基于紫色桿菌素生物合成途徑的L-色氨酸生物傳感器的構建

李仁瀚 張樂樂 劉春立，3 劉秀霞，3 白仲虎，3楊艷坤，3 李業，3

（1. 江南大學工業生物技術教育部重點實驗室，無錫 214122；2. 江南大學糧食發酵與食品生物制造國家工程研究中心，無錫 214122；3. 江蘇省生物活性制品加工工程技術研究中心，無錫 214122）

L?色氨酸（L?Tryptophan, L?Trp）是一種重要的芳香族氨基酸，在醫藥、食品、飼料等領域有著廣泛的應用［1-2］，是許多高附加值化合物的前體，如吲哚?3?乙酸［3］和5?羥色胺［4］等。主要用于工業化生產L?色氨酸的工業底盤菌株通常為大腸桿菌［5］和谷氨酸棒桿菌［6］等。精準調控大腸桿菌的代謝途徑可將碳通量轉移到L?色氨酸，如敲除編碼色氨酸操縱子抑制因子的基因trpR［7］，敲除編碼色氨酸酶的基因tnaA［8］，過表達trpE、aroG［9］，抑制Pta?AckA途徑［10］，平衡前體供應等［11］，L?色氨酸的生產已達到較高的產量、轉化率和產率（titer, yield,Productivity, TYP）。例如，大腸桿菌菌株TRP07在5 L發酵罐補料分批培養中生產色氨酸的TYP分別為49 g/L、0.186 g/g葡萄糖、2.8 g/（L·h）［12］。

通過識別和修飾更多基因靶點，特別是那些與L?色氨酸代謝沒有直接關系的基因，可進一步提高L?色氨酸的產量。然而，大腸桿菌中有數千個基因，其胞內代謝和調節途徑十分復雜；另外精確定量L?色氨酸主要依賴液相色譜技術，需進行多輪繁瑣、耗時且昂貴的測試才能鑒定出高產菌株［13］。但生物傳感器輔助的高通量篩選能夠在代謝通路不明確的情況下識別新的基因靶標，成為代謝工程的補充策略，改造微生物工廠以提高其性能［14］，在合成生物學領域有著廣泛的應用。進行高通量篩選的一個條件是生物傳感器可將相關代謝物的濃度與易檢測的信號相關聯，如可見光、熒光或生長優勢［15］。近年來研究人員已經開發了多種L?色氨酸生物傳感器，如基于核糖體開關的p15?ribo727［16］和基于Rho因子的pSensor［17］。前者檢測L?色氨酸的動態范圍為10.85倍，工作范圍為0.2-10 mmol/L（0.04-2.04 g/L）；后者檢測L?色氨酸的動態范圍為8倍，工作范圍為0.1-1.5 mmol/L（0.02-0.3 g/L），檢測上限都較低。目前的工業L?色氨酸菌株在搖瓶中很容易達到2.1 g/L的L?色氨酸產量［10］，因此上述生物傳感器可能不適合應用于工業菌株。

紫色桿菌素是一種天然的雙吲哚紫色色素，最初從Chromobacterium violaceum中分離，后續在Duganella violaceinigra sp.、Janthinobacterium lividum、Collimonas CT、Psychrotrophic bacterium, XT1中也陸續發現［18］。如圖1所示，紫色桿菌素以兩分子L?色氨酸為底物，以VioABCDE［19］酶催化，經五步反應合成，并生成亮紫色副產物脫氧紫色桿菌素。進一步研究［20］表明，脫氧紫色桿菌素僅在VioABCE的參與下合成。由于紫色桿菌素及其衍生物具有抗菌、抗癌及抗病毒［21-22］等生物活性，目前其研究方向主要在于如何通過代謝工程利用微生物工廠提高其產量［23-26］。同時，由于紫色桿菌素和其中間體的顏色鮮艷，其生物合成途徑也經常被用作合成生物學的驗證工具［18］。紅色的番茄紅素［27］和淡黃霉素［28］都已被開發成相應的生物傳感器，但關于將紫色桿菌素開發成生物傳感器的研究卻較少［29］，未見其作為L?色氨酸生物傳感器的報道。本研究對紫色桿菌素在大腸桿菌中的生物合成途徑進行了全面表征，將其開發成L?色氨酸生物傳感器。通過RBS工程對途徑中第一個酶VioA進行優化，并測試了來自不同的菌種的VioA，開發了動態范圍高達55倍的L?色氨酸生物傳感器，可檢測到0-10 g/L的胞外供應的L?色氨酸。這種新型的酶偶聯生物傳感器可結合高通量篩選技術，通過與出發菌株的顏色對比，高效鑒定出L?色氨酸產量相對較高的大腸桿菌菌株，為提高L?色氨酸及其高附加值衍生物的工業化產量做出貢獻。

圖1 紫色桿菌素生物合成途徑Fig. 1 Violacein biosynthetic pathway

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 質粒、菌株與引物 本研究所用質粒列于表1，所用菌株列于表2，所用引物列于表3。所有基因合成、密碼子優化、引物合成和測序服務均由蘇州金唯智生物科技有限公司提供。

表1 本研究所用質粒Table 1 Plasmids in this study

表2 本研究所用菌株Table 2 Strains in this study

表3 本研究所用引物Table 3 Primers in this study

1.1.2 試劑與設備 高速高保真PCR酶PrimeSTAR?Max DNA Polymerase購自TaKaRa Bio；質粒同源重組試劑盒MultiF Seamless Assembly Mix購自武漢愛博泰克有限公司。

LB培養基：10 g/L蛋白胨，5 g/L酵母抽提物,10 g/L氯化鈉。M9?YE培養基：17.1 g/L十二水合磷酸氫二鈉，3 g/L磷酸二氫鉀，0.5 g/L氯化鈉，1 g/L氯化銨，1 g/L酵母抽提物，1 mmol/L硫酸鎂，0.1 mmol/L氯化鈣，10 g/L葡萄糖及相應濃度的L?色氨酸［26］。根據需要添加終濃度為34 μg/mL的氯霉素或50 μg/mL的卡那霉素。以上所有試劑均購自上海國藥集團化學試劑有限公司。

759S紫外可見光分光光度計，上海棱光技術有限公司；Q5000 NanoDrop紫外可見分光光度計，Quawell 公司。

1.2 方法

1.2.1 RBS序列設計 本研究所使用的起始質粒pVio的載體為pRSFDuet，含有兩個多克隆位點（multiple cloning site, MCS），來自Duganella sp. B2（Dug.B2）的vioABCDE基因簇被插在第二個多克隆位點上。每個多克隆位點前都有一個核糖體結合位點（ribosome binding site, RBS），依次命名為RBSa和RBSb。

使用RBS計算器［30］在線網站https://salislab.net/software/，計算得出pBL_401上的Dug.B2_vioA的RBSb翻譯起始速率（translation initiation rate，TIR）約為11 000（任意單位，arbitrary unit, au）。隨后分別為pBL_403-407和pBL_421-423設計了8個RBSb序列；為pBL_425、pBL_429、pBL_437-439設計了5個RBSa序列。所有質粒的RBS序列及其TIR見表4。

表4 本研究設計的RBS序列及其TIRTable 4 RBS sequence and its TIR designed in this study

1.2.2 質粒構建與基因合成 敲除原核表達質粒pVio［26］上的vioD基因，并保留了其后100個堿基作為vioE可能的核糖體結合位點。以pVio為模板，用引物401_F和401_R進行擴增，得到線性化的pBL_401，再采用同源重組法將線性化的質粒環化。同樣，為替換RBSb序列，以pBL_401為模板，采用同樣的方式構建質粒pBL_403-407和pBL_421-423。

以Dug.B2 VioA（GenBank：ACT67682.1）為模板，在NCBI上搜索其他物種的VioA，并選擇21個VioA序列進行進一步分析。使用MEGA7構建系統發育樹。最終選擇的5個VioA序列由GENEWIZ（Suzhou, China）進行密碼子優化并合成，分別替換Dug.B2_vioA，同時保留了原來的Dug.B2_vioBCE。采用Vector NTI進行序列比對。以pBL_401為模板，獲得4個DNA 片段415V、T7terA、T7terB和415_VioA，同源重組得pBL_415。以pBL_415為模板，采用同樣的方式構建質粒pBL_416-420。部分質粒簡圖見圖2。

圖2 質粒pBL_401和pBL_415-420的簡圖Fig. 2 Schematic diagram of plasmids pBL_401 and pBL_415-420

為替換各自的RBSa序列，以pBL_415、pBL_416和pBL_419為模板，分別構建質粒pBL_425、pBL_429和pBL_437-439。

1.2.3 菌株培養 挑取單菌落，在5 mL LB培養基中以37℃、220 r/min的條件培養過夜。隨后，將75 μL種子液接種到24孔板中，每孔含有1.5 mL M9?YE培養液。在37℃，220 r/min下培養2-3 h，當OD600達到0.8-1.0時，加入終濃度為0.1 mmol/L的IPTG，調節溫度至30℃。本文中所有數據圖的起始時間均為誘導時間。所有發酵實驗均進行3次重復。

1.2.4 產物測定 發酵結束后，首先將1 mL培養物在10 000 ×g的條件下離心10 min。沉淀物用2 mL 95%乙醇重懸，然后10 000 ×g再離心10 min。乙醇萃取上清液在570 nm處測量吸光度，Abs570的值代表脫氧桿菌素相對含量［24］。將沉淀用1 mL無菌水重懸，OD600值代表生物量。用DNS法測定了培養液中剩余的葡萄糖［31］。

采用高效液相色譜（high performance liquid chromatography, HPLC）定量L?色氨酸［32］。將離心后的發酵上清液與等量的無水乙醇混合，充分混勻后在16 500 ×g的條件下離心5 min，取上清檢測。色譜柱為島津（Kyoto, Japan）Shim?pack GIST C18柱（5 μm, 150 mm×4.6 mm）。流動相A為0.1%的甲酸，流動相B為甲醇。B的濃度在0-15 min內從20%線性增加到60%，15-16 min線性下降到20%，16-24 min維持在20%。總流速0.8 mL/min，檢測波長270 nm，柱溫箱40℃。L?色氨酸標準品購自Macklin。

參考Fang等［26］的方法，采用上述色譜柱，以75%甲醇水溶液為流動相，檢測波長為570 nm，分離紫色桿菌素和脫氧紫色桿菌素。

2 結果

2.1 重組大腸桿菌生產紫色桿菌素和脫氧紫色桿菌素

將pVio和pBL_401轉化進E. coli BL21（DE3）中，得菌株EBL_400和EBL_401。發酵并檢測產物，結果如圖3所示，EBL_400既生產紫色桿菌素（保留時間, retention time, RT=3.33 min），也生產脫氧紫色桿菌素（RT=4.97 min），而EBL_401只生產脫氧紫色桿菌素。

圖3 HPLC分析EBL_400和EBL_401發酵產物Fig. 3 Fermentatied products EBL_400 and EBL_401 by HPLC

詳細研究EBL_401的脫氧紫色桿菌素生產、細胞生長和葡萄糖的消耗。每隔2 h采集一次樣品，結果如圖4所示，在添加誘導劑IPTG的情況下，菌體生長和葡萄糖消耗均慢于不添加IPTG的對照組，這表明通過表達vioABCE產生脫氧紫色桿菌素對菌株生長略有損害。由于本研究的目的是通過肉眼來區分不同菌株脫氧紫色桿菌素產量，而不追求其高產量，所以在后續實驗中選擇24 h作為發酵終點。在該時間點，EBL_401產生足夠的脫氧紫色桿菌素，使培養物呈紫色。

圖4 EBL_401的脫氧紫色桿菌素生產曲線（A）、菌株生長曲線（B）和葡萄糖消耗曲線（C）Fig. 4 Deoxyviolacein production curve（A）, strain growth curve（B）, and glucose consumption curve（C）of EBL_401

2.2 利用RBS工程開發VioABCE生物傳感器

通過改變RBSb序列而改變vioA基因的翻譯速率，以調整VioA的表達水平，理論上可擴大生物傳感器的動態范圍。對含有相應質粒的BL21（DE3）菌株的發酵表明，VioA的RBSb強度與脫氧紫色桿菌素的產量總體上呈正相關（圖5?A）。此外，脫氧紫色桿菌素產量降低會增加菌液OD值，尤其當vioA的TIR≤1 000時。這再次證明生產脫氧紫色桿菌素會影響細菌生長（圖5?B）。

圖5 EBL_401, 403-407, 421-423的脫氧紫色桿菌素生產（A）、菌株生長（B）及生物傳感器pBL_406的測試（C）Fig. 5 Deoxyviolacein production（A）and the strain growth（B）of EBL_401, 403-407, 421-423 and the test of biosensor pBL_406（C）

選擇脫氧紫色桿菌素產量最低的EBL_406來評估其作為生物傳感器的性能，測試胞外添加L?色氨酸與Abs570/OD600的關系，結果如圖5?C所示，該傳感器可區分2-7 g/L胞外供應的L?色氨酸，動態范圍為3倍，但不能區分0-2 g/L胞外供應的L?色氨酸，需進行進一步的優化。

2.3 測試不同物種的VioA以優化生物傳感器性能

不同物種的VioA對底物L?色氨酸的敏感性不同，其作為生物傳感器理論上也有不同的工作范圍。在構建的系統發育樹中（圖6），依據不同菌株所在的位置，最終選擇5種VioA進行實驗驗證：Janthi?nobacterium violaceinigrum（Jan）VioA（NCBI參考序列：WP_152281413.1）、Pseudoduganella violaceinigra（Pse）VioA（NCBI參考序列：WP_028101315.1）、Myxococcus xanthus（Myx）VioA（NCBI參考序列：WP_140866970.1）、Chromobacterium violaceum（Chr）VioA（NCBI參考序列：WP_043614891.1）和Du?ganella sp. HH105（Dug.HH105）VioA（GenBank：OEZ63731.1）。序列比對表明，5株VioA的序列同源性在64.9%-82.5%之間，與已鑒定的Dug.B2 VioA的序列同源性為54.7%-62.5%（表5）。

表5 5種不同來源VioA的序列相似性比對Table 5 Sequence comparison of 5 VioAs from different sources

圖6 21個不同來源VioA的系統發育樹Fig. 6 Phylogenetic tree of 21 VioAs from different sources

對EBL_415-420的發酵結果表明：除含有Dug.B2_VioA的EBL_415能產生脫氧紫色桿菌素外，EBL_416和EBL_419也能產生（圖7?A），表明Jan_VioA和Chr_VioA在大腸桿菌中表達時具有活性。

圖7 不同來源VioA（A）、調整RBSa（B）及生物傳感器pBL_438、pBL_439的測試（C，D）Fig. 7 Testing of different sources VioA（A）, adjusted RBSa（B）, and biosensors pBL_438 and pBL_439（C, D）

繼續調整Jan_VioA和Chr_VioA的RBSa序列以優化這些生物傳感器的性能，發現使用Chr_VioA可檢測到0-10 g/L胞外供應的L?色氨酸（圖7?B）。通過降低Chr_vioA的RBSa強度，其對L?色氨酸的動態范圍有所提高。當其TIRRBSa降低到2 000時，對比外源添加0和10 g/L的L?色氨酸，動態范圍高達55倍（圖7?C）。但當外源添加10 g/L L?色氨酸時，菌株生長已受到明顯影響（圖7?D）。相反，即使優化了Jan_VioA生物傳感器，其在0-10 g/L的范圍內也不能區分外源添加的L?色氨酸（圖7?B）。

2.4 在產量不同的L?色氨酸生產菌株中驗證該生物傳感器

在L?色氨酸產量不同的大腸桿菌中測試生物傳感器pBL_439的性能，pED系列質粒中trpEfbrD操縱子的TIRRBS見表4。如圖8?A所示，在沒有生物傳感器的情況下，E. coli B8/pED?RBS1和E.coli B8/pED?RBS2的L?色氨酸產量是野生型E. coli BL21/pED?RBS1的8.36倍。導入生物傳感器后，B8/pED?RBS1和B8/pED?RBS2產生的脫氧紫色桿菌素是BL21/pED?RBS1的7.97倍。隨著trpEfbrD翻譯速率的提高，L?色氨酸的產量進一步提高。與B8/pED?RBS1和B8/pED?RBS2相比，B8/pED?RBS3和B8/pED?RBS4的L?色氨酸產量增加了7.27倍，脫氧紫色桿菌素增加了1.60倍。最后，如圖8?B所示，該生物傳感器可通過肉眼直觀地將L?色氨酸產量不同的菌株區分開來。上述結果證明了我們的工程化生物傳感器在原位快速檢測L?色氨酸高產菌株方面的適用性。

圖8 生物傳感器pBL_439在L-色氨酸產量不同的大腸桿菌中的測試Fig. 8 Testing of the biosensor pBL_439 in different E. coli strains with varying L-Trp production

3 討論

L?色氨酸是一種重要的芳香族氨基酸，在工業、農業、醫藥等領域有著廣泛的應用。多年來，世界各地的研究人員一直在研究如何利用微生物高效生產L?色氨酸。理性設計通過分析代謝和調控網絡，預測出許多可修飾的基因靶點，并進行實驗測試，從而開發了許多用于生產L?色氨酸的工業菌株。例如過表達aroG、serA、trpEDCBA和截斷tnaA、trpR［7］。同時，由于大多數代謝途徑相關基因已經被測試，進一步改造這些工業菌株變得非常具有挑戰性。基因文庫篩選能夠在不需要太多代謝背景的情況下發現更多的遺傳靶標，因此成為理性設計進化微生物的替代策略［13］。生物傳感器可通過高通量的方式進行文庫篩選，將胞內的代謝物轉換為易于檢測的物理信號，如可見光、熒光或生長優勢［33］。

由于紫色桿菌素生物合成途徑以L?色氨酸為底物，我們對該途徑進行了系統的表征。雖然紫色桿菌素生物合成途徑的4個產物都具有特定的顏色，但原紫色桿菌素和原脫氧紫色桿菌素的顏色并不明顯，通過紫外分光光度計檢測也沒有明顯的特征峰［29］，因此不適合作為生物傳感器。紫色桿菌素和脫氧紫色桿菌素同時生產會增加菌株的碳代謝負擔，對生物傳感器來說也無必要。因此需敲除vioD基因使菌株只生產脫氧紫色桿菌素。

原pVio質粒是為高產紫色桿菌素而構建的，過高的產量也會增加菌株的碳代謝負擔和生物傳感器的背景噪音。另外，一些研究表明，降低報告基因的表達水平有利于提高生物傳感器動態范圍［34］。在脫氧紫色桿菌素生物合成途徑中，第一個反應是由FAD依賴的L?色氨酸氧化酶VioA［35］將L?色氨酸催化成IPA亞胺。顯然，降低胞內VioA水平而使該反應成為限速步驟，將有利于該生物傳感器的開發。

調整生物傳感器性能的一個正交策略是改變VioA的動力學性質，而獲得動力學上不同的VioA的一個直接方法是從不同物種中尋找同源酶。該方法比設計Dug.B2的突變體要簡單得多，避免了基于結構生物學的分析、設計和實驗驗證。在構建pBL_415-420系列質粒的過程中，由于使用了不同的vioA基因，為控制變量，原始設計中的多順反子vioABCE操縱子被分成兩個操縱子：vioA和vioBCE，受兩個獨立的T7啟動子的控制，并在第二個T7啟動子前添加了一個T7終止子。這種設計避免了不同vioA序列引起的Dug.B2_vioBCE的翻譯差異。即使是同樣的RBSa序列，由于其后的vioA基因序列不同，該RBS也有不同的TIR。

生物傳感器的一個主要應用是原位檢測胞內代謝物，并將濃度信息轉換為易于檢測的信號［36］。在證明生物傳感器pBL_439能區分添加到培養基中的不同濃度的L?色氨酸后，仍需證明該生物傳感器也能識別L?色氨酸產量不同的大腸桿菌菌株。先前對L?色氨酸代謝的研究表明，某些基因靶點及其修飾表達對提高大腸桿菌L?色氨酸產量有重要作用［5］。例如，trpE和trpD編碼鄰氨基苯甲酸合成酶的兩個亞基，而反饋抑制不敏感的trpEM293T,S40L和trpD的過度表達是促進L?色氨酸合成的關鍵［37］。trpR編碼一個轉錄抑制因子，它負反饋調節色氨酸操縱子；tnaA編碼降解L?色氨酸的色氨酸酶；pheA編碼分支酸變位酶，負責合成L?色氨酸的競爭前體L?苯丙氨酸［26］，在大腸桿菌中敲除這3個基因（ΔtrpR ΔtnaA ΔpheA）也能增加色氨酸的產量。利用上述遺傳修飾的組合，一系列L?色氨酸產量不同的E. coli菌株被構建，并測試生物傳感器是否可識別這些菌株。

該生物傳感器的一個主要缺點是它只能在30℃下工作，而大多數L?色氨酸的生產過程都是在37℃［9］下進行的。在利用其進化工業菌株前，需探究在30℃和37℃時，L?色氨酸的產量是否存在正相關。另外，在引入以L?色氨酸為底物的異源途徑后，以大腸桿菌為宿主可合成大量的高附加值天然產物［38-39］，這些來自其他細菌、真菌和植物的相關異源基因的功能表達通常在低溫下進行，因此可直接利用我們的L?色氨酸生物傳感器篩選相關產物的高產菌株。

4 結論

本研究在大腸桿菌中系統表征了紫色桿菌素生物合成途徑，成功將其改造為L?色氨酸生物傳感器。通過RBS工程優化了VioA的表達水平，提高了生物傳感器的動態范圍。測試了不同物種的VioA，結合RBS工程，構建了一個性能極佳的L?色氨酸生物傳感器，可區分0-10 g/L外源添加L?色氨酸，動態范圍高達55倍。導入該生物傳感器的L?色氨酸產量不同的大腸桿菌在培養過程中即可憑肉眼被區分開來，避免了額外的檢測流程，縮短了檢測時間。因此該生物傳感器可通過結合高通量篩選等手段，為進一步提高L?色氨酸及其高附加值衍生物的工業化產量奠定堅實基礎。