益生乳桿菌的篩選研究

李姍姍，張俊娟，楊雪娟，韓俊華，Moneta Jadwiga，張柏林,2，裴家偉

(1.河北農業大學食品科技學院，河北保定 071001；2.北京林業大學食品科學系,北京 100083；3.河北科技大學生物科學與工程學院,石家莊 050018；4.羅茲技術大學發酵工程與工業微生物系,波蘭羅茲)

益生乳桿菌的篩選研究

李姍姍1，張俊娟1，楊雪娟1，韓俊華3，Moneta Jadwiga4，張柏林1,2，裴家偉1

(1.河北農業大學食品科技學院，河北保定 071001；2.北京林業大學食品科學系,北京 100083；3.河北科技大學生物科學與工程學院,石家莊 050018；4.羅茲技術大學發酵工程與工業微生物系,波蘭羅茲)

以分離保存的15株乳桿菌為研究對象，從中篩選益生乳桿菌兩株。通過檢測乳桿菌的疏水性和自聚性，得到表面疏水性和自聚性均較高的菌株為Ind-3、CH10和M8。其中，乳桿菌CH10和M8在模擬胃腸環境下活菌數均達到106mL-1以上。通過灌胃乳桿菌CH10和M8，表明小鼠體重增加明顯高與對照組，且實驗組小鼠糞便中的β-半乳糖苷酶活性明顯高于對照組。灌胃兩株乳桿菌后，小鼠腸道內雙歧桿菌與乳桿菌活菌數提高了，且腸桿菌、腸球菌和產氣莢膜梭菌的生長繁殖受到不同程度的抑制，而對照組無明顯變化。結果表明篩選出的兩株乳桿菌可以促進小鼠對營養物質的吸收，提高腸道內有益菌的數量，抑制有害菌的生長繁殖，或許能夠改善寄主腸道的微生態環境。

乳桿菌，篩選，腸道菌群

0 引言

益生菌是指能夠以一定數量存活并定植于宿主腸道內，通過調節腸道菌群平衡，對宿主健康發揮有益作用[1-3]，黏附定植于宿主腸道的能力是篩選優良益生菌菌株的重要指標之一[4]。通過評價菌株的表面疏水性和自聚集性，可以初步推斷菌株黏附能力的高低[5-6]。菌株在腸胃環境下的耐受能力也是反映其益生能力的重要指標之一[7-8]。益生菌活菌數只有達到106mL-1以上才能發揮其作用[9-10]，此外，通過宿主糞便微生物優勢種類的變化可以反映外源服用益生菌對菌群的調節效果[11-12]。

綜上，本文選擇了15株來源于不同食品中的乳桿菌菌株，評價了這些菌株的體外粘附效果，胃腸道環境的耐受性，以及口服這些菌株后宿主腸道糞便微生物中優勢種類的變化，以期為益生菌菌株的篩選和應用提供依據。

1 實驗

1.1 材料

供試菌株：供試乳桿菌菌株共15株（見表1），主要來源于面肥、泡菜、干酪等發酵性食品。

表1 實驗菌株

試劑：過氧化氫，分析純，二甲苯，分析純，胃蛋白酶，胰蛋白酶，牛膽酸鹽，脫脂乳。

純種昆系小白鼠。

培養基：乳桿菌采用MRS培養基培養；亞硫酸鹽-多粘菌素-磺胺嘧啶瓊脂培養基（SPS），用于產氣莢膜梭菌的選擇性培養和計數；VRBDA腸桿菌選擇性培養基，用于腸桿菌的選擇性培養和計數；Pfizer腸球菌選擇性瓊脂(PSE瓊脂)，用于腸球菌的計數培養；BBL瓊脂培養基，用于雙歧桿菌的選擇性培養和計數。

1.2 方法

1.2.1 菌體的活化培養

將冷凍干燥的供試菌株（參見表1）轉接于MRS液體培養基中，37℃培養24 h，以2%的接種量傳代兩次，37℃培養18 h,供實驗使用。

1.2.2 菌株疏水率測定

取培養18 h的菌液10 mL,6 000 r/min離心10 min，收集菌體，用PBS緩沖液洗滌兩次，調整受試菌體數至108mL-1（以PBS緩沖液為空白對照，600 nm下細胞懸浮液吸光值A0約為1.0）。取2 mL菌體懸液，加入400 μL二甲苯，振蕩，靜置5 min，分層，取水相，以PBS緩沖液為空白對照，600 nm下測量吸光值A，記錄，每個樣品做3個重復取平均值記錄結果。

菌株表面疏水率計算公式：疏水率H=[（A0-A）/ A0]×100%)。

1.2.3 菌株自聚集性測定

取培養18 h的菌液10 mL，6 000 r/min離心10 min，收集菌體，用PBS緩沖液洗滌兩次，調整受試菌體數至108mL-1（以PBS緩沖液為空白對照，600 nm下細胞懸浮液吸光值A0為1.0左右）。取調整濃度后的菌懸液4 mL，振蕩10 s，室溫靜置。每隔一小時取0.1 mL上清移至有3.9 mL的PBS緩沖液的試管中，振蕩10 s，并以PBS緩沖液為空白對照，測定該菌懸液在600 nm處的吸光值（At）,記錄，每個樣品做3個重復取平均值記錄結果。

自聚集性計算公式：自聚集性%=[（A0-At）/A0]× 100%。

1.2.4 菌株胃腸環境耐受性測定

（1）耐酸性實驗。按2%接種量接種至20 mL MRS液體培養基中，37℃培養18 h，6 000 r/min離心10 min，收集菌體，用滅菌后鹽酸溶液（以20 mL，質量分數為0.85%的生理鹽水為基礎,用體積分數37%的鹽酸將其調至pH值為2.5）調整菌體數至108mL-1，37℃分別培養0，1，2，3，4，5，6 h后取樣，以將菌體加入20 mL滅菌生理鹽水作為對照，活菌計數方法參見文獻[13]。

按2%接種量接種至20 mL的MRS液體培養基中，37℃培養18 h，6 000 r/min離心10 min，收集菌體，用滅菌后的牛膽酸鈉溶液（以20 mL，0.85%的生理鹽水為基礎加入牛膽酸鈉，將牛膽酸鈉溶液濃度調整至0.3%，pH值為6.8）調整菌體數至108mL-1，37℃培養0，1，2，3，4，5，6 h后取樣，以將菌體加入20 mL滅菌生理鹽水作為對照，活菌計數方法參見文獻[13]。

（2）胃蛋白酶耐受性測定。按2%接種量接種至20 mL的MRS液體培養基中，37℃培養18 h，6 000 r/min離心10 min，收集菌體，將滅菌后的模擬胃液（以20 mL，質量分數為0.85%的生理鹽水為基礎，用體積分數37%的鹽酸將其調至pH值為2.5，滅菌后加入質量濃度為5 g/L的無菌胃蛋白酶溶液）調整菌體數至108mL-1，37℃分別培養0、1，2，3，4，5，6 h后取樣，以將菌體加入20 mL滅菌生理鹽水作為對照，活菌計數方法參見文獻[13]。

（3）胰蛋白酶耐受性測定。按2%接種量接種至20 mL的MRS液體培養基中，37℃培養18 h，轉速為6 000 r/min下離心10 min，收集菌體，將滅菌后的模擬腸液（以20 mL，質量分數為0.85%的生理鹽水為基礎加入質量濃度為10 g/L的無菌胰蛋白酶溶液）調整菌體數至108mL-1，37℃培養0，1，2，3，4，5，6 h后取樣，以將菌體加入20 mL滅菌生理鹽水作為對照，活菌計數方法參見文獻[13]。

1.2.5 菌株對小鼠生長及其腸道菌群的影響

（1）菌懸液制備。按照2%的接種量接入1 000 mL MRS液體培養基中，37℃厭氧培養18 h，離心收集菌體，無菌生理鹽水離心洗滌2次，將菌體沉淀懸浮于滅菌的12%脫脂乳中，調整菌體數至1×109mL-1。

（2）實驗動物分組。將小鼠隨機分籠，自由采食飲水，控制一定的溫度（23±2）℃，濕度（47±2）%，預飼養6 d。之后每隔一天稱重一次，隨機平均分成3組，分別為對照組、M8灌胃組、CH10灌胃組，每組8只小鼠。

（3）灌胃。每日上午10時，對各組小鼠進行灌胃，每日一次，每次每只灌胃0.5 mL，連續灌胃10 d。對照組小鼠灌胃無菌脫脂乳（12%），M8灌胃組小鼠灌胃含菌株M8的脫脂乳菌懸液（1×109mL-1），CH10灌胃組小鼠灌胃含菌株CH10的脫脂乳菌懸液（1×109mL-1)。

（4）菌株對小鼠體重的影響。自灌胃開始，每日定時對各組小鼠進行稱重，連續稱重10 d，記錄結果。

（5）小鼠糞便中β-半乳糖苷酶活性分析。建立ONP標準曲線，方法參見文獻[14]。取灌胃0，2，4，6，8，10 d的小鼠糞便各1 g置于10.0 mL生理鹽水中，混勻，靜置，取上清，過濾，37℃水浴10 min，取1.0 mL加入4.0 mLONPG溶液（濃度為0.02 mol/L），靜置30 min，加入5.0 mL冷Na2CO3（濃度為0.5 mol/L），終止反應，以不加樣品的空白試劑為對照，在420 nm波長下測定吸光值。在本實驗中規定：以單位質量（g）樣品在單位時間（min）催化生成的ONP的量（μmol）作為β-半乳糖苷酶的一個活力單位U。

（6）糞便采集及活菌計數。分別取灌胃0，2，4，6，8，10 d無菌采集新鮮糞便，裝于事先滅菌的EP管中，每組實驗小鼠收集3個糞便標本。

稱取0.1 g糞便標本，放入含有9.9 mL無菌生理鹽水的試管中，震蕩混勻，制得1∶100的樣品勻液。依次做10倍梯度稀釋，根據預實驗的結果，選擇2～3個合適的稀釋度分別置于MRS，BBL，VRBDA，PSE和SPS選擇性培養基上。進行菌落特征觀察、革蘭氏染色、鏡檢以及菌落計數（見表2）。

表2 小鼠糞便微生物檢測指標[15-16]

（7）腸道菌群調節標準[17]

標準1：雙歧桿菌或乳桿菌增加，產氣莢膜梭菌減少或不增加，擬桿菌、腸桿菌或腸球菌增加但增加的幅度小于雙歧桿菌或乳桿菌。

標準2：雙歧桿菌或乳桿菌增加，產氣莢膜梭菌減少或不增加，擬桿菌、腸桿菌或腸球菌減少或無明顯變化。

1.2.6 數據分析

采用SPSS17.0統計軟件對實驗數據進行統計分析，做t檢驗，所有實驗均重復3次，實驗數據采用平均值±標準差表示。

2 結果

2.1 供試菌株的疏水性

來源不同的15株乳桿菌（參見表1）表面疏水性測定結果如圖1所示。由圖1可以看出，不同菌株之間表面疏水性存在顯著差異，其中菌株Ind-3（31.75± 1.46）%，CH10（29.81±1.27）%和M8（22.45±1.74）%的表面疏水性較高，這3株乳桿菌可能具有較強的黏附性。

2.2 供試菌株的自聚集性

15株乳桿菌（參見表1）的自聚集性測定結果如圖2所示。由圖2可以看出，菌株的自聚集性與其表面疏水性具有高度的一致性，即表面疏水性高的乳桿菌菌株也具有較強的自聚集性，其中，自聚集性大于80%的菌株[18]分別為Ind-3（98.23±1.64）%、CH10（93.79± 5.56）%和M8（81.67±3.24）%。故選定乳桿菌菌株Ind-3、CH10和M8進行下一步的研究工作。

2.3 菌株胃腸環境耐受性

2.3.1 低pH 值耐受性

通常，菌株進入腸胃后，遇到的主要逆境是胃腸中的低pH值環境，因飲食不同，胃部的pH值變化在1.5到5.0之間，若供試菌株能在pH值為2.5的環境中具有高的存活率，則有機會在后續的逆境中生存下來。因此，本研究觀察了初篩獲得的3株乳桿菌在pH值為2.5下37℃厭氧培養6 h的活菌數，以評價菌株對胃酸環境的耐受能力（見圖3）。由圖3可以看出，在模擬的胃酸環境中經6 h處理后，菌株CH10活菌數為（1.88±0.18）×106mL-1，菌株M8的活菌數為1×108mL-1，均超過106mL-1，具有較強的胃酸環境耐受性[19]。在酸性環境下，菌株Ind-3經3 h處理后，活菌數已降至（1.82±0.25）×106mL-1，6 h處理后活菌數僅為（3.95±0.38）×103mL-1，遠遠小于106mL-1。顯然，菌株Ind-3耐受胃酸環境較差，無法滿足在胃酸條件處理6 h后活菌數對數值下降應小于2的益生菌篩選標準[9]。故后續的實驗將以CH10和M8作為受試菌株進一步研究。

2.3.2 膽汁酸鹽耐受性

人體小腸中膽汁質量濃度為0.3～3 g/L，具有較強抑菌能力。因此，膽汁鹽耐受力是益生菌篩選的重要指標之一[7]。將牛膽酸鈉溶液質量濃度調至3 g/L，培養乳酸菌0～6 h，其活菌數變化情況如圖4所示。由圖4可以看出，菌株CH10和M8對膽鹽均有一定的耐受能力。其中，菌株M8在0～4 h培養過程中活菌數幾乎沒有太大變化，4 h時其活菌數仍保持在108mL-1以上；但在4～5 h其活菌數下降較快，6 h時活菌數為106mL-1。菌株CH10在培養0～6 h內活菌數變化不大，仍能保持在108mL-1以上。兩株菌在培養至6 h時活菌數對數值下降均小于2，即活菌數均在106mL-1以上，其中菌株CH10的膽鹽耐受性強于菌株M8。

2.3.3 胃蛋白酶耐受性測定

在pH值為2.5，質量濃度為5 g/L的胃蛋白酶液中作用0～6 h后，兩株乳桿菌活菌數變化情況如圖5所示。由圖5可以看出，菌株CH10和M8均對胃蛋白酶具有較強的耐受力，兩株菌培養6 h后，其活菌數均在106mL-1以上，對數值下降均小于2，即活菌數均在106mL-1以上。若排除pH值對活菌數的影響（見圖5），顯然胃蛋白酶對菌株CH10和M8活菌數的影響有限。

2.3.4 胰蛋白酶耐受性測定

菌株CH10和M8在質量濃度為10 g/L的胰蛋白酶液中作用0～6 h，活菌數變化情況如圖6所示。由圖6可以看出，菌株CH10和M8均對胰蛋白酶具有較強的耐受力，菌株M8的耐受性相對菌株CH10來說稍弱。兩株菌的活菌數在0～6 h的作用過程中對數值下降均小于2，即活菌數均在108mL-1以上。

2.4 菌株對腸道菌群的調節作用

2.4.1 對小鼠體重的影響

連續灌胃10 d期間，小鼠體重變化如圖7所示。由圖7可以看出，灌胃后，與對照組小鼠體質量相比，灌胃菌株CH10和M8的實驗組小鼠體重都呈增加趨勢，飼喂乳桿菌6 d后，小鼠體質量增加量均高于對照組，且差異顯著，表明兩株乳桿菌或許有促進小鼠吸收營養物質，改善體質量的效果。

2.4.2 小鼠糞便中β-半乳糖苷酶活性的變化

有研究表明，β-半乳糖苷酶的活性與腸道菌群組成緊密相關，當腸道中的益生菌占優勢時，β-半乳糖苷酶的活性高，反之則低，因此酶活力的變化可以為腸道微生態環境的改善提供指示作用[20]。

圖8為灌胃菌株CH10和M8對小鼠糞便中β-半乳糖苷酶活性的影響。由圖8可以看出，灌胃乳桿菌組的小鼠糞便中β-半乳糖苷酶活性明顯高于對照組，顯示外源服用兩株乳桿菌能夠改善腸道的微生態環境。因此，服用菌株CH10和M8或許能夠起到調節腸道菌群的作用。

2.4.3 對小鼠腸道乳桿菌的影響

灌胃后，對照組乳桿菌數量與灌胃前相比無顯著差異；而灌胃菌株CH10和M8的小鼠糞便中的乳桿菌數量較灌胃前明顯增加，灌胃10 d后，兩實驗組均比對照組高出一個數量級。進一步，灌胃菌株CH10和M8兩個實驗組小鼠糞便中的乳桿菌數量無顯著差異。這表明，外源服用這2株乳桿菌，可以促進小鼠腸道菌群中乳桿菌數量的增殖，但增殖效果并無明顯的菌株差異。

2.4.4 對小鼠腸道中雙歧桿菌的影響

灌胃后，對照組雙歧桿菌數量與灌胃前相比無顯著差異；而CH10組和M8組雙歧桿菌數量與灌胃前相比，顯著高于對照組；菌株CH10組和菌株M8組雙歧桿菌數量無顯著差異。這表明，外源服用這2株乳桿菌，可以促進小鼠腸道菌群中雙歧桿菌數量的增殖，但增殖效果并無明顯的菌株差異。孟祥晨等運用動物試驗方法研究了雙歧桿菌對正常小白鼠腸道菌群的影響，得出結論與本研究一致[21]。

2.4.5 對小鼠腸道腸桿菌的影響

灌胃后，對照組腸桿菌數量與灌胃前（0 d）相比呈上升趨勢，菌株CH10組和菌株M8組腸桿菌數量與灌胃前相比有所減少，但無顯著差異，且這兩實驗組間的腸桿菌數量無顯著差異。這表明，外源服用這2株乳桿菌對小鼠腸道腸桿菌的繁殖具有一定的抑制性，但抑制效果并無明顯的菌株差異。張和平等通過灌胃法研究乳桿菌對攻毒小鼠腸內菌群的影響，得出結論與本研究一致[22]。

2.4.6 對小鼠腸道腸球菌的影響

與灌胃前（0 d）相比，對照組小鼠糞便中腸球菌數量呈上升趨勢，而灌胃兩株乳桿菌實驗組小鼠腸道腸球菌數量均呈下降趨勢。灌胃10 d后，在乳桿菌實驗組，小鼠腸道內的腸球菌數明顯低于對照組。與菌株M8組相比，灌胃菌株CH10組的小鼠腸道內腸球菌數與對照組相比差異極顯著。這表明，外源服用唾液乳桿菌CH10和小鼠乳桿菌M8可以有效抑制小鼠腸道腸球菌的增殖，且菌株CH10的抑制效果優于菌株M8。

2.4.7 對小鼠腸道產氣莢膜梭菌的影響

與灌胃前（0 d）相比，對照組灌胃后小鼠糞便中產氣莢膜梭菌數量呈上升趨勢，而兩株乳桿菌灌胃10 d后，小鼠腸道中的產氣莢膜梭菌數均低于對照組三個數量級以上。灌胃菌株CH10組小鼠糞便中的產氣莢膜梭菌數量與灌胃菌株M8組無明顯區別。這表明，唾液乳桿菌CH10和小鼠乳桿菌M8都可以抑制小鼠腸道中產氣莢膜梭菌的增殖，且菌株CH10和菌株M8的抑制效果無顯著差異。

綜上所述，給小鼠飼喂活菌數1×109mL-1的唾液乳桿菌CH10或小鼠乳桿菌M8，能夠有效的改善腸道內乳桿菌和雙歧桿菌等有益菌的數量，抑制有害菌（腸桿菌、腸球菌、產氣莢膜梭菌）的生長繁殖。根據腸道菌群調節標準可知，唾液乳桿菌CH10和小鼠乳桿菌M8具有調節宿主腸道菌群平衡的效果。

3 結論

（1）基于疏水性和自聚性測定初步篩選出黏附較強的菌株，通過進一步檢測菌株腸道環境的耐受性，篩選出腸道內可能發揮作用的菌株，在確定候選菌株分類地位的基礎上，再利用小鼠模型評價了候選菌株維持腸道菌群平衡的效果，形成了一種篩選益生乳桿菌菌株的技術流程。

（2）利用該方法，初步篩選到2株潛在的益生乳桿菌，即唾液乳桿菌CH10和小鼠乳桿菌M8作為進一步的候選菌株。

[1]LARA-VILLOSLADA F,OLIVARES M,SIERRA S,et al.Beneficial Effects of Probiotic Bacteria Isolated from Breast Milk[J].British Journal of Nutrition，2007(98):96-100.

[2]顧瑞霞,伊萌.乳酸菌抗腫瘤特性的研究進展[J].中國微生態學雜志.1999,11(4):253-255.

[3]RIJKERSG T,BENGMARK S,ENCK P,et al.Guidance for Substantiating the Evidence for Beneficial Effects of Probiotics:Current Status and Recommendations for Future Research[J].The Journal of Nutrition.2010,140(3):671-676.

[4]BERNET M F,BRASSART D,NEESER J R,et al.Adhesion of Human Bifidobacterial Strains to Cultured Human Intestinal Epithelial Cells and Inhibition of Enteropathogen-cell Interactions[J].Applied and Environmental Microbiology.1993,59(12):4121-4128.

[5]JONES D S,GORMAN S P,MCCAFFERTY D F,et al.The Effect of Three Non-antibiotic,Antimicrobial Agents on the Surface Hydrophobicity of Certain Micro-organisms Evaluated by Different Methods[J].The Journal of applied Bacteriology.1991,71(3):218-227.

[6]DEL R B,SGORBATI B,MIGLIOLI M,et al.Adhesion,Auto-aggregation and Hydrophobicity of 13 Strains of Bifidobacterium longum [J].Letters in Applied Microbiology,2000,31:438-442.

[7]趙瑞香,孫俊良,李元瑞等.嗜酸乳桿菌抗酸抗膽汁鹽能力的研究[J].西北農林科技大學學報：自然科學版,2004,32(2):58-60.

[8]GILLILAND S E.Health and Nutritional Benefit From Lactic Acid Bacteria[J].FEMs Microbiology Letters,1990,87:175-188.

[9]HOVEL H,NORGAARD H,MORTENSEN BP.Lactic Acid Bacteria and the Human Gastrointestinal Tract[J].European Journal of Clinical Nutrition,1999,53:339-350.

[10]PRASAD J,GILL H,SMART J,et al.Selection and Characterization of Lactobacillus and Bifidobacterium Strains for Use as Probiotics[J]. International Dairy Journal.1998,8:993-1002.

[11]MACFARLANE S,MACFARLANE G T,CUMMINGS J H.Review Article:Prebiotics in the Gastrointestinal Tract[J].Alimentary Pharmacology and Therapeutics.2006,24:701-714.

[12]金紅芝,李堃寶.人腸道微生態系統的研究進展[J].自然雜志, 2002,26(2):88-91.

[13]沈萍,范秀榮,李廣武.微生物學實驗[M].北京:高等教育出版社, 1999:92-97.

[14]沈為群,郭杰炎,李永福等.乳酸克魯維酵母β-半乳糖苷酶的分離純化及性質研究[J].生物工程學報,1993,9(4):348-354.

[15]黃小瓊,劉盛來,鄭佳林等.合生元益生菌沖劑對小鼠腸道菌群調節作用的研究[J].中國比較醫學雜志,2011,21(10、11):127-130.

[16]中華人民共和國衛生部.保健食品檢驗與評價技術規范(2003年版) [S].2003:148.

[17]吳仲文,李蘭娟,馬偉杭等.腸道菌群正常參考值的檢測[J].中國微生態學雜志,2001,13:348-357.

[18]VLKOVA E,RADA V,KILLER J,et al.Auto-aggregation and Coaggregation Ability in Bifidobacteria and Clostridia[J].Folia Microbiology,2008,53(3):263-269.

[19]ANNUK H,SHCHEPETOVA J,KULLISAAR T,et al.Characterization of Intestinal Lactobacilli as Putative Probiotic Candidates[J]. Journal of Applied Microbiology.2003,(94):403-412.

[20]CITTI J E,SANDINE W E,ELLIKER P R.β-Galactosidase of Streptococcus Lactis.Journal of Bacteriology.1965,89(4):937-942.

[21]孟祥晨,霍貴成.雙歧桿菌對正常小鼠免疫調節及腸道菌群的影響[J].東北農業大學學報.2004,35(4):458-464.

[22]張和平，張七斤，任貴強等.乳酸桿菌對攻毒小鼠的保護作用和對腸道菌群的影響.微生物學通報.2007,34(3):447-450.

Screening of potential probiotic bacteria from Lactobacilli strains

LI Shan-shan1,ZHANG Jun-juan1,YANG Xue-juan1,HAN Jun-hua3,Moneta Jadwiga4，
ZHANG Bo-lin1,2,PEI Jia-wei1
(1.School of Food Science and Technology,Hebei Agricultural University,071001,China;2.Department of Food Science,Beijing Forestry University,100083,China;3.College of Biological Science and Engineering,Hebei University of Science and Technology,Shijiazhuang Hebei 050018,China;4.Institue of Fermentation&Microbiology,Politechnika Lodzka,90-924,Lodz,Poland)

15Lactobacilli strainswere used for the screening of probiotic bacteria,in which 2 strains,i.e.,Lactobacillus salivariusCH10 andLactobacillus murinusM8,showed potential probiotic properties.In vitro the hydrophobicity and auto-aggregation of these candidate bacteria were tested to find three strains out of 15 lactobacilli had high surface hydrophobicity and auto-aggregation,i.e.,strain Ind-3,strain CH10 and strain M8.Simulation of gastrointestinal conditions revealed that only the viable cells of strains CH10 and M8 exceeded over 106mL-1at pH 2.5 and in the presence of 0.3%bile salt after incubation at 37℃for 6 h.Mice fed with strain CH10 and M8 got higher body weight than the control.The mice fed with strains CH10 and M8 had higher β-galactosidase activity in their fecal,and the live numbers of lactobacilli and bifidobacteria in their intestinal gut were promoted.However,no significant changes in β-galactosidase activity,and the live numbers of lactobacilli and bifidobacteria in the control were observed.Meanwhile,the growth inhibition ofEnterobacteria,EnterococcusandClostridium perfringensfrom the intestinal micro-flora occurred after the mice were orally administrated with strains CH10 and M8 for 10 days.BothLactobacillus strainsCH10 and M8 screened in this study would modulate the ecological environment of the intestines in mice due to the improvement of beneficial bacteria and inhibition of the harmful bacteria.They should be promising as probiotic candidates for further utilization due to the promotion of the body weight in mice model.

Lactobacillus strains；screening；probiotics

Q93-33

A

1001-2230（2012）05-0004-05

2012-02-22

益生菌定向篩選與功能開發關鍵技術（2008AA10Z335）、乳酸菌特色資源庫及乳酸菌發酵劑和代謝工程技術研究（2011AA100902）。

李姍姍（1987-），女，碩士研究生，研究方向為益生菌資源的開發利用。

張柏林