棘球蚴病與棘球絳蟲病診斷與檢疫方法研究進展

聶華明，余 華，嚴玉寶，楊光友，古小彬

（1.四川農業大學動物醫學院，四川雅安 625014;2.四川出入境檢驗檢疫局，四川成都 610041）

棘球蚴病（Echinococcusis）是帶科（Taeniidae）棘球屬（Echinococcus）絳蟲的中絳期幼蟲（棘球蚴）寄生于動物和人的肝臟、肺及其它器官而引起的人獸共患寄生蟲病，其成蟲寄生于犬、狐和狼等犬科動物的小腸引起動物棘球絳蟲病并成為人和動物棘球蚴病的主要疫源[1]。

本病呈世界性分布，主要流行于歐洲、非洲北部、亞洲、南美洲和大洋洲，在我國主要見于新疆、寧夏、青海、西藏、甘肅、四川阿壩和甘孜、云南迪慶、陜西北部和內蒙古西部等地[2]。目前全世界報道棘球屬絳蟲有6種，在我國分布有3種，即細粒棘球絳蟲（E.granulosus）、多房棘球絳蟲（E.multilocularis）和石渠棘球絳蟲（E. shiquicus）[1]。其中，嚴重危害人和動物具有公共衛生及檢疫意義的蟲種為：細粒棘球絳蟲和多房棘球絳蟲[3]。

對棘球蚴病及棘球絳蟲病的診斷與檢疫是防控本病的重要技術措施之一。目前報道棘球蚴病的診斷與檢疫方法有：以棘球蚴囊液抗原、原頭節抗原、分泌抗原以及重組抗原為基礎建立的免疫學診斷，以及X射線、超聲波、CT掃描和核磁共振等影象學方法；而動物棘球絳蟲病的診斷與檢疫方法有：蟲體檢查法、糞抗原檢測法和糞源PCR法[1，4]。通常可采用聯合多種方法從而提高診斷與檢疫方法的敏感性和特異性。本文論述了各種方法的應用及其優缺點。

1 棘球蚴病的診斷及檢疫

1.1 免疫學方法

免疫學方法診斷棘球蚴病具有快速、敏感、特異、價廉等優點，被廣泛應用于該病的診斷及檢疫中，輔以影象學診斷，可達到早期診斷的目的。天然抗原診斷具有高敏感性，但特異性不強。純化抗原的特異性較高，但敏感性卻有所降低[5]。

免疫學診斷在敏感性和特異性上存在缺陷，其運用也受一定的限制。有人提出用ELISA結合免疫印跡技術或arc5測試（用包囊液抗原和棘球蚴病患者血清進行免疫電泳試驗，產生了一條沉淀線，將其稱為弧5）是提高診斷敏感性的最佳方式之一[4]。

1.1.1 皮內試驗（IDT）

皮內試驗（IDT）診斷包蟲病操作簡單，敏感性高且易于現場應用但此技術抗原標準化難度較大、特異性較差。假陽性多見于癌癥、結核、腎病和蠕蟲病（尤其是各種絳蟲病），且IDT可使部分患者發生過敏反應[6-7]。

1.1.2 間接血凝試驗（IHA）

間接血凝試驗（ IHA）診斷棘球蚴病其敏感性和特異性較為理想。該技術是以戊二醛醛化紅細胞，再經鞣酸鞣化，用棘球蚴囊液抗原（SHF）致敏紅細胞后作IHA檢測，具有簡便、快速、敏感性高等優點[8]。

間接血凝試驗的改進措施主要包括：制備凍干的致敏紅細胞和熱穩定蛋白抗原，使其與新鮮血球具有相同的敏感性和特異性。制備包蟲IHAT凍干抗原和包蟲囊壁冰凍切片抗原，該抗原在-20℃可分別保存兩年和3個月。

1.1.3 酶聯免疫吸附試驗（ELISA）

ELISA方法是用已知抗原或抗體，定性或定量測定特異性抗體（間接法）或抗原（夾心法），據顯色反應的速率和強度判定結果。其優點在于簡便易行，不需要昂貴的儀器，敏感性高。

ELISA測定總IgG及各種抗體亞基可提高診斷特異性。有人用ELISA測定人IgG、IgG2、IgG3和IgG4對EgTPx（細粒棘球蚴原頭節抗原）的免疫反應，101例確診的細粒棘球蚴病人中發現總IgG陽性為83例（83%），IgG4陽性為14例（14%），IgG2和IgG3均為陰性[9]。

因包囊寄生部位不同，ELISA方法的敏感性在36%～90%之間波動，特異性在65%～96%之間波動；該法檢測肝包蟲病，其敏感性高于肺包蟲病[2]。包囊大小不同其敏感性也有所變化，陽性預測值（PPV）在寄生包囊>15cm時其敏感性為69.7%，包囊<15cm時為78.7%[10]。

因檢測樣品來源不同，其檢測結果也有明顯的差異。有人采集包蟲病人血清、唾液、尿液作ELISA檢測，結果顯示：血清、唾液、尿液的敏感性分別是72%，56%和84%，所有樣品的特異性都為76%，且尿檢與唾液檢測有顯著性差異[11]。

1.1.3.1 斑點酶聯免疫吸附試驗（Dot-ELISA）

應用該方法在棘球蚴病診斷中，以硝酸纖維素膜代替聚丙乙烯板作為反應載體，通過加樣抽濾使抗原均勻牢固地吸附于硝酸纖維膜上，簡化包被抗原過程，縮短酶標二抗與抗體抗原結合物反應的時間。也可用白色聚乙烯（PVC）或聚偏二弗乙烯（PVDF）代替硝酸纖維膜，減少血清稀釋誤差，且洗滌方便、快速[12-13]。

1.1.3.2 間接酶聯免疫吸附試驗

間接ELISA技術利用酶標記的抗抗體與已與棘球蚴抗原結合的抗體具有很強的診斷價值。賈紅等利用純化的EG95重組蛋白建立間接ELISA，檢測采自新疆的70份羊包蟲陽性血清和70份陰性血清進行檢測。結果表明該方法與新西蘭wallaceville動物研究中心提供的間接ELISA方法符合率為100%，阻斷試驗結果顯示與其他蛋白無交叉反應，批內變異系數介于3.8%～5.6%，批間變異系數介于5.7%～8.5%，結果表明該方法特異性強、敏感性高、重復性好[14]。

1.1.3.3 金黃色葡萄球菌A蛋白酶聯免疫吸附試驗（SPA-ELISA）

金黃色葡萄球菌A蛋白酶聯免疫吸附試驗（SPAELISA）以過氧化物酶標記SPA取代酶標第二抗體。并升高孵育溫度（41℃），縮短時間，以快速SPAELISA用以檢測101例包蟲病人血清，驗證陽性率為85.15%，特異性為 100%[15]。

1.1.3.4 親和素-生物素-酶復合物酶聯免疫吸附試驗（ABC-ELISA）

ABC- ELISA是利用親和素對生物的高度親和力，導入生物素的酶分子緊密結合，產生多級放大作用，提高診斷敏感性。該法比普通ELISA敏感性高出3～80倍，顯色更為清晰且能減少假陽性率。有人將ABC-ELISA和常規ELISA法進行了比較，證實ABC-ELISA法對那些抗體水平較低的包蟲病人更具有診斷價值[15]。

1.1.4 酶聯免疫電轉印跡法（EITB）

免疫印跡技術診斷棘球蚴病具有非常理想的診斷敏感性和特異性。包囊囊液抗原19，21和63 kDa亞基可用于免疫印跡診斷羊包蟲病，其敏感性為97.6%，特異性在100%。而8 kDa亞基作免疫印跡診斷，其敏感性可高達97.6%，且適合于早期診斷[16]。

經SDS–PAGE 分析，囊液抗原的特異性蛋白分子大小分別為29，45，58，68，98和116 kDa，免疫印記結果顯示116 kDa的囊液抗原為較佳的特異性診斷抗原，其特異性和敏感性分別為88%和84%，其交叉反應僅發生于幾種棘球屬絳蟲和囊蟲之間[17]。

1.1.5 免疫膠體金技術

膠體金作為標記物具有操作簡單，省事，無毒，無致癌性物質，無需昂貴儀器等特點。固相金斑免疫試驗（DIGFA）以微孔濾膜為固相載體，抗原抗體在膜上結合，滲濾濃縮促進反應，再以膠體金作為指示劑直觀顯色。郭志宏等利用快速診斷試劑盒對青海包蟲病人進行血清學診斷獲得良好效果[18]。馮曉輝等利用粗提的囊液抗原EgCF，純化的囊液抗原AgB，原頭蚴抗原EgP以及體壁抗原Em2都可作為診斷抗原建立固相金斑試劑盒，具有良好的特異性和敏感性[19]。

1.2 影像學診斷與檢疫

1.2.1 X射線

X放射儀很早就應用于棘球蚴病的診斷上，通過胸透診斷肺和肝的病變時能夠看到橢圓而邊緣界限清晰、質地均勻的完整包囊。

腹部X射線檢查時能夠檢查出肝包蟲鈣化情況，鈣化現象往往出現在外囊并且呈現典型的弧形，而內囊出現鈣化現象則顯示出斑影。X射線檢查肺棘球蚴病時，如果囊壁破裂則會出現以下現象：新月癥，雙弓現象與水上浮蓮現象[20]。

有人采用便攜式的X射線儀進行大規模流行病學調查，發現有5.5%的人患有包蟲病其中肺臟包蟲病的概率為1.1%。對于多房棘球蚴病的診斷很缺乏敏感性，因為在感染早期是很不容易發現[21]。

1.2.2 B超

B超與其他診斷發法相比具有無侵襲性、便宜的優點，它能區分囊腫與實質包塊，并能提示囊內膜的存在。在臨床診斷及流行病學調查中具有較高的應用價值[22]。世界衛生組織（WHO）公布了各類包蟲病的超聲學分類標準，通過與該標準的對比可得出該類棘球蚴病的確診結果。有人提出應用7.5兆赫的探頭，不但可加強囊壁的聲像顯示，而且使包囊之間、鈣化區、子囊和囊壁厚度等顯示更為清晰[23]。但超生診斷檢測羊肝棘球蚴病時敏感性較低，而羊肺棘球蚴病完全不能檢測[24]。

1.3 CT

1.2.3 CT技術密度分辨率高，斷面清晰，病變細節顯示良好，尤其克服了X平片等顯示不了的細小鈣化、液化等結構，對定性診斷很有幫助。

在CT檢查肺小葉動脈內包囊時利用影象對比度而加強囊壁顯影，可對包囊精準定位。在CT下囊壁的顯影加倍，血栓卻無變化，故包囊與血栓區分明顯[25]。

1.2.4 磁共振技術（MRI）

核共振技術（MRI）開始應用于泡狀包蟲病的診斷，特別適用于沒有發生鈣化的棘球蚴病診斷。該技術能檢測出包蟲寄生部位鄰近組織的詳細情況，為器官大面積切除和移植提供參考[26]。

2 棘球絳蟲病的診斷與檢疫

2.1 沉淀及計數法（SCT）

在犬科動物棘球絳蟲病診斷中，沉淀和計數法（SCT）一直被認為是最精準的檢測手段。該技術要求剖開犬類動物腸道，灌入生理鹽水進行孵育，刮取腸粘膜，收集腸道中的蠕蟲，在雙目顯微鏡下觀察腸粘膜沉淀并進行蟲體計數。該診斷手段敏感性高，但須以嚴格的防護措施為保障[27]。

2.2 檳榔堿誘瀉法

檳榔堿誘瀉法運用于活體犬科動物棘球絳蟲病的診斷與檢疫。將犬科動物灌服氫溴酸檳榔堿，30min～60min后通過檢測其排瀉物中的蟲體而進行棘球絳蟲病的診斷。該技術在評估糞抗原和糞源DNA檢測試驗中具有重要參考價值，其特異性高達100%且可用于定量研究。

然而，催瀉法在現場檢測中具有高危性且氫溴酸檳榔堿對犬科動物具有強烈的副作用。此外，該技術敏感性較低，運用于診斷細粒棘球絳蟲病時為38%，診斷多房棘球絳蟲病時為21%[27-28]。

2.3 糞抗原ELISA（Copro-ELISA）

帶科絳蟲（Taenia spp.）成蟲寄生于犬科動物的腸道，僅通過糞樣檢查從蟲卵形態學上對棘球絳蟲病進行診斷與檢疫十分困難。糞抗原ELISA（Copro-ELISA）用特定的抗體進行包被，能夠敏感地檢測出棘球絳蟲成蟲體壁抗原以及其分泌物抗原的存在。有學者運用糞抗原ELISA（Copro-ELISA）診斷細粒棘球絳蟲其特異性高達96%，通過氫溴酸檳榔堿誘瀉法驗證其敏感性在77%～88%之間。同時，該學者將糞抗原ELISA法與其它方法進行了比較分析顯示：糞抗原ELISA（Copro-ELISA）診斷棘球絳蟲病其總體敏感性和特異性都高于沉淀及計數法（SCT）和檳榔堿傾瀉法[29-30]。

糞抗原ELISA（Copro-ELISA）在早期診斷野生犬科動物自然感染棘球絳蟲病中也具有很高的應用價值。該技術可診斷出處于潛伏期的棘球絳蟲，且ELISA診斷效果與寄生蟲量有關。當寄生的成蟲體數量＞100時其敏感性好，而蟲體數量較少時其敏感性也隨之降低[27]。

為提高診斷敏感性，將細粒棘球蚴原頭蚴分泌抗原免疫兔獲得兔抗原頭蚴IgG，將其純化后偶聯上生物素酶類可檢測犬科動物糞中的分泌性抗原[31-32]。此外，在提高糞糞抗原ELISA（Copro-ELISA）診斷特異性方面，也有多項技術出現。利用雜交瘤細胞接種SCID小鼠制備EmA9單克隆抗體，用于Sandwich-ELISA可診斷紅狐感染多房棘球絳蟲病。也有人制備了兩種鼠抗細粒棘球絳蟲原頭蚴分泌抗原單克隆抗體（E.granulousus E/S IgM MAbs）分別命名為 EgC1和EgC2。將兩種單克隆抗體應用于犬科動物細粒棘球絳蟲病診斷，結果顯示該單克隆抗體在攻蟲后35天和試驗結束的55天都能發生良好反應，且未出現假陽性[33]。

該技術能同時應用于尸體和活體檢疫，從而可全面診斷與檢疫棘球絳蟲病，但由于與其他蠕蟲抗原有交叉反應，診斷結果與預期可能存在較大差異。

2.4 糞源PCR（Copro-DNA Test）

隨著分子生物學研究的深入，具有高特異性的PCR技術已經運用于診斷和檢測犬科動物糞便和糞便中分離出來的蟲卵。通過對樣品中分離出來的蟲卵進行PCR診斷，對細粒棘球絳蟲病的診斷敏感性達到78%，多房棘球絳蟲病的診斷敏感性為50%。該技術不僅能區分幾種形態學上相似的幾種帶科絳蟲蟲卵，而且能確定蟲卵量[34]。

2.4.1 糞樣中抽取DNA

糞源DNA診斷技術需要獲得足量且單一的樣品。用酚、氯仿等有機溶劑對糞樣進行反復抽提，離心上柱，盡量除去樣品中的蛋白質。也可通過將糞樣連續篩慮；或通過氯化鋅漂浮步驟，利用毛細管的虹吸原理獲得高純度蠕蟲蟲卵，減少PCR抑制物對擴增反應的干擾。然而在紅狐與犬糞PCR反映的抑制效應很少得到關注，故要求增加一個額外的孵化步驟以及一個洗脫DNA吸附的步驟[35-36]。

2.4.2 PCR

盡管從糞樣中分離蠕蟲蟲卵的方法已經得到很大的改進，很大程度上除去了PCR擴增抑制物，但PCR擴增之前應有再純化步驟。依靠設立對照擴增樣品，并且對于平行的每個擴增產物都摻加示蹤物，減少交叉污染。在PCR擴增緩沖液中加入牛血清蛋白（BSA）可提高擴增效率[35]。

2.4.3 多房棘球絳蟲（E. Multilocularis）

現今，U1 snRNA基因和線粒體12S基因應用于犬科動物腸道多房棘球絳蟲病的PCR診斷，但U1 snRNA基因特異性引物還能擴增出細粒棘球絳蟲（E.granulosus）馬株序列。通過巢式PCR擴增線粒體12SrRNA部分基因能特異地把多房棘球絳蟲（E.multilocularis）從細粒棘球絳蟲（E.granulousus）、狐 絳 蟲（Taenia ceassiceps）、泡 狀 帶 絳 蟲（Taenia hydatigena），馬堤絳蟲（Taenia martis）、鼠絳蟲（Taenia mustela）、羊帶絳蟲（Taenia ovis）、豆狀帶絳蟲（Taenia pisiformis）、多刺絳蟲（Taenia polyacantha）、鋸齒帶絳蟲（Taenia serialis）、巨頸帶絳蟲（Taenia taeniaformis）、中殖孔絳蟲（Mesocestoides leptothylacus）以及幾種從狐貍上分離出來的帶科絳蟲鑒別開來。將其應用于250只野生狐貍的絳蟲病糞源DNA診斷，通過腸內容物刮取術（ICS）驗證，其特異性為100%[37]。

2.4.4 細粒棘球絳蟲（E. Granulosus）

糞樣PCR診斷細粒棘球絳蟲病具有重要作用。據報該法檢測目標重復序列（EgG1HaeIII），整個基因為269 bp，目標片段為133 bp敏感性高，一枚蟲卵即可檢測。其電泳條帶亮度隨蟲卵數增加而增加，但該片段是帶科絳蟲中存在的高度保守序列，特異性較差[38-39]。

依據細粒棘球絳蟲線粒體基因COI設計出了一對通用引物對兼并引物：上游引物：5'-GTAAATAA MACTATAAAAGAAAYMC-3'，下游引物 ：5'-TCATA TTGTTTGAGKATYAGTKC-3'。應用于細粒棘球絳蟲6種蟲株和少節棘球絳蟲（E.oligarthrus）以及福氏棘球絳蟲（E.vogelia）的鑒別診斷。但該技術還沒有在糞便和環境材料診斷及檢疫上得到有效確認[40]。

在犬科動物棘球絳蟲病診斷中，糞源PCR技術耗材耗時，一般不作為常規診斷與檢疫手段。絳蟲卵不規則脫落，故定量PCR技術也僅局限于檢測一些來自少數動物的單個糞樣。進行糞源PCR診斷時抽取DNA量與蟲體腸道寄生的階段（一般指從感染原頭蚴后到排孕卵節片之前）有關，所以該技術作早期診斷效果不佳。

2.5 棘球絳蟲病的血清學診斷

用ELISA對犬腸道寄生的細粒棘球絳蟲和狐貍腸道寄生的多房棘球絳蟲診斷表明：診斷敏感性和特異性以及早期感染缺乏有效的特異性抗體都是本技術運用的障礙[41]。犬既是棘球絳蟲的中間宿主，也是其終末宿主，血清學診斷聯合糞抗原診斷或糞源DNA檢測能夠準確地反應犬棘球絳蟲病感染情況[42]。

3 結語

建立系統高效的診斷與檢疫手段對防控棘球蚴病與棘球絳蟲病具有重要意義。診斷與檢疫方法研究與疫苗研發相互促進，將推動包蟲病防治工程的發展。

棘球蚴病與棘球絳蟲病的診斷與檢疫方法存在的問題在于：缺少具有標準意義的診斷方法及抗原制備法。目前，動物棘球蚴病與棘球絳蟲病的診斷與檢疫最終可通過尸體剖解法進行確診，而人棘球蚴病以免疫學診斷方法輔以影像學檢查可達到較為理想的診斷效果。

今后尚需解決的問題是：尋找更多具有較高免疫學診斷價值的天然抗原與重組抗原；通過改變反應載體或者反應放大技術提高診斷與檢疫效率；棘球蚴線粒體基因篩選以促進棘球絳蟲糞源分子生物學診斷的發展。

[1]Moro P，Schantz P M. Echinococcosis：a review[J]. Int J of Infec Dis，2009，13（2）：125-133.

[2]彭毛. 玉樹縣放牧羊棘球蚴病感染情況調查[J]. 中國動物檢疫，2009，26（12）：43.

[3]Wang Z H，Wang X M，Liu X Q. Echinococcosis in China，a Review of the Epidemiology of Echinococcus spp[J].Ecohealth，2008，5（2）：115-126.

[4]Carmena D，Benito A，Eraso E. Antigens for the immunodiagnosis of Echinococcus granulosus infection： an update[J]. Acta trop，2006，98（1）：74-86.

[5]Eckert J，Deplazes P. Biological， epidemiological， and clinical aspects of echinococcosis， a zoonosis of increasing concern[J]. Clin Microbiol Rev，2004，17（1）：107-135.

[6]馮麗萍. 肝包蟲病的超聲聲像圖特征及其診斷價值[J]. 中國醫學影像學雜志，2009（1）：69-71.

[7]朱勇，柳建發. 棘球蚴病的免疫學診斷研究進展[J]. 地方病通報，2007，22（5）：116-118.

[8]Ghorbanpoor M，Razi Jalali M，Hoghooghi Rad N， et al.Detection of specif i c hydatid antigens and antibodies in serum and urine of experimentally infected sheep[J]. Vet parasitol，2006，142（1/2）：91-94.

[9]Margutti P，Ortona E，Delunardo F，et al. Thioredoxin peroxidase from Echinococcus granulosus：a candidate to extend the antigenic panel for the immunodiagnosis of human cystic echinococcosis[J]. Diagn Microbiol Infect Dis， 2008，60（3）：279-285.

[10]Manterola C，Cuadra，Mu oz S，et al. In a diagnostic test study the validity of three serodiagnostic test was compared in patients with liver echinococcosis[J]. J Clin Epidemiol，2005，58（4）：401-406.

[11]Sunita T，Dubey M，Khurana S，et al. Specific antibody detection in serum，urine and saliva samples for the diagnosis of cystic echinococcosis[J]，Acta trop，2007，101（3）：187-191.

[12]陳興旺，李調英， 楊筠，等. Dot-ELISA試劑盒在快速診斷包蟲病中的應用[J]. 寄生蟲病與感染性疾病，2005，3（2）：77-78.

[13]Siavashi M R，Taherkhani H，Rezaei K， et al. Comparison of dot-ELISA and sandwich ELISA diagnostic tests in detection of human hydatidosis[J]. Iran Biomed J，2005，9（2）：91-94.

[14]賈紅，劉丹，侯紹華，等. 羊細粒棘球蚴病抗體間接 ELISA檢測方法的建立[J]. 畜牧獸醫學報，2011，42（1）：65-70.

[15]張岐蜀，姜國華，胡小元，等. 棘球蚴病免疫診斷技術研究進展[J]. 中國獸藥雜志，2007，41（6）：26-28.

[16]安曉雪，余華，嚴玉寶，等. 細粒棘球蚴病診斷抗原研究進展 [J]. 動物醫學進展， 2010，31（4）：85-89.

[17]Simsek S，Koroglu E. Evaluation of enzyme-linked immunosorbent assay（ELISA）and enzyme-linked immunoelectrotransfer blot（EITB）for immunodiagnosis of hydatid diseases in sheep[J]. Acta trop，2004，92（1）：17-24.

[18]郭志宏，彭毛，李永壽，等. 青海省部分地區人包蟲病的流行調查[J]. 中國動物檢疫，2008，25（5）：32-33.

[19]Feng X，Wen H，Zhang Z，et al. Dot immunogold fi ltration assay （DIGFA）with multiple native antigens for rapid serodiagnosis of human cystic and alveolar echinococcosis[J].Acta trop，2010，113（2）：114-120.

[20]Khanfar N. Hydatid disease：a review and update[J]. Current Anaesthesia & Critical Care，2004，15（3）：173-183.

[21]Gavidia C M，Gonzalez A E，Zhang W，et al. Diagnosis of cystic echinococcosis，central Peruvian Highlands[J]. Emerg Infect Dis，2008，14（2）：260-266.

[22]李艷芳，李德壽. 海晏地區棘球蚴病流行情況調查[J]. 中國動物檢疫，2010，27（5）：38-38.

[23]Mohapatra M，Sahoo P，Pattnaik S， et al. Imaging of rupture cardiac hydatid cyst located on the interventricular septum with pulmonary embolism， a case report[J]. Indian J of Radiol Imaging， 2003，13（2）：203-205.

[24]Lahmar S，Chehida F B，Ptavy A， et al. Ultrasonographic screening for cystic echinococcosis in sheep in Tunisia[J]. Vet parasitol， 2007，143（1）：42-49.

[25]周東海，周海霞，雷軍強， 等. MRI 對肝包蟲病的診斷價值[J]. 中國臨床醫學影像雜志，2006， 17（7）： 381-384.

[26]Dursun M，Terzibasioglu E，Yilmaz R，et al. Cardiac hydatid disease ：CT and MRI findings[J]. A J Roentgenol，2008，190（1）：226-232.

[27]Torgerson P，Deplazes P. Echinococcosis： diagnosis and diagnostic interpretation in population studies[J]. Trends parasitol， 2009， 25（4）： 164-170.

[28]陳潔. 犬感染細粒棘球絳蟲的診斷研究進展及展望[J]. 新疆醫科大學學報， 2011， 34（3）： 251-253.

[29]Allan J，Craig P，Garcia Noval J， et al. Coproantigen detection for immunodiagnosis of echinococcosis and taeniasis in dogs and humans[J]. Parasitology， 1992， 104（2）： 347-355.

[30]Allan J，Craig P. Coproantigens in taeniasis and echinococcosis[J]. Parasitol Int，2006，55（S）：75-80.

[31]Benito A，Carmena D. Double-antibody sandwich ELISA using biotinylated antibodies for the detection of Echinococcus granulosus coproantigens in dogs[J]. Act trop， 2005， 95（1）：9-15.

[32]黃燕，David H D，Antone J， 等. 犬糞便棘球絳蟲抗原的雙抗體夾心酶聯免疫吸附試驗檢測法建立與應用[J]. 預防醫學情報雜志，2008，24（6）：407-411.

[33]Casaravilla C，Malgor R，Rossi A， et al. Production and characterization of monoclonal antibodies against excretory/secretory products of adult Echinococcus granulosus， and their application to coproantigen detection[J]. Parasitol Int，2005， 54（1）：43-49.

[34]Ziadinov I，Mathis A，Trachsel D，et al. Canine echinococcosis in Kyrgyzstan： epidemiology and transmission analysis incorportaing diagnostic uncertainty[J]. Int J for parasitol，2008，38 ：1179-1190.

[35]溫浩，張亞樓，Mathieu Bsrt J，等. 犬體內細粒棘球絳蟲和多房棘球絳蟲的混合感染[J]. 中國寄生蟲學與寄生蟲病雜志，2006，24（1）：10-13.

[36]Boufana B，Campos-Ponce M，Naidich A， et al.Evaluation of three PCR assays for the identif i cation of the sheep strain （genotype 1） of Echinococcus granulosus in canid feces and parasite tissues[J]. The American journal of tropical medicine and hygiene，2008，78（5）：777-783.

[37]Dinkel A，von Nickisch-Rosenegk M，Bilger B， et al.Detection of Echinococcus multilocularis in the def i nitive host：coprodiagnosis by PCR as an alternative to necropsy[J]. J Clin Microbiol，1998，36（7）：1871-1876.

[38]Abbasi I，Branzburg A，Campos-Ponce M， et al. Coprodiagnosis of Echinococcus granulosus infection in dogs by amplif i cation of a newly identif i ed repeated DNA sequence[J]. Am J of Trop Med Hyg，2003，69（3）：324-330.

[39]張亞樓， 溫浩，馬旭東，等. PCR方法診斷家犬感染細粒棘球絳蟲的特異性及在臨床診斷中的應用價值[J]. 中國地方病學雜志， 2006，25（5）：565-567.

[40]Cabrera M，Canova S，Rosenzvit M， et al. Identification of Echinococcus granulosus eggs[J]. Diagn Microbiol Infect Dis，2002，44（1）：29-34.

[41]Staebler S，Grimm F，Glaus T， et al. Serological diagnosis of canine alveolar echinococcosis[J]. Vet parasitol，2006，141（3/4）：243-250.

[42]Benito A，Carmena D，Joseph L，et al. Dog echinococcosis in northern Spain： comparison of coproantigen and serum antibody assays with coprological exam[J]. Vet parasitol，2006，142（1/2）：102-111.