高通量類器官培養及其在藥物篩選中的研究和應用進展

關鍵詞 類器官；微流控；高通量；自動化；藥物篩選；評述

藥物發現和開發是一個漫長、復雜且昂貴的過程，涉及藥物的識別、臨床前驗證和臨床試驗[1]。傳統方法使用二維（2D）貼壁細胞模型和動物模型進行藥物測試。細胞模型提供了一種簡單、穩定和低成本的方法，但細胞模型中細胞之間相互作用弱且不能形成高仿真的生理結構。動物模型作為藥物篩選和評價的重要模型，存在成本高、實驗周期長的問題，并且動物與人體具有物種間差別，對藥物的響應存在很大差異。研究表明，經過常規細胞模型和動物模型層層篩選的候選藥物在臨床試驗和批準階段的失敗率可高達90%[2-3]。

類器官是干細胞或者腫瘤細胞等體外培養自組裝而形成的三維細胞復合體，可形成與體內器官關鍵單元相似的結構和功能。類器官技術為人類生理和疾病研究提供了全新的、更接近真實生理學狀態的疾病模型，現已被廣泛應用于器官發育、發病機制、藥物篩選和精準醫療等研究領域[4-6]。在藥物篩選領域，為獲得可靠的結果需要大量的實驗樣本和數據，類器官的高通量生成和分析能力有助于減少偶然性和變異性。但是，在傳統基質膠圓頂的標準類器官培養方法中，細胞分化受到空間因素的影響較大，實驗可重復性較差[7-9]，并且類器官的生成通常需要數周甚至數月，無法實現高通量分析。因此，開發快速、高通量的類器官生成技術具有十分重要的現實意義。

本文對高重復性且利于下游分析的類器官微流控高通量培養技術、高通量給藥技術以及高通量結果檢測技術的研究進展進行綜述，對當前類器官在藥物篩選領域的典型應用進行介紹和分析，并對基于類器官的藥物篩選研究的未來發展前景進行了展望。

1 微流控高通量類器官培養技術

微流控是在微米級結構內對微量流體進行操控的技術。微流控系統具有試劑消耗少、分析通量高、易于集成化和自動化的優點，已被廣泛應用于藥物研發、環境監測和臨床診斷等領域。在類器官培養應用領域，微流控技術的引入可以更精準地調控類器官的生長微環境，提高仿真度，并且系統易于自動化和集成化，可高通量地獲得形態一致性更高的高仿真類器官[10-12]。高通量類器官培養首先基于高通量獨立單元中類器官的生成，根據類器官培養單元生成方式，可將微流控高通量類器官培養技術分為3 類：液滴類器官培養技術、微孔陣列類器官培養技術和微柱陣列類器官培養技術。

1.1 基于微流控液滴的類器官培養

微流控液滴技術具有快速、高通量的液滴生成能力，可有效減少試劑消耗，縮短培養時間，提升培養類器官尺寸的均一性，被廣泛應用于類器官培養方法的開發[13]。根據液滴生成方式，微流控液滴技術可分為多相流液滴技術和生物打印液滴技術。

1.1.1 多相流液滴類器官培養

基于多相流的液滴生成技術是通過操縱微通道中兩種或多種不互溶流體而生成大量液滴的技術[14]。基于油包水的微流控液滴技術使用重懸細胞的水溶液作為分散相和添加了表面活性劑的油相作為連續相，在微流控芯片內高通量地連續生成細胞液滴，經培養后得到尺寸可控的類器官。雖然將細胞封裝到液滴中的過程簡單且快速，但封裝的細胞無法從周圍的油相中獲得營養補充，因此細胞難以在液滴中保持長期的活力和功能[15-17]。改進的方案是使用含有水凝膠前體的細胞懸液替代純水相的細胞懸液，經微流控芯片生成細胞凝膠液滴后，凝膠固化得到各獨立的固體細胞凝膠微球，此后便可用水相培養液代替外圍油相進行營養供應，實現細胞的長時間培養?？捎媚z材質主要包括基質膠、海藻酸鹽、殼聚糖、瓊脂糖和聚乙二醇等，其中，細胞外基質衍生材料基質膠已被廣泛應用于類器官的培養[13，18]。Zhang 等[19]采用多相流技術實現了基質膠細胞液滴的生成（圖1A），通過溫度控制使基質膠液滴向固相微球轉變，并將其收集于培養皿中進行類器官的長期培養。采用該方法從健康的肝組織和肝腫瘤組織中培養出的類器官具有類似于親本組織的細胞群體和微觀結構。另一種策略是在溫和的全水條件下制造核殼狀水凝膠微膠囊[20-21]。Liu 等[21]利用海藻酸鈉和帶相反電荷的殼聚糖的相互擴散和界面絡合生成核殼狀的水凝膠膠囊（圖1B）。該技術可在1 min 內產生數百至數千個尺寸可控的細胞膠囊，凝膠外殼可限制內部細胞的尺寸和形狀，防止其過度生長，有助于提升類器官尺寸的均一性。此外，核殼結構可增強凝固后材料的強度，使其可在旋轉生物反應器中進行培養。Lu 等[22]用海藻酸鹽殼優化了基質膠微球，得到的核殼結構水凝膠膠囊培養于旋轉生物反應器中，充分的液流擾動可提高傳質效率，有助于類器官內干細胞群更高效地擴增。藻酸鹽殼可以保護類器官免受懸浮培養過程中的剪切力和冷凍保存過程中的潛在機械損傷，此外還可以被溶解以回收類器官。由于膠囊內傳質的增強，該研究培養的胃癌類器官具有更高的干細胞標志物Lgr5 和細胞增殖標志物Ki67 表達水平，表明該方法培養的類器官具有更高的干性和更高效的擴增能力。

1.1.2 生物打印液滴

盡管多相流液滴是高通量類器官生成的強大工具，但通常以液滴群的方式進行回收，很難對單個液滴進行獨立操作和測量。生物打印液滴能夠將液滴以陣列的形式打印在開放基板上或將其直接分配到與高通量檢測匹配的孔板中，從而解決后續的類器官培養單元的獨立問題。生物打印可以基于預設位置精確控制生物材料和細胞的空間沉積，具有高重復性、高通量和可控創建腫瘤模型的潛力，適用于高通量藥物篩選應用[23-26]。同時，由于對高通量的要求，藥篩應用領域的生物打印技術更強調其定位組裝細胞功能，而不是創建復雜仿生結構的能力。Lawlor 等[27]使用基于擠出的生物打印技術以3 秒每個的速度在96 孔板的不同孔內打印細胞和生物材料混合物，具有高度可重復性，培養的類器官的尺寸變異系數為1%～4%。Dong 等[28]采用基于液滴的3D 生物打印方法構建肺癌類器官陣列，使用海藻酸鈉、透明質酸和細胞粘附肽作為生物打印墨水，可在6 孔板的每個孔中打印生成12×12 陣列的類器官（圖1C）。Jiang 等[29]將多相流液滴生成與基質膠微球的3D 打印相結合，在不到10 min 的時間內生成100～1000 個類器官，并通過3D 打印機以大約每秒1 個類器官的速度將單個類器官接種至對應孔中（圖1D）。得益于基質膠液滴中的高細胞密度，類器官的生長時間以及類器官間均勻性得到顯著改善。

1.2 基于微流控微孔陣列的類器官培養

微孔是細胞聚集和3D 培養最常見的容器，可以通過微孔的結構特征控制類器官的尺寸和數量，并保障類器官尺寸的均一性。微孔陣列可通過模具法、銑削和3D 打印等方式產生，在高通量類器官培養方面具有很大的應用潛力，研究者開發了很多通過微孔進行高通量類器官培養的方法[ 30- 32]。Wiedenmann 等[31]制造了一系列六邊形PDMS 微孔，并在微孔中培養源自胰腺祖細胞的胰腺導管樣類器官，微孔的使用促進了胰腺祖細胞均勻聚集和類器官的形成（圖2A）?；谠撐⒖仔酒l現了與胰腺癌發生相關的導管標志物，進一步將類器官與基質細胞進行共培養，用于研究上皮和間充質信號傳導，展示了微孔陣列在類器官共培養研究中的潛力。類似地， Brandenberg 等[32]開發了U 型的水凝膠微孔，用于以無基質的方式從均勻的干細胞聚集體中高通量生成胃腸道類器官，采用該培養形式可實現數千個微孔陣列中類器官的實時分析。相同數量細胞在微孔內聚集培養可加速類器官的生成速度，并可同步化群體內異質細胞的生長，有助于增加培養類器官尺寸的均一性和重現性。每個微孔內聚集生長的單個類器官使得動態形態發生行為與下游測定（如免疫組化、DNA 或RNA 分析）一一對應成為可能。

但是，高通量的微孔培養給細胞接種、換液和后續藥篩試劑的加入帶來了挑戰。為簡化此過程，Hu 等[8]將微孔結構與疏水涂層結合，開發了一種具有疏水表面涂層的微孔芯片以取代傳統的96 孔板，用于培養肺癌類器官（LCOs）和測量LCOs 對納升規模藥物的反應（圖2B）。單個芯片（52 mm×37 mm）包含108 個微孔，凹陷微孔內親水，微孔周圍表面涂覆了一層超疏水涂層，多余的細胞懸液從芯片中移除時，細胞懸液可以在微孔陣列中自發保留形成均勻的液滴陣列，微孔中的試劑可以通過向芯片中加入沒過微孔的培養基再抽走多余液體進行整體更換，也可以通過預先制備與類器官位置匹配的液滴陣列進行單獨更換。在該芯片上培養的LCOs 顯示出與傳統孔板中培養的LCOs 相似的生長速率和活力，形成了親本腫瘤組織的3D 結構。另一種思路是將微通道與微孔結合，微通道可設置在微孔陣列的上方或下方，形成可灌流微孔。該方法已被用于胰島、肝臟和視網膜等多種類器官的培養和分析，不僅便于試劑的更新，也可實現類器官的仿真動態培養[7，33-35]。Fang 等[7]設計了含10×20 微孔陣列的微流控芯片，微孔與介質通道和壓力通道相連，基于外部泵送系統，介質通道可進行細胞和培養基的裝載，壓力通道可控制在微孔中生長的人結腸腫瘤類器官的周期性收縮，以模仿腸道肌肉的體內機械刺激。但是，外部泵送裝置的使用要求芯片具有密封結構，增大了芯片加工和使用難度?；谝何徊畹囊后w驅動方式無需額外的外部泵送裝置，也可用于動態類器官培養。Rajasekar 等[35]設計了一種微流控芯片用于血管化類器官的培養（圖2C），芯片上方采用類似于孔板的開放式設計，微孔底部加工微通道，允許培養基在孔間液位差的驅動下流動，無需額外泵送裝置。該芯片可同時培養多達128 個獨立灌注和血管化的結腸類器官，并可將類器官從孔中提取用于下游分析。在恒定流速灌注下生長的結腸類器官在增殖和表型表達上明顯優于傳統的靜態培養，為篩選潛在治療靶點和模擬相關疾病提供了有效的工具。

1.3 基于微流控微柱陣列的類器官培養

微流控微柱陣列是類器官生長培養的另一種易于實施的形式。微柱之間的間隙可用于細胞的捕獲、聚集和空間分離。Zhu 等[36]設計了一種由聚二甲基硅氧烷（PDMS）制成的微柱芯片（圖3A），允許在微柱陣列間進行細胞捕獲并可控地形成胚狀體，可實現腦類器官的原位分化和發育。將微柱陣列集成到灌流芯片中，可實現類器官的長期培養，還可研究動態流體對類器官發育和功能的影響。Wang 等[37]將灌流平臺與微柱陣列進行集成（圖3B），除了可在微柱陣列間隙之間形成大小均勻的胚狀體，進行肝臟類器官的特異性分化和原位長期培養之外，連續灌注培養液有利于營養物質的運輸和代謝廢物的清除，避免了傳統方法所需的多次換液操作。與靜態條件下培養的類器官相比，基于該灌流平臺的肝臟類器官顯示出更高的細胞活力和更高水平的內胚層基因和成熟肝臟基因表達。

同時，彼此獨立的微柱的端面也可作為細胞凝膠的接種平面，在此基礎上還可將微柱陣列與微孔陣列配合使用，實現微柱端面上含細胞的凝膠和微孔芯片中培養基的獨立控制，在高通量的條件下進一步簡化流程[38-40]。基于該形式， Muckom 等[40]實現了單個微柱芯片中500 多個類器官的并行高通量培養和無擾動的換液（圖3C），微柱上的類器官可連續培養80 d，消耗的試劑體積低于相應96 孔板規格的0.2%，充分展示了微柱-微孔陣列相互配合在簡化操作和減少試劑消耗方面的優勢。

2 高通量給藥系統

為了進行高通量藥物篩選，除了實現高通量類器官培養外，還要解決高通量藥物濃度梯度生成和輸送的問題。常規藥物篩選通常利用自動化移液工作站實現高通量藥液的配制和加入。在類器官培養單元微型化后，藥物配制和加入裝置也需要在體積方面實現匹配，因此，基于微流控技術的藥液濃度梯度生成和輸送裝置得到了廣泛應用[41]。微流控給藥方法按結構和工作方式不同可分為兩類：基于微通道網絡進行濃度梯度生成和給藥以及基于藥物液滴陣列進行高通量給藥。

2.1 基于微通道網絡的給藥系統

根據微通道結構的不同，微流控微通道自動化給藥裝置可分為并行微通道和樹狀分支微通道網絡兩類。并行微通道可獨立控制各個通道灌注的液體，實現不同種類藥物的并行加入[33，42]，便于不同藥物作用時間的控制。Schuster 等[33]基于并行微通道結構開發了高通量類器官培養和分析系統（圖4A），基于微流控微孔陣列預先進行類器官的培養，完成后在微孔平面上方可逆封合上具有不同流體通道的芯片層，用于灌注藥物。該研究中的單個芯片可并行實現10 個樣品20 個條件的高通量藥物篩選。并行微通道實現了類器官作用藥物的濃度、組合和時間的自動化精確控制，顯著簡化了操作流程，減少了差錯的發生概率。但是，該類裝置通常需要為各個并行通道配置不同藥物溶液并使用獨立的泵進行驅動，裝置的復雜程度和操作難度也隨著通道數的增加而顯著增大。

樹狀分支微通道網絡利用微尺度下低雷諾數層流擴散混合的原理，可實現自動并行藥物濃度梯度的生成，通過控制各輸入藥物的相對流速，作用于下游類器官的藥物濃度可以連續改變，顯著減少了泵的需求量[41，43]?；跇錉罘种⑼ǖ谰W絡自動濃度梯度生成技術結合微流控液滴的細胞培養技術， Song等[41]開發了一種高效的腫瘤類器官化療藥物評估平臺（圖4B）。海藻酸鹽凝膠微球中培養的胰腺癌類器官預先裝載于芯片的培養室中，設計了八級樹狀分支通道用于藥物濃度梯度的生成，實現了不同化療方案的高通量動態篩選。該研究比較了3 種不同患者來源的類器官的藥物敏感性，結果與患者的臨床數據一致。在樹狀分支網絡濃度梯度形成過程中，可能存在層流效應所導致的后續分支通道內的溶液混合不完全的情況， Wang 等[43]在樹狀分支通道的濃度梯度生成的基礎上設計了蛇形微通道混合器，蛇形的微通道結構有利于上游通道中層流狀態不同的藥物溶液的充分混合，配合接種在下游腔室中的類器官，可實現患者來源類器官不同種類藥物和濃度條件的篩選。由于樹狀分支微通道網絡上游入口的藥液種類受擴散距離限制，因此，在單一芯片上可同時施加的藥物種類受限，通常不超過3 種，并且不同通道中實際濃度需經過模擬和驗證才能確定。

2.2 基于陣列微結構的給藥系統

對于微孔或微柱類陣列排布的類器官，需要構建與類器官培養陣列位置相匹配的藥物液滴陣列，再將藥物液滴陣列與類器官培養陣列進行接觸即可實現高通量給藥。Lee 等[39]基于微柱的類器官培養法，將患者來源的100 個癌細胞或正常細胞包裹在50 nL 海藻酸鹽中，分配在微柱陣列端面上進行批量的類器官培養，培養完成后，再匹配預裝載有1 μL 藥液的微孔單元液滴陣列進行高通量給藥，最終在25 mm×75 mm 面積的陣列芯片上實現了432 個類器官的高通量藥物篩選測試（圖4C）。類似地， Hu 等[8]基于微孔實現了類器官高通量培養，通過自動化液體工作站制備了與微孔結構對應的藥物液滴陣列，最終將藥液陣列與微孔類器官凝膠陣列接觸，實現微孔類器官芯片的高通量給藥。相較于微通道給藥，基于藥物液滴陣列的給藥方式更靈活，可自由選擇使用的藥物和濃度，但要求類器官培養載體上方具有開放的空間可供藥液陣列接觸。與直接使用自動化液體工作站進行給藥相比，使用陣列微結構預先形成小體積藥物液滴陣列，對于一次性測試多個孔板/芯片的場景，可顯著降低細胞給藥操作的繁瑣程度，同時減少類器官批間給藥時間的差異。

3 高通量藥物篩選結果檢測

為了實現真正的高通量篩選，除了高通量類器官培養和給藥兩個環節外，高通量結果的檢測同樣不可或缺。在類器官藥物篩選中，細胞存活率和代謝活性是兩個最基本的檢測指標，通常使用酶標儀或顯微鏡進行結果檢測。酶標儀作為MTT、CCK8 和CTG 等方法的檢測儀器，可自動化高通量地進行結果檢測。通常，酶標儀僅能提供單一的細胞存活率的信息，通過結合酶聯免疫分析方法，也可實現生物標志物（如腎損傷標志物KIM-1[44]）的定量分析。

基于酶標儀的檢測方法要求類器官培養單元布局與常規多孔板兼容，對于不符合常規多孔板布局的定制化類器官陣列，酶標儀無法實現獨立類器官的信號檢測。使用顯微鏡進行顯微成像分析是高通量類器官藥篩結果檢測的另一種常見手段，可獲得比酶標儀檢測更豐富的信息。通過明場顯微成像，可獲得不同時間序列的類器官尺寸和形態變化信息。通過共聚焦顯微成像，使用鈣黃綠素-AM/碘化丙錠或鈣黃綠素-AM/乙錠同源二聚體的雙熒光染色法可對類器官中的活細胞和死細胞進行成像，通過對活/死細胞進行計數或對相應熒光強度進行分析，可獲得細胞存活率。但在常規類器官培養方案中，類器官通常被嵌入基質膠中培養，所得類器官分布在基質膠的不同深度位置上，這給顯微檢測快速準確定位成像焦平面造成了困難，基于微孔[32，45]或基質膠平面[45-46]的類器官培養方法可實現類器官在特定平面上的準確定位培養，由此可提高類器官成像速度。Gunasekara 等[46]開發了一種水凝膠特定平面定位培養結腸類器官的分析平臺。不同于常規類器官包埋的培養方法，該研究在孔板內基質膠的上表面培養結腸類器官，無需變焦即可快速掃描幾近于平面上的類器官，培養得到的類器官的細胞類型、極性和增殖與水凝膠包埋培養的類器官相似。得益于單平面的快速顯微成像，該平臺可在不到4 h 內檢測獲得2248 個結腸類器官的藥物反應。除了通過控制培養類器官的空間分布情況來提升檢測速度外，使用自動化高速成像分析儀也可實現高通量檢測。與普通手動操作的顯微鏡和激光共聚焦顯微成像儀不同，高內涵成像分析儀可實現高速高通量自動成像和高效多參數數據分析管理，能夠在單細胞水平上同時檢測化合物對細胞的多靶點和多參數的影響[44，47-48]。該技術能夠在復雜的培養環境中揭示化合物對類器官的作用機制，大大擴展了藥物篩選評價維度，提高了篩選的準確性，結合液體工作站，可在短時間內處理分析大量樣本，加速研究進程。Czerniecki 等[44]使用高內涵成像分析儀在15 min 內對384 孔板中的類器官進行自動快速熒光成像掃描，基于機器學習對熒光圖像進一步分析，實現了類器官的識別和多維表型鑒定。搭配液體工作站的自動化藥液操作，完成了腎類器官分化過程的優化，證明了高內涵成像分析儀結合液體工作站自動化體系在藥物毒性測試、疾病建模和疾病機理分析方面的巨大應用潛力。

除了上述基于酶標儀和顯微鏡的檢測手段外，微流控系統也可將各種傳感器集成于類器官培養容器中，這些傳感器將類器官的生化信號轉換為電信號直接讀出，可連續監測類器官在培養過程中分泌的相關功能分子水平[49-50]。連續監測類器官培養系統中生物標志物水平為藥篩結果評估提供了更豐富的時空信息[51-53]，可更好地理解和模擬生物體內復雜的細胞行為，有助于提高藥物篩選的效率和準確性。

4 類器官在藥物篩選中的應用

類器官的結構和功能相較于二維細胞和三維細胞球具有更高的仿真度，因此成為藥物篩選的理想模型。根據藥篩目的，可將類器官藥物篩選應用分為臨床藥物篩選和新藥測試兩大類。

4.1 臨床藥物篩選

由于患者個體的差異，抗癌藥物的臨床前篩選對于指導臨床治療具有十分重要的價值[28]?；颊邅碓吹漠惙N移植物（Patient-derived xenograft， PDX）可以重復傳代，保留了腫瘤結構和遺傳特征，可作為研究患者治療反應的模型。然而， PDX 價格昂貴且生成速度慢，限制了其在藥物篩選和精準醫療中的應用。相比之下，患者來源的腫瘤類器官（Patient-derived organoids， PDO）為臨床應用提供了速度更快、成本更低、通量更高的模型。PDO 特指干細胞來源于腫瘤活檢或手術切除樣本，并在體外培養得到的三維模型[4]。PDO 代表了新一代的體外腫瘤模型，可用于預測個體患者對不同抗癌藥物的臨床反應，可在一定程度上避免因個體腫瘤異質性導致的用藥失敗[54-55]。一些研究已經證實PDO 保留了原始腫瘤的基因組和組織學特征，可用于個性化癌癥治療[56-57]，目前已經成功建立了乳腺癌[58]、結直腸癌[59]、胃癌[60]、肝癌[61]、胰腺癌[62]、食管癌[63]、前列腺癌[64]、膀胱癌[65]和卵巢癌[56]等PDO，這些PDO 在篩選抗癌藥物、預測治療反應、優化免疫治療和識別預后生物標志物方面展現出巨大的應用潛力。Yao 等[64]以Ⅲ期臨床試驗患者直腸腫瘤活檢組織為來源，制備了80個類器官，成功率為77.0%～85.7%，并以細胞活力和類器官大小等指標評估了這些患者來源的類器官對5-氟尿嘧啶和伊立替康等抗癌藥物和放療的敏感性，整個評估過程可控制在4 周時間內（圖5A）。培養的直腸癌類器官反映了原始腫瘤的病理生理學特征， PDO對放化療的反應與患者實際臨床放化療的反應高度一致，由此證明了PDO在預測臨床直腸癌患者對放化療反應的能力。類似地， Vlachogiannis 等[54]基于71 名參加Ⅰ/Ⅱ期臨床試驗的患者建立了膽管癌、結直腸癌和胃食管癌的類器官生物庫并應用于臨床藥物的測試，測試結果與患者臨床藥物反應具有88%的一致性，證明了類器官在預測患者藥物反應方面具有應用能力。

雖然PDO在預測患者對抗癌治療反應方面的能力已得到廣泛認可，但采用常規方法構建PDO通常需要3～4周時間，耗時長且效率低，這在很大程度上阻礙了PDO藥物敏感性測試在臨床上的應用，尤其在面對僅能獲取含有少量細胞的活檢穿刺樣本時，常規類器官培養少量細胞需要經歷更長的增殖時間才能獲得足夠的細胞，以滿足后續的藥物篩選需求。針對該問題， Ding 等[67]使用多相流液滴微流控技術，從活檢穿刺的少量患者組織中快速生成數千個液滴，每個液滴中僅包含30～50 個細胞。該研究在14 d內完成了PDO腫瘤藥物的敏感性測試。Hu 等[8]設計了集成的超疏水微孔陣列芯片，可在納升尺度上操作液體，由此顯著減少了細胞和試劑的消耗。該研究證明了培養所得類器官在形態學、組織病理學、突變譜和基因表達等多方面與原始腫瘤的一致性。由于微孔孔徑在100 μm 的尺度范圍，無需對細胞進行長時間擴增，獲得的類器官可在1 周內完成臨床藥物的敏感性測試。藥物敏感性測試結果與臨床數據相符，證明了PDO在預測患者治療反應方面具有巨大的應用潛力。

4.2 新藥測試

新藥的開發過程漫長、復雜且成本高昂，即便是進入臨床階段的藥物，最終成功上市的比例低于10%，其中一個重要原因是目前臨床前藥物篩選所用的細胞和動物模型存在局限性[68]。臨床前研究采用合適的模型可加速藥物開發過程，提高臨床試驗階段的成功率。相比于二維細胞和球狀體，類器官是一個更能模擬體內環境的模型[68-69]，一些基于液滴、微孔和微柱的微流控技術已被應用于高通量類器官新藥測試研究中[28，39，68，70-71]。Hou 等[68]基于生物打印液滴技術與非細胞粘附表面，設計了一種與高通量藥物測試兼容的方法，可以在標準平底384 孔板和1536 孔板中生產均一的類器官，使用ATP 化學發光法進行快速的結果讀出。基于該方法完成了約3300 種臨床藥物的細胞毒性試驗，證明了類器官在高通量藥物毒性測試中的應用潛力。

人體是一個由多個器官組成的復雜系統，單一類器官雖然在一定程度上能對藥物做出仿真度更高的反應，但無法模擬體內多器官的復雜環境及其彼此之間的相互作用。近年來，研究者開發了多類器官組合研究體系，以更好地模擬藥物和器官相互作用[66，72]。Skardal 等[66]基于微孔和灌流通道，開發了一個多類器官共培養的微流控平臺（圖5B）。該平臺在公共培養基的循環灌流下支持多達6 種不同類型類器官（肝臟、心臟、血管、肺、睪丸、結腸或大腦）的共培養。集成在芯片上的類器官可長期保持高活性并表達功能性生物標志物。基于此平臺，無毒性的前藥被功能性肝臟類器官代謝，并產生影響相鄰類器官的有害代謝物，該過程展示了這種集成多類器官平臺在藥物安全性評估方面的應用價值。類似地，Tao 等[72]基于微孔和灌流通道，構建了源自誘導多能干細胞的肝和胰島類器官相互作用系統。微孔的結構使得培養的類器官具有較好的一致性，可灌流的連接通道實現了肝和胰島類器官的動態培養和相互作用，在系統中添加降糖藥物二甲雙胍可顯著改善高血糖引起的肝臟和胰島病理損傷，初步展示了該種類器官相互作用芯片系統在疾病模擬和藥物評估方面的可行性和較好的應用前景。

5 總結與展望

類器官技術在很大程度上彌補了傳統二維細胞模型與復雜人體之間的差距，將類器官應用于藥物篩選可顯著推進個性化醫療和新藥研發的進程。微流控技術具有微量和精確的流體控制能力，與類器官結合可精確控制類器官的生長和給藥過程，有助于實現類器官藥物篩選的標準化和自動化。微流控液滴、微孔和微柱類器官培養技術可實現類器官的高通量、高一致性培養，同時結合微流控的微通道網絡，可實現動態的類器官培養和高通量給藥。類器官能夠再現原始腫瘤的病理生理學特征及分子表型，通過使用患者來源的類器官進行個性化臨床藥物篩選，可為患者提供量身定制的治療方案。在新藥開發過程中，使用類器官進行早期藥物篩選和毒性評估，可有效降低臨床前藥物研發的風險和成本。

建立更高仿真度的類器官培養平臺將是一個長期的綜合目標，具體包括類器官的血管化和免疫化，特定類器官培養中物理、化學環境的重建以及多類器官共培養等。但是，高仿真度通常也會增加系統的復雜度，系統復雜度高又將限制培養和檢測的通量。因此，需要根據具體應用場景對仿真度和篩選通量進行適當平衡。基于高通量的仿真類器官培養平臺，類器官的培養條件可被進一步篩選優化，以在更短時間內生成成熟類器官，滿足臨床藥物篩選對時效性的需求。對于繁瑣復雜的類器官培養操作，需建立標準化的操作流程和類器官鑒定方法，在常規顯微成像和免疫組化、免疫熒光的基礎上，可發展類器官的基因組、轉錄組、蛋白組和代謝組等多組學方法，以保證系統在類器官培養方面的可重復性。為實現高通量的結果檢測，需要整體考慮前端的培養平臺與后端檢測裝置的兼容性。在最終的數據分析環節，如高內涵熒光顯微成像圖片和多組學數據分析方面，可引入人工智能算法，對數據進行自動化處理和深度挖掘?，F有的研究結果已初步證明了類器官臨床藥物篩選結果和患者臨床藥物響應的一致性，但仍需進一步開展大量類器官藥篩臨床研究，以充分驗證所開發模型的可靠性。

隨著微流控技術、組織工程技術和細胞生物學的發展和進步，更高仿真度、更快速和更低成本的類器官藥物篩選模型將會實現產業化，為腫瘤患者的個性化精準醫療和新藥的高效研制提供強有力的平臺支撐。