身免疫性胰島素炎[3]。單次高劑量注射STZ可對胰腺β細胞造成直接損傷，能迅速導致DM，對比多次低劑量方案，毒效更高，DM發病率及嚴重程度也更高，生成的模型在發病機制和形態學變化方面更接近人類T1D。T2D-DKD誘導：在誘導T2D-DKD時，STZ常與煙酰胺（nicotinamide，NAD）搭配使用。NAD是維生素B3 的衍生物，其強大的抗氧化作用能保護β細胞部分抵抗STZ帶來的毒性損傷，使動物不發生胰島素的絕對缺乏。對大鼠單次腹腔注射STZ（45～65 mg/kg）和NAD（85～230 mg/kg）可誘導T2D-DKD[12-15]。Pérez等[16]通過對小鼠單次腹腔注射STZ（60 mg/kg）和NAD（120 mg/kg）獲得DKD模型。NAD通常在STZ給藥前15 min注射，因為NAD攝取需要依賴ATP，而STZ會明顯降低細胞內ATP的含量，若在STZ給藥后注射NAD會影響NAD的作用效果。這一類T2D-DKD模型的血糖升高與β細胞胰島素分泌減少有關，并不產生胰島素抵抗和葡萄糖耐受不良。雌性動物誘導：STZ造模多選用雄性嚙齒類動物，因為雌性對STZ的毒性作用較不敏感，考慮其與性別二態性和雌激素有關[17]。Zamboni等[17]建議若需使用雌性小鼠作為研究對象時，低劑量誘導應至少保證每次使用STZ濃度>50 mg/kg；增加誘導期及誘導后期天數；選用<3周齡（青春期前階段）的雌性小鼠，以減少雌激素的影響。

STZ誘導法的優點和局限性：成本低、實驗工序簡單[18]，還可與其他誘發手段或基因手段聯用，是實驗室最常用的造模方式之一。但STZ誘導的腎臟病變大多輕微，幾乎沒有出現結節性/彌漫性腎小球硬化和GFR下降等晚期病理改變；在高劑量或全身給藥時，STZ對腎臟尤其是腎小管細胞具有非特異性細胞毒性作用，可導致動物急性腎損傷，不利于解釋動物腎臟病變的發生原因和機制，因此，建議在使用STZ后2～3 周開始評估實驗動物的腎臟形態和功能[19]。

1.2 飲食誘導性T2D-DKD 動物模型

目前普遍認為，T2D是由遺傳因素和不良生活方式相互作用導致。其中不健康的飲食結構如高脂肪（尤其指高反式脂肪酸、低不飽和脂肪酸）和高碳水化合物的超量攝入是導致T2D發病的重要原因，而過度肥胖（體重指數≥30 kg/m2）被認為是T2D的獨立風險因素[20]。肥胖誘發細胞應激及代謝綜合征，同時，氧化應激和巨噬細胞相互作用介導的細胞炎癥會加劇腎臟脂代謝、蛋白質及DNA的損傷，從而導致DKD[21]。

用于誘導動物T2D-DKD的飲食結構包括高脂飲食（high-fat diet，HFD）、高糖高脂飲食、高糖飲食、高脂高糖高膽固醇飲食等，前兩種最常見。國際上對于HFD中確切脂肪含量和脂肪成分尚未有統一標準，現普遍認為，HFD是指由脂肪提供的能量占食物總能量40%～60%的飲食結構。脂肪主要指動物脂肪和含ω-6/ω-9 脂肪酸的植物油；魚油和植物甘油并不能引起動物肥胖、代謝紊亂及胰島素抵抗，甚至對動物有一定的益處[22]。因雄性B6 小鼠對高熱量飲食的反應性較高，故目前在飲食誘導法中較常使用，研究[21，23-24]表明，雄性B6 小鼠經過12 周以上的HFD喂養后出現代謝紊亂、蛋白尿，伴腎小球肥大、系膜擴張、GBM增厚、腎小管擴張及空泡化、腎臟脂質沉積及炎性浸潤等早期腎病表現。單純飲食干預并不常用于誘導野生型大鼠的T2D-DKD[25]。豬是飲食誘導法中非常有前景的模型動物，其在解剖學、晝夜節律及新陳代謝方面與人類相似；雜食性的豬在飲食結構和進食行為上也與人類更相近。Liu等[26]研究發現，喂食5 個月的高糖高脂飲食或高脂高糖高膽固醇飲食（在51%正常小型豬飼料中添加10%豬油、37%蔗糖和2%膽固醇）后，中華巴馬迷你豬出現代謝綜合征及胰島細胞破壞、異位脂質沉積、微量白蛋白尿、中度腎小球硬化和小管間質纖維化等，高脂高糖高膽固醇飲食組病變更嚴重。單獨的飲食干預較少導致豬出現嚴重高血糖。

飲食誘導法的優點和局限性：該法從造模層面復刻了人類不健康的飲食模式，更接近人類T2D-DKD的發病機制，這類模型也是研究代謝紊亂、胰島素抵抗潛在機制、飲食干預治療方式的優良模型。絕大多數嚙齒類動物對于飲食干預誘發的肥胖、糖尿病及相關腎病的發展具有抗性，因此需聯用其他手段來增加疾病嚴重程度，加快腎病進展，如聯合低劑量STZ部分破壞β細胞，使胰島功能發生一定障礙；使用基因模型動物；通過腎切除術減少腎臟質量，加快腎功能下降。

1.3 聯合誘導的DKD 動物模型

1.3.1 STZ+單側腎切除術誘導性T1D-DKD動物模型 對于DKD發展具有抗性的品系，如B6 小鼠，STZ聯合單側腎切除術（uninephrectomy，UNx）是誘導T1D-DKD的最佳方法[27]。STZ+UNx可誘導小鼠和大鼠出現高血糖、白蛋白尿以及腎小球早期病理改變。Uil等[27]研究發現，對B6 小鼠使用多次低劑量STZ聯合UNx方案，小鼠在12 周后可出現腎小管損傷，如管狀萎縮、刷狀邊緣喪失和管擴張，甚至腎小管間質纖維化，目前考慮這種管狀損傷由葡萄糖毒性導致，該病理改變在單純使用化學藥物誘導下并不明顯或不存在。

STZ+UNx的優點和局限性：與STZ通過誘導高血糖逐漸發展為GFR升高不同，UNx直接改變腎臟血流動力學造成殘留腎臟GFR增加。超濾是慢性腎病的早期表現，可誘導機械拉伸造成系膜細胞損傷，導致腎小球肥大和細胞外基質的產生。UNx引起腎素-血管緊張素系統（renin-angiotensin system，RAS）過度激活導致血壓升高、促纖維細胞因子和活性氧的產生增多。STZ和UNx二者聯用有助于進行性腎損傷，加快腎病發展。但UNx要求具備專業技術知識和完備的手術條件，術后具有感染風險，需給予動物足夠的抗生素和鎮痛治療。Wada等[28]研究指出，對于STZ敏感的品系CD1 小鼠，聯用UNx對加速其腎病進程所發揮的作用有限。

1.3.2 STZ+高熱量飲食誘導性T2D-DKD動物模型由于單純高熱量飲食誘導的模型大鼠缺失許多人類DKD的關鍵病理特征，因此飲食干預聯合STZ是常用手段。SD大鼠或Wistar大鼠在進食4～6 周HFD或高糖高脂飲食后，接受單次腹腔注射低劑量STZ（30～35 mg/kg），其在誘導后均出現明顯高血糖及蛋白尿，腎臟病理見腎小球肥大、系膜擴張、細胞外基質沉積、輕度腎小球硬化等早期DKD表現[29-32]。給予雄性B6小鼠HFD干預 4～12周后，單次腹腔注射低劑量STZ（40 mg/kg）[33]或中劑量STZ（100～120 mg/kg）[34-36]可誘發T2D-DKD；也有研究使用HFD聯合多次腹腔注射低劑量STZ（40～50 mg/kg，連續5 d）的方案[37-38]。

STZ+高熱量飲食的優點和局限性：胰島素抵抗和β細胞功能障礙是T2D-DKD的兩大特點[20]，在飲食干預誘導代謝紊亂的基礎上加上STZ誘導的β細胞損傷可以進一步模擬人類T2D-DKD的特征，并加快模型動物腎病的進展。但在該方案中，大鼠或小鼠，肥胖和胰島素抵抗的征象均不如單純高熱量飲食誘導方案明顯，這可能與STZ使葡萄糖代謝減少、蛋白質和脂肪分解代謝過多引起肌肉消瘦，以及STZ損傷β細胞后造成的胰島素釋放減少有關[32]。上述機制也使聯合方案誘導的老鼠具有更嚴重的高血糖，以上均可能是造模時需斟酌之處。

1.3.3 STZ+HFD+UNx誘導性T2D-DKD動物模型STZ、HFD、UNx三者聯合方式誘導的嚙齒類動物模型可用于T2D-DKD的研究[27，39]。這三者的誘導次序和具體內涵并沒有統一的標準，其中HFD既可貫穿整個實驗周期，也可在UNx和/或STZ誘導后開始使用，以誘導動物的代謝紊亂和胰島素抵抗。Sugano等[39]通過對8 周雄性SD大鼠腹腔注射單次低劑量STZ（40 mg/kg），9 d后行UNx，并配合HFD干預，實驗第25 周，大鼠腎臟病理檢查出現了彌漫性腎小球硬化癥。Bayrasheva等[19]對雄性Wistar大鼠使用另一種誘導程序也發現了類似結果。相比低劑量STZ，NAD聯合高劑量STZ能使大鼠代謝綜合征的表現更穩定[19，39]。Dusabimana等[40]對B6小鼠實施UNx后進行HFD干預，并在手術3周后行單次腹腔注射中劑量STZ（100 mg/kg），實驗結束時，小鼠腎臟出現不同程度的透明樣變、腎小球萎縮、腎小球囊縮小和慢性腎小球腎炎，足細胞數量明顯減少，小管間質損傷顯著增加。

STZ+HFD+UNx的優點和局限性：化學藥物、飲食干預和腎外科手術聯用能加快嚙齒類動物的腎病進程。但這一結論并不具有一致性，在很多使用此類方案的研究中，無法觀察到彌漫性腎小球硬化和小管間質纖維化等中晚期的腎臟病理改變。

總之，誘導法是DKD研究中常用且有效的造模手段。但由于大多數野生型嚙齒類動物對腎病的發展具有抗性，僅表現出早期DKD的病理特征，因此為更好模擬人類DKD，近年來研究人員把更多目光放在基因動物身上，而誘導法也可用于誘導基因動物的DKD。

2 DKD 基因動物模型

基因動物在DKD研究中廣受歡迎，因為它們通常比傳統的誘導模型具有更晚期的腎病表現。與胰島相關的基因突變和基因修飾可構建T1D-DKD動物模型，如Akita小鼠、OVE26 小鼠；而T2D-DKD基因動物模型則大多與瘦素信號通路異常相關，如ob/ob小鼠、db/db小鼠和ZSF1 大鼠。此外，基因修飾還能生成特殊的非蛋白尿DKD模型，為研究臨床特殊類型的DKD提供更多模型選擇。

2.1 T1D-DKD 基因動物模型

2.1.1 Akita小鼠系 Akita小鼠的胰島素前基因（Ins2）攜帶常染色體顯性自發點突變（Ins2C96Y），該突變導致胰島素蛋白折疊不當，從而對胰腺β細胞產生蛋白質毒性，導致其功能障礙和細胞死亡。Akita小鼠在4 周齡時即可出現明顯而持續的高血糖，一定程度的血壓升高，但腎損傷的嚴重程度高度依賴于小鼠品系。原始系列B6-Ins2+/C96Y小鼠僅表現為輕度的腎臟損傷，研究人員嘗試將該變異交叉到對腎病更易感的品系（如DBA/2、129/SvEv和KK/Ta）中，并成功開發出新的Akita小鼠系。對比B6-Ins2+/C96Y小鼠，DBA/2-Ins2+/C96Y小鼠和129/SvEv-Ins2+/C96Y小鼠可出現更明顯的白蛋白尿，但在腎臟病理改變上并沒有加重[41]。而雄性KK/Ta-Akita小鼠呈現出進行性腎病改變，5 周齡時尿白蛋白排泄明顯增加，且隨年齡增長而加重，10 周齡時出現GFR增加，至20 周齡時開始下降，此時腎臟病理檢查可見中度系膜擴張、腎小球基底膜不規則增厚、腎小球硬化、小動脈透明質癥和局灶性小管間質纖維化[42]。Yu等[43]研究發現，在Balb/c品系下誘導2 個胰島素2 等位基因突變（Ins2C96Y/C96Y），80%小鼠可存活6 個月以上，與其他品系下純合子大多在圍產期死亡不同，這些小鼠同樣發生比原始系列更嚴重的DKD。Akita小鼠的優點和局限性：Akita小鼠可自行發展為DKD，這在反應進展性腎病病理上具有一定優勢。但目前任何遺傳背景下單一地誘導Ins2+/C96Y突變，均未觀察到廣泛性或結節性腎小球硬化以及明顯GFR下降（>50%）的晚期DKD特征性改變。

2.1.2 OVE26 小鼠 OVE26 小鼠是一種早發型T1D伴有晚期腎病改變的轉基因模型，它由大鼠胰島素2 啟動子調節，在胰腺β細胞中過表達鈣調素，導致胰腺β細胞損傷，胰島素分泌不足。OVE26 小鼠在出生前幾周會患上糖尿病，未經胰島素治療可存活1 年多，且體重保持在正常范圍[44]。OVE26 小鼠在早期（約2 個月大）即可發生DKD，并可重現人類晚期DKD的許多特征，包括嚴重進行性白蛋白尿、腎小球基底膜明顯增厚、彌漫性和結節性系膜基質擴張、GFR進行性下降及局灶性腎小管間質病變，如腎小管萎縮、間質單核細胞浸潤和纖維化[44]。近年有研究[45]報道，與大多數DKD模型不同，雌性OVE26 小鼠較雄性呈現出更嚴重的腎損傷，而循環中的雌二醇和雌激素受體減少是導致這一現象的原因。OVE26 小鼠的優點和局限性：OVE26 小鼠被認為是精準的晚期DKD模型，在研究腎衰竭機制和治療方面具有重要價值；既往研究[44]表明，OVE26 小鼠的腎臟組織中鈣調蛋白表達正常，提示腎臟損傷由糖尿病本身引起，貼合人類T1D-DKD的自然發病過程；同時OVE26 小鼠在女性DKD的研究中具有優勢，是闡明女性對腎臟損傷敏感潛在機制的優秀模型。該模型存在的局限性：轉基因僅能在FVB小鼠品系中實現，以獲得所需的DKD特征；極端而持續的高血糖（≥33.3 mmol/L）與人類的臨床實際并不相符；沒有觀察到任何程度的動脈透明化改變。

2.2 T2D-DKD 基因動物模型

2.2.1ob/ob小鼠ob/ob小鼠的特點是編碼瘦素的肥胖基因上單個常染色體隱性突變（Lepob/ob），導致缺乏瘦素產生，使小鼠出現吞咽亢進、肥胖、高脂血癥、血糖升高及胰島素抵抗[46]。目前該突變多在具有先天胰島素抵抗的BTBR小鼠品系下誘導，B6、C57BLKS/J（BKS）等品系的ob/ob小鼠雖能出現高血糖，但在DKD的發展上并不理想。BTBR-ob/ob小鼠在4 周齡時即可檢測到胰島素抵抗，表現為胰島細胞肥大、高胰島素血癥及持續的高血糖（達19.4～22.2 mmol/L），8 周齡時出現漸進性蛋白尿，10 周齡時腎臟病理見系膜擴張，類似人類早期DKD的特征；小鼠腎病呈進展性，大約18～20 周齡時發展為晚期DKD。另有研究[47]表明，對BTBR-ob/ob小鼠喂食高蛋白飲食，能加快其腎病進展，縮短造模時間，并加劇腎小球病理和間質纖維化程度。BTBR-ob/ob小鼠的優點和局限性：該模型接近AMDCC所擬定的標準，在較大程度上再現了人類DKD腎小球損傷的基本結構改變和功能特征，其中高度系膜擴張和間質溶解在其他模型中并不多見，該模型腎病進展的特點與人類相似，均表現為大量單核/巨噬細胞聚集；ob/ob小鼠并不會出現高血壓，排除了血壓因素的混雜效應，是研究炎癥與DKD關系的有效模型；該模型還證實了晚期DKD在形態學上的可逆性，即通過滲透微型泵持續向BTBR-ob/ob小鼠輸注瘦素可完全逆轉晚期DKD的病變，也為其他DKD回歸研究提供了思路。但該模型最大的局限性為品系依賴和瘦素缺乏：BTBR-ob/ob小鼠不孕不育，繁殖至足夠數量用作實驗研究需耗費大量時間和金錢；且明顯的瘦素缺乏癥并不是人類糖尿病的特征，基本限制了瘦素缺乏的小鼠模型與人類情況的總體相似性。

2.2.2db/db小鼠db/db小鼠是最廣泛使用的T2D-DKD模型之一，瘦素受體基因（LepR）單個常染色體由Gly到Thr的隱性突變（LepRdb/db）導致db/db小鼠的下丘腦瘦素信號通路缺陷，出現肥胖、胰島抵抗和T2D。與ob/ob小鼠不同，db/db小鼠表現為循環瘦素過多和瘦素抵抗，且更易患上DKD。該突變最早發現于BKS品系中，該品系也是目前db基因突變最廣泛使用的品系，其次為B6、DBA/2J、FVB品系。與B6-db/db小鼠輕度高血糖和明顯的高胰島素血癥相比，BKS-db/db小鼠在8 周齡時由于部分胰島β細胞萎縮、壞死，胰腺素分泌減少，呈現出嚴重的進行性高血糖和中等程度的高胰島素血癥，尿白蛋白排泄水平于8周齡時明顯升高，腎臟病理改變主要發生在12周以后，腎小管病變以管狀細胞空泡化為主；雄性BKS-db/db小鼠較雌性擁有更嚴重的高血糖和腎病[48]。聯用HFD會導致BKS-db/db小鼠腎衰竭及早期死亡，飼養高蛋白飲食能在不增加死亡率的前提下明顯加重小鼠腎小球和腎小管病理改變，出現腎小球硬化、小管間質纖維化。聯用UNx[49-50]以及在FVB品系下的雌性db/db小鼠[51]均具有類似上述更晚期的DKD特征。DBA/2J-db/db小鼠雖具有更高水平的白蛋白尿，但在血糖水平和腎臟病理方面與BKS-db/db小鼠無明顯差異。db/db小鼠的優點和局限性：該模型相對一致且呈顯著的高白蛋白尿水平和系膜基質擴張表現，使其成為研究早期T2D-DKD的良好模型。但目前并沒有在db/db小鼠中觀察到腎小球結節硬化、進行性腎功能不全等晚期DKD表現，而腎小球中存在的免疫復合物沉積，以及白蛋白尿非持續性增加的特點與人類DKD表型并不一致[48]。

2.2.3 肥胖ZSF1大鼠 肥胖ZSF1大鼠（ZSF1fa/facp）是通過雜交瘦的雌性ZDF（ZDF +/fa）大鼠和瘦的雄性自發性高血壓心力衰竭（SHHF/Mcc-facp，+/fa）大鼠產生的F1 后代。肥胖ZSF1 大鼠規避了ZDF大鼠腎盂積水這一缺點，且具有更嚴重的高血壓，并出現心臟肥大、動脈粥樣硬化，其在8 周齡時表現出糖尿病、代謝綜合征和腎臟損傷，腎病呈進行性惡化，大約44 周齡后進入晚期DKD，最終發展為終末期腎臟病，且多數在12 個月時死亡[52]。肥胖ZSF1 大鼠的優點和局限性：該模型基本滿足了AMDCC所提出的標準，在腎小球基因表達變化方面與人類DKD具有相似性[52-53]，因此被認為是優秀的T2D-DKD臨床前翻譯模型，也是研究綜合風險因素（即高血糖、肥胖、高血脂、高血壓）對腎功能影響的合適模型。

2.2.4 T2DN/Mcwi（T2DN）大鼠 T2DN大鼠是通過將小鹿連帽高血壓大鼠的線粒體和某些乘客位點基因引入GK品系后發展而來。T2DN大鼠存在高血脂和高血糖，在6 個月時出現白蛋白尿，并伴有腎組織學異常，這些特征呈進行性發展，在18 個月時出現白蛋白尿增加>10 倍、GFR下降>50%、嚴重的彌漫性全腎小球硬化、類似Kimmelstiel-Wilson的結節形成、動脈透明質變性、間質炎癥、纖維化和管狀壞死[54]。T2DN大鼠的優點和局限性：該模型從3～18 月齡期間的腎病演變類似于人類DKD的自然發展過程，且基本囊括DKD所有組織學特征，適合測試延緩該疾病進展的新療法的有效性；T2DN大鼠在DKD進展上具有明顯性別二態性，雌性大鼠未出現胰島素抵抗及高脂血癥、血糖和腎病表現更輕微[55]，提示該模型可能是T2D-DKD性別差異研究中的寶貴工具。

2.2.5 KKAy/Ta小鼠 KKAy/Ta小鼠是通過將黃色肥胖Ay基因引入KK/Ta小鼠品系建立的，其具有與T2D-DKD患者相似的肥胖、多飲多食、葡萄糖耐受不良、胰島素抵抗、高胰島素血癥、胰島素分泌障礙、高脂血癥[56-57]。KKAy/Ta小鼠在12 周齡時出現高血糖，以隨機血糖升高為主（22.6～25.9 mmol/L），空腹血糖僅輕度升高，且在20 周齡后與對照組比較，差異無統計學意義（P>0.05）；漸進性蛋白尿出現在8 周齡后，于12 周齡后顯著升高；腎臟組織在20 周齡時出現明顯病理學改變，呈彌漫性系膜擴張、腎小球基底膜增厚、節段性硬化，40 周齡時可見慢性小管間質損傷伴不同程度間質纖維化和管狀萎縮、結節性腎小球透明變性、局灶性節段或局灶性全球腎小球硬化[57]。HFD能加重KKAy/Ta小鼠的空腹血糖及代謝紊亂，加速腎病進展[56]。KKAy/Ta小鼠的優點和局限性：該模型的血糖水平及脂質代謝紊亂在16 周齡后會出現一定程度自發性恢復，蛋白尿增加<10 倍，且微量白蛋白尿改變差異無統計學意義（P>0.05）[56]；在沒有人為因素干預情況下，小鼠并不會出現晚期DKD的特征改變。

2.3 特殊類型的DKD 模型

非白蛋白尿性DKD在臨床上并不少見，表現為正常范圍的蛋白尿，即尿微量白蛋白/肌酐（urinary microalbumin/creatinine，ACR）<30 mg/g或白蛋白排泄率（albumin excretion rate，AER）<30 mg/day，但有腎功能不全，現在也被稱為正常白蛋白尿性DKD（normoalbuminuric diabetic kidney disease，NADKD）。近年研究[58]表明，動脈粥樣硬化和腎小管間質損傷與這種類型的DKD密切相關。與以往經典的DKD模型圍繞尿白蛋白和腎小球病變不同，動脈粥樣硬化、腎功能不全和小管間質損傷可能是NADKD模型的典型病理。Tomita等[58]使用8 周齡雌性和雄性ApoE+/-小鼠雜交產生ApoE-/-小鼠（B6 品系），隨后選取10 周齡雄性ApoE-/-小鼠喂食HFD24 周生成NADKD模型。ApoE是一種多態蛋白，是具有消除受體中介作用的載脂蛋白的重要配體。ApoE缺失時，膽固醇在血管壁堆積，使血管壁增厚硬化、彈性降低、管腔狹窄，導致動脈粥樣硬化。HFD可使ApoE-/-小鼠出現以甘油三酯、總膽固醇和低密度脂蛋白膽固醇水平顯著升高為主的代謝紊亂，并促進動脈粥樣硬化的發展。與正常飼料喂養的ApoE+/+小鼠相比，HFD-ApoE-/-小鼠表現出肥胖相關的高血糖、主動脈粥樣硬化、腎功能障礙；腎臟病理可見腎小球肥厚和系膜擴張伴纖維化，但足細胞超微結構基本正常，蛋白尿輕微；與輕度腎小球病變相比，腎小管上皮細胞損傷伴液泡改變、細胞凋亡以及小管間質纖維化和炎癥在這些小鼠中表現嚴重[58]。HFD-ApoE-/-小鼠的優點和局限性：該模型被認為成功反映了人類NADKD的腎表型。該類小鼠的腎功能障礙程度較輕，且病變是否呈進行性發展尚不能明確，因此僅適用于疾病早期的研究。

3 小結與展望

DKD動物模型種類繁多，但沒有任何一個模型能作為代表完美地包含人類DKD所有的特征?？筛鶕芯啃枨筮x擇合適的模型，目前STZ誘導模型和Akita小鼠是最常用T1D-DKD模型，而db/db小鼠是最常用T2D-DKD模型；少數動物可以發展出晚期DKD表型，如OVE26 小鼠、BTBR-ob/ob小鼠、肥胖ZSF1 大鼠和T2DN大鼠；雌性OVE26 小鼠在研究女性DKD中具有優勢，而T2DN大鼠可能是T2D-DKD性別差異研究中的寶貴工具。由于DKD誘導法（化學誘導、飲食干預、外科手術）并沒有國際統一規范和標準，規范化造模方法或許是未來DKD模型研究中的目標，可以提高造模成功率、穩定性，并節省資源，使實驗數據更為可靠。嚙齒類動物具有很強的適應性，實踐表明，一些經典的DKD基因突變動物壽命延長，嚴重的腎臟病理改變不再發生，提示其出現了適應性改變。因此，評估現有模型動物以及開創穩定的新型模型依舊是未來DKD模型研究需重點關注的方向。