中壓制備色譜法分離黑果枸杞中2 個矮牽牛素花色苷及其對胰脂肪酶的抑制活性

米 佳，張淥淘，祿 璐，魏佳儀，金 波，羅 青，閆亞美，曹有龍

（寧夏農林科學院枸杞科學研究所/國家枸杞工程技術研究中心，寧夏 銀川 750002）

黑果枸杞（Lycium ruthenicumMurr.），屬茄科（Solanceae）枸杞屬（LyciumL.），是近年來發現的多年生，抗旱、耐鹽野生枸杞資源，主要分布于我國西北地區，在歐洲和中亞地區也有少量分布[1]。黑果枸杞富含花色苷類化合物，其花色苷含量占干果質量的1.5%～3.2%，遠高于其他果蔬，是藍莓花色苷含量的1.7 倍[2]。花色苷是花青素在自然狀態下與各種單糖或雙糖結合在一起形成的糖苷類化合物[3]，黑果枸杞中富含不同于其他果蔬的花色苷，主要為芳香酸酰化的矮牽牛素花色苷及其同分異構體，有十余種[4]，其中含量最高的為矮牽牛素-3-O-蕓香糖(反式-對香豆酰基)-5-O-葡萄糖苷，其分子質量較大，結構同時具有矮牽牛素母核、芳香酸酰化、蕓香糖和葡萄糖糖苷化的特征，在食源性材料中較為少見[5-7]，研究發現黑果枸杞花色苷具有抗氧化、抗炎癥、提高免疫、降血脂、抗腫瘤、改善記憶力[8-14]等多種功效。

胰脂肪酶是水解膳食中脂質的酶，抑制其活性能夠降低人體對脂質的吸收，從而改善肥胖[15-16]。前期研究發現黑果枸杞花色苷提取物可與胰脂肪酶通過氫鍵和范德華力相結合，進而抑制胰脂肪酶的活性[17]，且單體矮牽牛素-3-O-蕓香糖(反式-對香豆酰基)-5-O-葡萄糖苷的活性高于粗提物[18]，是較好的胰脂肪酶活性抑制劑。研究還表明，不同的花色苷單體可能存在活性差異，黑果枸杞花色苷的抗氧化能力與其結構中A、B環上的羥基基團數目、酰化程度、糖配基種類有關聯[19-20]，黑果枸杞花色苷具有抑制胰脂肪酶活性的作用，但黑果枸杞中存在不同的矮牽牛素花色苷對胰脂肪酶抑制活性尚未進行研究。因此有必要從黑果枸杞中分離制備獲得不同的矮牽牛素花色苷單體，并比較其對其胰脂肪酶的抑制作用。

采用大孔樹脂、凝膠樹脂純化黑果枸杞主要花色苷的研究已有不少報道，但多采用柱體積較小的常壓柱，制備量小[21-22]，杜霞[23]采用flash C18柱（80 g，25～35 μm，100 ?）聯合中壓快速分離系統制備黑果枸杞花色苷，獲得了純度為60.0%的矮牽牛素-3-蕓香糖苷(對香豆酰)-5-葡萄糖苷，但目前對于同時制備2 個較高純度黑果枸杞矮牽牛素花色苷的方法鮮見報道。大孔樹脂、凝膠樹脂等與中壓制備色譜聯合用于純化多酚類物質具有快速、高效的效果，能從復雜的樣品中富集到微量化合物[24-25]。本研究在對8 種大孔樹脂對黑果枸杞花色苷的分離效果進行篩選后，選擇最適于黑果枸杞花色苷分離純化的大孔樹脂，與中壓制備色譜聯用分離純化黑果枸杞花色苷，并用LH-20凝膠樹脂進一步純化黑果枸杞花色苷，獲得純度較高的2 個黑果枸杞花色苷單體，采用超高效液相色譜（ultra-high performance liquid chromatography，UPLC）技術分析其相對純度，超高效液相色譜-串聯質譜（ultra-high performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry，UPLC-MS/MS）和核磁共振氫譜（1H nuclear magnetic resonance，1H NMR）技術對其結構進行鑒定，旨在為黑果枸杞花色苷的功效研究和開發利用提供基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

黑果枸杞為市售；AB-8、XAD-7、HPD100、ADS-7、D101、NKA-9、DA201、D4020大孔樹脂 北京索萊寶科技有限公司；Sephadex LH-20樹脂 美國GE公司；乙醇（食品級）、乙酸（色譜純）國藥集團化學試劑有限公司；甲醇（色譜純）美國ACS公司；氘代甲醇、氘代三氟乙酸 上海柏飛化工科技有限公司；其他試劑均為國產分析純。

1.2 儀器與設備

中壓制備色譜儀系統（C620 Control System，C605 Pump Module，C640 UV Photometer，C660 Fraction Collector）、R-300旋轉蒸發器 瑞士Büchi公司；TU1810紫外-可見分光光度計 北京普析通用儀器有限責任公司；DC-1006低溫恒溫槽 上海菁海儀器有限公司；QYC 200恒溫搖床 上海福馬實驗設備有限公司；1260高效制備液相色譜儀、C18色譜柱（4.6 mm×100 mm，1.8 μm）、ZORBAX SB-C18色譜柱（25 mm×250 mm，5 μm）美國安捷倫科技有限公司；H-class UPLC系統（ACQUITY PDA/ePDA檢測器）美國沃特世科技有限公司；Q-Exactive HF液相色譜-質譜聯用儀 美國賽默飛世爾科技有限公司；A-VANCE NEO 400 MHz NMR儀 德國布魯克科技有限公司。

1.3 方法

1.3.1 黑果枸杞花色苷的提取

黑果枸杞去除壞果、果柄等雜質，粉碎后過40 目篩，用4‰的鹽酸-無水乙醇溶液按料液比1∶30（g/mL）提取。在常溫條件下提取30 min，濾液過0.45 μm濾膜，濾渣繼續用相同方法提取2 次，合并濾液，45 ℃減壓濃縮，凍干后得到花色苷粗提物。

1.3.2 花色苷含量的測定

參考文獻方法[24]，用pH值示差法進行測定。

式中：A為吸光度；C為花色苷質量濃度/（mg/mL）；M為矢車菊-3-O-葡萄糖苷的分子質量（449.2 g/mol）；n為稀釋倍數；ε為消光系數（29 600 L/（mol·cm））。

1.3.3 大孔樹脂分離純化黑果枸杞花色苷

1.3.3.1 靜態實驗篩選樹脂

靜態吸附實驗：準確稱取經過預處理后的8 種大孔樹脂各6.000 g置于100 mL具塞三角瓶中，精密加入黑果枸杞花色苷粗提液50.00 mL，25 ℃、100 r/min振蕩24 h，在530 nm波長處測定剩余溶液的吸光度A1。按式（3）、（4）計算靜態吸附量、吸附率。

靜態解吸實驗：向已吸附飽和的10 種樹脂分別精密加入50 mL 70%乙醇＋0.4%鹽酸溶液，25 ℃、100 r/min振蕩24 h。在530 nm波長處測定解吸液吸光度。按式（3）～（5）計算吸附量、吸附率和解吸率：

式中：qe為花色苷吸附量/（mg/g）；A和D分別為吸附率/%和解吸率/%；C0和C1分別為吸附前和吸附后花色苷質量濃度/（mg/mL）；A0和A1為吸附前和吸附后花色苷在530 nm波長處吸光度；A2為解吸后530 nm波長處吸光度；m為樹脂的質量/g。

1.3.3.2 大孔樹脂靜態吸附-解吸動力學測定

將初步篩選出的3 種樹脂，進行花色苷靜態吸附和解吸的動力學實驗，方法同1.3.3.1節，在吸附和解吸過程中，每隔30 min取0.5 mL，在530 nm波長處測定吸光度，直到吸附和解吸平衡。分別以吸附率和解吸率為縱坐標，時間為橫坐標，繪制吸附解吸動力學曲線，確定純化花色苷最佳的大孔樹脂。

1.3.3.3 D101樹脂靜態吸附解吸條件優化

D101大孔樹脂對不同質量濃度枸杞花色苷的吸附效果：在室溫（25 ℃）下的恒溫振蕩器中，向裝有1.000 g D101大孔吸附樹脂的150 mL具塞三角瓶中分別加入不同質量濃度（0.010、0.018、0.036、0.051、0.100、0.137、0.153、0.180、0.200 mg/mL）的花色苷提取液50.00 mL，100 r/min振蕩吸附4.5 h，測定濾液中剩余花色苷質量濃度，計算吸附量，確定最佳進樣質量濃度。

花色苷溶液pH值對吸附效果的影響：用0.01 mol/L鹽酸將70%乙醇溶液調至不同pH值（1.0、2.0、3.0、4.0、5.0），并分別配制質量濃度為0.179 mg/mL花色苷溶液，各取50 mL裝入150 mL三角瓶中，各三角瓶中分別裝入處理后的大孔樹脂1.000 g，置于恒溫振蕩器中，以100 r/min吸附4.5 h。分別測定吸附前后的吸光度，計算大孔樹脂的吸附率。

乙醇體積分數對D101樹脂靜態解吸效果的影響：準確稱取已吸附飽和的大孔樹脂1.000 g裝入三角瓶中，分別加入50 mL體積分數50%、60%、70%、80%、90%的酸性乙醇溶液（pH 3.0），放于恒溫振蕩器中25 ℃、100 r/min解吸4.5 h，分別測定解吸前后花色苷的吸光度，計算解吸率。

1.3.3.4 D101大孔樹脂分離純化黑果枸杞花色苷

在Ф8 cm×100 cm的層析柱中，采用濕法灌柱，平衡后，將pH 3、0.180 mg/mL的花色苷粗提液以2.0 mL/min流速上樣，吸附，吸附平衡后，用蒸餾水洗去表面雜質，準備洗脫。

洗脫流速對動態解吸率的影響：選取不同流速（15、20、25、30 mL/min）70%乙醇溶液進行洗脫，收集流出液并測定不同體積流出液中花色苷質量濃度，計算花色苷的回收率。

純化后花色苷得率按式（6）進行計算：

式中：m1為純化后花色苷質量/mg；m0為花色苷上樣量/g。

1.3.4 Sephedex LH-20分離純化黑果枸杞花色苷

將D101大孔樹脂純化后的花色苷溶液繼續采用Sephadex LH-20聯合中壓制備色譜（Ф36 mm×460 mm）分離，柱壓為0.1 bar，花色苷溶液質量濃度為2.0 mg/mL，上樣量為10 mL，然后用體積分數為30%的酸性乙醇溶液洗脫，流速2.5 mL/min，每10 mL收集一管，合并相同組分，濃縮和凍干后，得到黑果枸杞花色苷P1、P2。

1.3.5 高效制備液相色譜分離純化黑果枸杞花色苷

用去離子水溶解適量花色苷單體，過0.45 μm微孔濾膜，即為分析用液。流動相A為15%甲醇-乙腈，流動相B為1%甲酸-0.1%三氟乙酸溶液。流速18 mL/min，柱溫25 ℃，檢測波長280 nm，進樣體積500 μL。梯度洗脫條件：0～11 min，15%～30% A、85%～70% B；11～15 min，30%～15% A、70%～85% B；15～18 min，15% A、85% B。按峰分別收集P1、P2純化組分，用于結構鑒定。

1.3.6 UPLC法檢測花色苷

用去離子水溶解適量花色苷單體，過0.45 μm微孔濾膜，即為分析用液。UPLC分析條件：流動相A為0.1%的甲酸水溶液；B為0.1%甲酸-乙腈溶液。洗脫梯度為：0～2 min，95% A、5% B；2～12 min，95%～75% A、5%～25% B；12～14 min，75%～50% A、25%～50% B；14～21 min，50%～20% A、50%～80% B；21～22 min，20% A、80% B；22～24 min，20%～95% A、80%～5% B；流速1.0 mL/min，柱溫30 ℃，進樣體積10 μL，檢測波長280 nm。

1.3.7 黑果枸杞花色苷P1、P2的結構鑒定

質譜條件：離子源為電噴霧電離源，掃描模式為正離子模式，加熱器溫度325 ℃，鞘氣流速45 arb，輔助氣（N2）流速15 arb，吹掃氣流速1 arb，電噴霧電壓3.5 kV，毛細管溫度330 ℃，透鏡電壓為55%，掃描模式為一級全掃描（Full Scan，m/z100～1 500）與數據依賴性二級質譜掃描（dd-MS2，TopN=5），分辨率為120 000（一級質譜）&60 000（二級質譜），碰撞模式為高能量碰撞解離。

NMR條件：用氘代甲醇與氘代三氟乙酸（9∶1，V/V）混合溶液溶解花色苷單體，進行1H NMR分析，操作溫度為300 K。

1.3.8 不同純度黑果枸杞花色苷對胰脂肪酶活性的抑制效果

參考文獻[17]方法研究黑果枸杞花色苷粗提物、D101大孔樹脂純化的黑果枸杞花色苷和黑果枸杞花色苷P1、P2對胰脂肪酶的抑制作用。

1.4 數據統計分析

2 結果與分析

2.1 大孔樹脂-中壓制備色譜法純化黑果枸杞花色苷

2.1.1 大孔樹脂的初篩

不同大孔樹脂對黑果枸杞花色苷的靜態吸附和解吸能力見表1。可以看出，大孔樹脂對黑果枸杞花色苷吸附具有一定的選擇性，靜態吸附率最好的是AB-8，靜態吸附能力高達99.038%，這是因為兩物質的極性越相似則范德華力越大更容易結合，AB-8型大孔樹脂是弱極性，因此與弱極性的花色苷更易結合[26]。但其解吸率較低，僅為79.806%。這是由于吸附能力較強的大孔樹脂在一定條件下，洗脫較困難，造成解吸能力下降。其次，吸附能力較好的是D101和D4020，吸附率分別為98.144%和98.076%。解吸率最好的樹脂是ADS-7，解吸率為95.161%，但該樹脂的吸附率較低，再之解吸率較好的是D101、D4020樹脂，解吸率分別為91.947%和89.768%。綜合考慮，選擇吸附和解吸效果均較好的D101和D4020大孔樹脂進行進一步的篩選。

表1 不同大孔樹脂靜態吸附與解吸能力對比Table 1 Comparison of adsorption and desorption capacity of different macroporous resins

2.1.2 大孔樹脂靜態吸附-解吸動力學

如圖1a所示，兩種樹脂對黑果枸杞花色苷的吸附均為快速增長平穩型。兩種樹脂對花色苷的0～90 min內吸附率增加較為迅速。隨著時間的延長，兩種樹脂對花色苷的吸附率逐漸平衡，且在390 min后逐漸平衡，平衡時，兩種樹脂的吸附率分別為96.19%和95.60%，D101樹脂的吸附率相對較好。

圖1 大孔樹脂的靜態吸附（a）和解吸（b）動力學曲線Fig.1 Adsorption (a) and desorption (b) kinetic curves of macroporous resins

從圖1b可以看出，在0～30 min內，D101和D4020兩種樹脂解吸率均為快速增長，在60 min后逐漸達到平衡，D101樹脂在180 min達到平衡，平衡時解吸率為91.34%。D4020樹脂在120 min基本達到平衡，平衡時解吸率為89.11%，所以D101樹脂解吸率較好。因此，確定D101樹脂為純化黑果枸杞花色苷的最佳樹脂。

2.1.3 D101大孔樹脂的靜態吸附及解吸條件優化

如圖2a所示，D101樹脂對黑果枸杞花色苷的吸附能力隨著花色苷粗提液質量濃度的增大而增大，并在花色苷粗提物質量濃度達到0.18 mg/mL時，基本達到飽和，這一結果為后續大孔樹脂-中壓制備色譜分離純化花色苷提供合適的進樣質量濃度。

圖2 D101大孔樹脂的靜態吸附及解吸條件優化Fig.2 Optimization of static adsorption and desorption conditions of macroporous resin D101

由圖2b可見，在pH 1～3之間，D101大孔樹脂對黑果枸杞花色苷的吸附率隨著pH值的升高逐漸上升，當花色苷溶液的pH值為3時，吸附率最高，并且顯著地高于其他pH值時，當pH繼續升高至5時，花色苷的吸附率迅速下降，因此選擇pH值為3的花色苷溶液進行上樣。

由圖2c可見，隨著洗脫液體積分數的增大，花色苷的解吸率先升高后降低，洗脫液乙醇體積分數為70%時，花色苷的解吸率最高，解吸效果最好。因此確定洗脫液為70%乙醇溶液。

由圖2d可見，隨著洗脫流速的增大，花色苷回收率增大，當洗脫流速為25 mL/min時，回收率最高為92.64%，繼續增大流速，回收率開始降低。因此選擇最佳洗脫流速為25 mL/min。

綜上，選擇D101大孔樹脂-中壓制備色譜分離純化黑果枸杞花色苷的工藝條件為：首先將pH 3、0.18 mg/mL的花色苷溶液在室溫下進行上樣，用70%乙醇溶液、流速25 mL/min進行洗脫，此時，花色苷得率為72.71%，所得純化的花色苷命名為S1。

2.2 凝膠樹脂中壓制備色譜純化黑果枸杞花色苷

將經過大孔樹脂純化后的花色苷溶液繼續采用Sephadex LH-20聯合中壓制備色譜進行純化，按峰收集組分，濃縮和凍干后，得到黑果枸杞花色苷組分P1和P2，得率分別為19.53%、45.34%。用UPLC在280 nm條件下檢測，如圖3所示，采用峰面積歸一化法計算相對含量，經大孔樹脂純化后，組分P1、P2的相對含量分別為18.22%和30.77%，經Sephadex LH-20純化后，P1、P2的相對含量分別為84.16%和81.48%，純度分別提高了3.62 倍和1.65 倍。

圖3 D101大孔樹脂純化（a）和Sephadex LH-20純化黑果枸杞花色苷P1（b）、P2（c）的UPLC圖Fig.3 UPLC chromatograms of anthocyanin fractions from L.ruthenicum Murr.purified with resin D101 (a) and Sephadex LH-20 (b and c)

2.3 花色苷結構鑒定

黑果枸杞花色苷質譜見圖4。花色苷P1，紫色粉末，[M＋H]＋m/z1 095.32，并且含有離子碎片m/z933.26表明失去了一分子的葡萄糖（m/z162），m/z771.21表明失去了一分子的葡萄糖（m/z162），m/z479.11表明失去了一分子的香豆酸（m/z146）和一分子的蕓香糖（m/z308），m/z317.06（M－308－146－162）表明P2有一個矮牽牛素配基（m/z317），1H NMR數據如表2所示，參考文獻[27-29]，推測所獲得的黑果枸杞花色苷P1為矮牽牛素-3-O-蕓香糖(反式-對香豆酰基)-葡萄糖苷-5-O-葡萄糖苷，其化學結構如圖5 P1所示。

圖4 黑果枸杞花色苷的一級和二級質譜圖Fig.4 Primary and secondary mass spectra of L.ruthenicum Murr.anthocyanins

圖5 花色苷的化學結構及其原子編號Fig.5 Chemical structures and atom number of anthocyanins

表2 花色苷的1H NMR（400 MHz）數據Table 2 1H NMR (400 MHz) data of the isolated anthocyanins

花色苷P2，紫色粉末，[M＋H]＋m/z933.26，并且樣品含有離子碎片m/z771.21表明失去了一分子葡萄糖（m/z162），m/z479.11表明失去了一分子的香豆酸（m/z146）和一分子的蕓香糖（m/z308），m/z317.06（M－308－146－162）表明P2有一個矮牽牛素配基（m/z317）。1H NMR數據如表2所示，參考文獻[19,29-30]，推測所獲得的黑果枸杞花色苷P2為矮牽牛素-3-O-蕓香糖(反式-對香豆酰基)-5-O-葡萄糖苷，其化學結構如圖5 P2所示。

2.4 不同純度黑果枸杞花色苷對胰脂肪酶的抑制效果

如圖6所示，隨著黑果枸杞花色苷粗提物質量濃度的增大，對胰脂肪酶的抑制率也不斷增大，當質量濃度為5 mg/mL時，對胰脂肪酶的抑制率為85.3%，大孔樹脂純化后的花色苷和P1、P2在質量濃度為0.1～0.5 mg/mL時，隨著質量濃度增大對胰脂肪酶抑制作用不斷增大，兩種純化后的花色苷在質量濃度小于0.2 mg/mL時，抑制作用差異不顯著，但質量濃度大于0.3 mg/mL時，經LH-20凝膠樹脂純化的花色苷對胰脂肪酶的抑制率顯著高于D101大孔樹脂純化后的花色苷。

圖6 黑果枸杞花色苷粗提物（a）和純化物（b）對胰脂肪酶的抑制效果Fig.6 Inhibitory effect of crude extract (a) and purified (b)anthocyanins from L.ruthenicum Murr.against pancreatic lipase

表3 不同純度的黑果枸杞花色苷對胰脂肪酶的IC50 Table 3 IC50 of anthocyanins of different purities fromL.ruthenicum Murr.against pancreatic lipase

由表3可見，S1和P1、P2對胰脂肪酶的半抑制濃度（IC50）分別為粗提物的34.7%、17.7%和15.9%，說明純度較高的黑果枸杞花色苷對胰脂肪酶抑制率效果更好。P1和P2的胰脂肪酶抑制活性相當。P1和P2的IC50值分別為0.250 mg/mL和0.224 mg/mL，已報道從紫娟茶中分離的飛燕草素-3-O-β-D-(6-(E)-對香豆酸)吡喃半乳糖苷和矢車菊素-3-O-β-D-(6-(E)-對香豆酸)吡喃半乳糖苷抑制胰脂肪酶的IC50值分別為0.55 mg/mL和2.47 mg/mL[31]，矢車菊素-3-O-葡萄糖苷抑制胰脂肪酶的IC50值為0.02 mg/mL[32]。可見從黑果枸杞中分離得到的矮牽牛素花色苷具有較好的胰脂肪酶抑制作用。

3 結論

用中壓制備色譜與D101大孔樹脂、Sephadex LH-20凝膠樹脂聯用，同時分離純化出2 個較高純度的黑果枸杞花色苷，方法便捷、成本低。大孔樹脂-中壓制備色譜分離純化黑果枸杞花色苷的最佳工藝條件為進樣液pH 3、花色苷粗提物質量濃度0.18 mg/mL、洗脫劑為70%乙醇溶液、流速25 mL/min，花色苷得率為72.71%。繼續采用Sephadex LH-20純化后，P1和P2的得率分別為19.53%、45.34%，相對含量分別為84.16%、81.48%，經鑒定，P1和P2分別為矮牽牛素-3-O-蕓香糖(反式-對香豆酰基)-葡萄糖苷-5-O-葡萄糖苷和矮牽牛素-3-O-蕓香糖(反式-對香豆酰基)-5-O-葡萄糖苷，P1和P2均具有較好的胰脂肪酶抑制活性，且顯著大于大孔樹脂純化的花色苷。該研究為黑果枸杞花色苷的規模化生產提供技術參考，同時為黑果枸杞花色苷的功效研究及高附加值產品的生產提供良好基礎。