印度梨形孢定殖油菜對蘿卜蚜選擇油菜寄主的影響

劉金華 王婷 高其康

（浙江大學昆蟲科學研究所，杭州 310058）

印度梨形孢定殖油菜對蘿卜蚜選擇油菜寄主的影響

劉金華 王婷 高其康

（浙江大學昆蟲科學研究所，杭州 310058）

旨在研究印度梨形孢（Piriformospora indica）定殖油菜（Brassica napus L.）對蘿卜蚜（Lipaphis erysimi（Kaltenbach））選擇寄主油菜的影響，分別在大棚擬自然環境和實驗室人工環境下進行蚜蟲雙向選擇試驗，發現蘿卜蚜在有印度梨形孢定殖油菜上的數量顯著低于無印度梨形孢定殖的油菜。利用頂空動態吸附裝置收集不同處理油菜的揮發性物質，通過氣相色譜-質譜聯用儀（GC-MS）分析收集到的兩者揮發物在種類和含量上的差異。結果表明，有印度梨形孢定殖的油菜與無印度梨形孢定殖的油菜，揮發物的種類沒有變化，而揮發物的總量、α-pinene、terpinolene、camphor、β-thujene、cedrene 以及 β-caryophyllene，在單位時間內有印度梨形孢定殖的油菜釋放的量顯著高于無印度梨形孢定殖的油菜。通過四扇區嗅覺儀測定蘿卜蚜對揮發物的生物反應，發現 α-pinene 對蘿卜蚜有顯著的吸引作用，而 camphor 以及 camphor與α-pinene 濃度比為2∶1混合物對蘿卜蚜具有顯著的驅避作用，其余物質則沒有作用。

印度梨形孢 蘿卜蚜 寄主選擇 揮發物

油菜Brassica napus L.屬十字花科（Cruciferae）蕓薹屬（Brassica）植物，是世界上重要的油料作物之一，在我國油菜的歷年種植面積占全國油料作物總種植面積的40%以上，產量則占全國油料作物的35%以上。油菜蚜蟲是為害油菜最嚴重的害蟲，在我國主要為桃蚜（Myzus persicae）、蘿卜蚜（Lipaphis erysimi）、甘藍蚜（Brevicoryne brassicae L.）3種，能夠通過取食汁液和傳播病毒嚴重影響油菜的產量。

內生真菌是指那些生活史的全部或部分生活于健康植物組織內，但不會對植物產生明顯病害癥狀的微生物［1］，存在于大部分高等植物中［2］，能夠調節植物與草食動物的互作［3，4］。內生真菌作為植物

共生物，在獲取寄主植物養分的同時能夠加強植物對草食動物以及病原物的抗性［5，6］。已有的機理是植物感染內生真菌后能夠產生多種生物堿，如吲哚雙萜類（lolines）、麥角堿（ergot）、波胺（peramine）等，這些生物堿在植物中的積累能夠對不同害蟲產生不同程度的毒害作用［7，8］；內生真菌的定殖還能通過改變植物的營養物質（如植物甾醇、固醇）的含量來提高植物的抗病蟲害能力［9］。有關內生真菌定殖植物改變植物揮發物的種類和含量，從而影響植物抗蟲性的報道很少［10，11］。

植食性昆蟲選擇寄主植物的行為是一個連鎖過程，在尋找寄主時，昆蟲通過嗅覺感受器感受寄主植物揮發性次生代謝物從而找到植物。植食性昆蟲如何識別植物氣味是一個復雜的問題，因為植物釋放的揮發物成分種類繁多，且各組分以一定濃度比例協同對昆蟲起作用。例如，馬鈴薯葉片氣味中分離鑒定的5種揮發物，以一定比例混合能夠對馬鈴薯甲蟲產生引誘作用，而單一成分沒有引誘效果［12，13］。植物氣味中各成分濃度比例對于植食性昆蟲識別寄主植物具有重要影響，昆蟲通過識別植物氣味的化學指紋圖（chemical fingerprint）來識別寄主植物氣味，該指紋圖是由不同濃度的不同化合物組成的混合物［14-17］。蚜蟲［18，19］、茶尺蠖（Ectropis oblique）［11］等植食性昆蟲對寄主植物氣味的識別反應可以被非寄主植物氣味的加入所打破，因為非寄主植物氣味成分破壞了原來的指紋圖，使得昆蟲無法識別。有研究表明，植物揮發物中的某些萜類（terpenoids）物質能夠對昆蟲產生忌避效果，如單萜類物質linalool，半倍萜類物質（E）-β-farnesene 等能夠幫助植物抵御植食性昆蟲和蚜蟲［20，21］。植物揮發性物質對昆蟲定位與取食的影響是一個復雜的問題，既有可能是單種組分對其產生作用，也有可能是多種組分以一定比例共同作用。研究表明，大部分植物在被昆蟲取食時，能夠釋放一系列的揮發性代謝物［22-24］。這些由昆蟲取食誘導產生的植物揮發性物質也能夠幫助寄生蜂找到寄主昆蟲［25，26］。類似的，植物病原菌也能夠誘導植物產生特異性揮發性物質，有利或不利于昆蟲對寄主植物的區別與定位［26，27］。因此，內生真菌定殖寄主植物是否也會影響植物釋放揮發物的種類和含量，從而利于或不利于昆蟲定位和尋找寄主植物呢？Jallow 等［10］發現內生真菌Acremonium strictum 感染番茄（Lycopersicon esculentum Mill.）后，有利于棉鈴蟲（Helicoverpa armigera）雌蟲定位寄主植物。

印度梨形孢（Piriformospora indica）是一種植物根部內生真菌，作為近幾年內生真菌研究的熱門對象，有其凸顯的優勢，它能夠定殖包括苔蘚植物（Bryophytes）、蕨類植物（Pteridophytes）、裸子植物（Gymnosperms）以及大量單子葉和雙子葉植物，而且能夠在很多合成培養基上生長。另外印度梨形孢能夠促進營養物質的吸收，提高植物的產量，誘導植物產生多種對生物脅迫以及非生物脅迫的抗性［28-31］。本研究利用印度梨形孢定殖油菜，調查大棚擬自然環境下蘿卜蚜在有印度梨形孢定殖油菜和無印度梨形孢定殖油菜上的數量差異，并通過實驗室蘿卜蚜雙向選擇試驗驗證調查結果，同時分析油菜揮發性物質的變化情況和蘿卜蚜對各差異揮發物成分的選擇反應，旨在探究印度梨形孢定殖油菜對蚜蟲選擇油菜寄主的影響。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 供試菌株與油菜品種 印度梨形孢由德國耶拿大學Ralf Oelmüller教授惠贈；油菜為高油605（甘藍型）種子購于浙江杭州勿忘農種業股份有限公司（浙江大學農學系選育）。

1.1.2 印度梨形孢的準備 用打孔器（直徑為5 mm）在活化一周的印度梨形孢菌落邊緣打孔后，挑取菌絲塊置于KM培養基中，于25℃、黑暗條件下培養5 d，備用。將KM培養基上培養的印度梨形孢菌落用5 mm的打孔器打孔，菌絲塊置于含PNM 培養基的130 mm×130 mm 的方形培養皿中培養一周（25℃，黑暗），處理放兩片菌絲塊（在培養皿對角線的1/4處，并使兩菌塊在兩條不同的對角線上），對照則不加菌絲塊。

1.1.3 油菜苗的準備 選取外形飽滿、大小均勻的油菜種子，用70%乙醇處理2 min后，無菌水沖洗1次，再用2%的次氯酸鈉浸泡消毒10 min，無菌水反復沖洗數次后，置于MS培養基平板上，平板置于25℃光照培養箱［32］。萌發3-4 d后選取長勢一

致的油菜幼苗（根長約2 cm）分別置于培養印度梨形孢1周的PNM 平板上，每個平板放置3株苗，并使幼苗的根基部距離菌塊約1 cm，對照PNM平板同樣放置油菜幼苗3株，將各培養皿置于22℃/16℃（白天/黑夜），16 L/8 D光暗周期，光照強度為80 μmol/L/m2/s的培養箱中共培養2周［33］。印度梨形孢在油菜根部的定殖檢測根據Rai等［34］的方法。待印度梨形孢成功定殖到油菜根部后，將油菜幼苗移至含200 g基質（草炭∶珍珠巖∶蛭石=4∶1∶1）的盆（120 mm×100 mm）中，在（25±1）℃、12 L/ 12 D光暗周期的培養箱中培養，每2 d澆水200 mL，待植株長到6葉期時進行油菜揮發性物質的提取和蘿卜蚜雙向選擇試驗。

1.1.4 蘿卜蚜的飼養 蘿卜蚜取自浙江杭州，飼養在甘藍上并置于40 cm×40 cm×70 cm的紗網籠中，紗網籠放置在（25±1）℃，相對濕度60%-70%，12L/12D光暗周期的人工氣候室中。

1.2 方法

1.2.1 大棚環境和實驗室環境下蚜蟲雙向選擇試驗 四月下旬，取有印度梨形孢定殖的油菜和無印度梨形孢定殖的油菜各5盆（每盆一株），交叉置于大棚相同的自然環境下，30 d后調查油菜上的蚜蟲數。

實驗室環境下，取定殖有印度梨形孢的油菜和無印度梨形孢定殖的油菜各1株放入40 cm×40 cm×70 cm的紗網籠對角線的兩端，后將30頭經過5 h饑餓處理的無翅成蚜放入紗網籠中心位置，使其到兩株油菜的距離相等。并將紗網籠放入溫度（25±1）℃，相對濕度60%-70%，光照12L∶12D的溫室中。24 h后統計油菜上蚜蟲的數量，試驗重復5次。

1.2.2 頂空動態吸附裝置收集油菜揮發物 揮發物動態吸附裝置：參照Turlings等［24］的方法自行設計，杭州常盛科教器具廠生產。空氣流由空氣壓縮機產生，先經過活性炭過濾、再經過飽和食鹽水加濕后，以400 mL/min進入放有油菜（油菜盆用錫紙包住裝土部分）的味源缸（內徑16 cm，高35 cm），經過油菜后的氣流通過容器底部的出氣口流經裝有30 mg Super Q吸附劑的吸附管后排出。每次提取時間為24 h。然后用200 μL正己烷淋洗吸附劑，淋洗液保存于1.5 mL樣品瓶中。將2 μL濃度為10-4g/mL的乙酸壬酯加入淋洗液中作為內標，淋洗液存于-20℃的冰箱中備用。每次收集完揮發物后剪取植物地上部分，稱量鮮重。每組處理6個重復。所有的揮發物提取均在人工氣候室內進行（溫度25±1℃，相對濕度60%-70%，光照12L∶12D）進行。

1.2.3 揮發物的GC-MS分析鑒定 收集到的揮發物用氣相色譜-質譜聯用儀（Agilent 6890N GC/5975B MSD）進行定性和定量分析。HP-5MS毛細管柱（極性，柱長30 m，內徑0.32 mm，膜厚0.25 μm）；不分流進樣；40℃（3 min）-5℃/min-110℃（5 min）-2℃/min-180℃（15 min）-5℃/min-250℃（5 min）。以99.999%的高純氦氣作為載氣，流量1.0 mL/min。質譜條件：電離方式EI，電離電壓70 eV，離子源溫度200℃，電子倍增器電壓1 340 V，掃描質量范圍50-550 aum；掃描速度1 286.1 amu/s 和3.68 scan/s；開始時間為2.5 min。

95% 的 nonanal購 自 Fluka Production GmbH（Buchs，Swizerland）；98% camphor，95% ρ-cymene，90% β-caryophyllene和 85% terpinolene購 自 Tokyo Chemical Industry Co.（Tokyo，Japan）；99.5% decanal購自Dr. Ehrenstorfer GmbH（Augsburg，Germany）；97% α-pinene，90% myrcene，90% cedrene和90% βthujene購自Sigma-Aldrich Co.（St.Louis，MO，USA）。其他沒有標準品的化合物通過 National Technical Information Services（NIST）進行鑒定。

1.2.4 四扇區嗅覺儀測定蘿卜蚜對揮發物的選擇反應 根據劉婷等［35］的方法，用高為15 cm，底部直徑為50 cm的pp材質不透光的塑料盆，在盆正中畫直徑為10 cm的圓形區域，作為蚜蟲釋放區。剩余區域均勻分為4個扇形區域。每個扇形區域邊緣中央位置鉆一個直徑為1 cm的孔，放置樣品。在每個樣品孔的上方5 cm處的盆壁上鉆直徑為1 cm的進氣孔，氣流經活性碳過濾，蒸餾水加濕后通過進氣孔進入盆中。釋放區中央鉆1個直徑1 cm的孔與抽氣泵相連。各揮發物標準品用液體石蠟稀釋10倍后，取10 μL滴到濾紙上并將濾紙放入1.5 mL的離心管后將離心管插入樣品孔中，同一對角線上的兩個孔中放入裝有處理樣品的離心管，另一組對角線上的

孔中放置裝有液體石蠟處理的濾紙的離心管。在離心管邊各放上2 cm直徑的油菜葉片葉碟后，將30頭饑餓處理5 h的活潑蚜蟲放入圓形釋放區內，蓋上蓋子，泵以200 mL/min的吸力抽氣，形成微氣流。15 min后打開蓋子觀察記錄處理區和對照區的蚜蟲數量，釋放區的蚜蟲視為未做出選擇反應，如果留在釋放區的蚜蟲數大于5頭則重新測定。每次測定完成后，清除蚜蟲和油菜葉碟，取出離心管，用電吹風均勻吹掃盆內壁5 min，并將盆水平旋轉90，更換樣品和蚜蟲后進行下一次測定。每組揮發物測定5次，發現處理和對照存在差異，再重復測定5次。

2 結果

2.1 調查大棚擬自然環境下油菜上蘿卜蚜數量與

實驗室人工環境下蚜蟲雙向選擇試驗結果

調查統計大棚擬自然環境下各油菜上蚜蟲的數量，得到無印度梨形孢定殖油菜上的蚜蟲數為146±51.2（頭），有印度梨形孢定殖的油菜上的蚜蟲數為36.4±13.7（頭）（圖1，圖2），經SPSS獨立樣本t檢驗得t=-4.620，P=0.007，兩者差異極顯著。實驗室人工環境下無印度梨形孢定殖油菜上的蚜蟲數為23±1.6（頭），有印度梨形孢定殖油菜上的蚜蟲數為5.2±1.3（頭）（圖2），SPSS軟件獨立樣本t檢驗得t=-30.527，P＜0.0001，同樣兩者之間差異極顯著。實驗室人工環境下得到的結果與大棚擬自然環境下調查結果相一致，均為有印度梨形孢定殖的油菜上蚜蟲的數量顯著低于無印度梨形孢上蚜蟲的數量。

圖1 蘿卜蚜在不同處理油菜上的分布情況

圖2 大棚擬自然環境下與實驗室人工環境下蘿卜蚜在不同油菜上的分布情況

2.2 不同處理油菜揮發物的鑒定

利用頂空動態吸附裝置收集有印度梨形孢定殖與無印度梨形孢定殖油菜的揮發物，并通過氣相色譜-質譜聯用儀比較分析兩者之間的差異。發現兩種油菜在揮發物的種類上沒有差別，但在單位時間內釋放的揮發物總量上存在顯著差異。鑒定到的揮發物共21種（表1），其中兩種不同處理油菜釋放的6種揮發物的量存在顯著差異，分別為 α-pinene、terpinolene、β-thujene、camphor、cedrene 以及 β-caryophyllene，圖3表示的是這6種物質分子結構和氣相色譜圖。每100 g共生體油菜每小時釋放量最大的是β-thujene，釋放量為103.17 ng，是對照油菜釋放量的6.4倍，共生體油菜釋放量最少的是α-pinene，釋放量為2.22 ng，是對照油菜釋放量的3.6倍，另外共生體油菜釋放的terpinolene 的量是對照油菜的7.1倍，camphor 的量是對照油菜的4.1倍，α-cedrene的量是對照油菜的1.8倍，β-caryophyllene的量是對照油菜的2.4倍。

2.3 蘿卜蚜對揮發物標準品的選擇反應測定

四扇區嗅覺儀生物測定裝置測定α-pinene、terpinolene、β-thujene、camphor、cedrene以及β-caryophyllene對蘿卜蚜的作用。經SPSS軟件配對t檢驗分析表明，α-pinene對蘿卜蚜有顯著的吸引作用（t=14.329，P＜0.000 1），而 camphor 對蘿卜蚜有顯著的驅避作用（t=-18.735，P＜0.01）。所以，又以

camphor與α-pinene 濃度比為2∶1的混合物對蘿卜蚜進行試驗，發現 camphor與α-pinene濃度比為2∶1的混合物對蘿卜蚜也有顯著的驅避效果（t=-11.11，P＜0.000 1）（圖4）。

表1 有印度梨形孢定殖與無印度梨形孢定殖油菜差異性揮發物組分的定性定量分析

圖3 油菜揮發物的氣相色譜圖

圖4 蘿卜蚜對不同植物揮發物的選擇反應測定結果

3 討論

大棚擬自然環境下調查有印度梨形孢定殖和無印度梨形孢定殖油菜上蚜蟲的數量，以及實驗室人工環境下蚜蟲選擇油菜寄主的試驗結果表明，有印度梨形孢定殖的油菜能對蘿卜蚜產生顯著的趨避作用。后續通過頂空動態吸附裝置收集揮發物并經GC-MS分析后，我們發現印度梨形孢定殖油菜后油菜釋放的揮發物種類沒有變化，但是單位時間內釋放的揮發物的總量發生顯著變化，而且發生顯著變化的主要為單萜類和倍半萜類物質，分別是α-pinene、terpinolene、β-thujene、camphor、cedrene以及β-caryophyllene。有文獻報道單萜類物質 α-pinene、terpinolene、camphor、limonene、citronellal、cireonellol 和 thymol 等是趨避節肢動物的主要成分［36-38］；倍半萜類化合物β-caryophyllene對節肢動物也有很強的驅避性［39］。另外（E）-β-法尼烯作為蚜蟲報警信息素，能夠對蚜蟲產生趨避作用［40］，linalool［20］和camphor［35］也能夠對桃蚜（Myzus persicae）起趨避作用；α-pinene 對蚜蟲則具有引誘作用［41］。內生真菌雖然不會引起植物產生病害癥狀，但是定殖植物后能夠影響植物釋放的揮發性物質的種類和含量，從而進一步影響植食性昆蟲定位寄主植物［10］。我們發現印度梨形孢定殖油菜后導致油菜釋放的揮發物的量發生不同程度的變化，從而導致蘿卜蚜不能正常定位油菜寄主。通過四扇區嗅覺儀研究油菜單位時間內釋放量具有差異變化的揮發物組分對蚜蟲的作用，我們發現起作用的不是釋放量最大的 β-thujene，而是釋放量最少的 α-pinene 以及釋放量較少的 camphor。其中 α-pinene 能夠引誘蚜蟲，camphor 則趨避蚜蟲，這與前人的研究相一致，此外 camphor 和 α-pinene 以2∶1的濃度混合后也能對蚜蟲產生趨避效果。所以我們推斷印度梨形孢定殖油菜后對蚜蟲產生的趨避作用，可能是因為油菜釋放的樟腦的量顯著提高所致。

印度梨形孢作為植物根部內生真菌，有關其促進植物生長發育，提高植物營養成分以及增強植物抗病能力方面的報道很多［28-31］，而關于印度梨形孢定殖植物對植食性昆蟲影響方面的報道較少，Barazani等［42］發現印度梨形孢及其近似種Sebacina vermifera接種煙草后降低對煙草天蛾Manduca sexta的抗性。而本研究表明印度梨形孢定殖油菜對蚜蟲顯著的趨避作用能夠有效控制蚜蟲在油菜上的種群數量。所以，本研究為印度梨形孢影響植食性昆蟲選擇寄主植物提供了有效的信息，更重要的是為印度梨形孢在植物蟲害生物防治方面的應用提供了支持。

4 結論

本研究發現內生真菌印度梨形孢定殖油菜根部后能夠提高油菜釋放的α-pinene、terpinolene、β-thujene、camphor、cedrene、β-caryophyllene等 6種揮發物的含量，其中α-pinene能夠對蘿卜蚜起吸引作用，camphor則對蘿卜蚜起驅避作用，兩者的混合物同樣能夠對蘿卜蚜產生驅避作用。所以認為，印度梨形孢定殖油菜后提高油菜釋放的camphor的量，從而對蘿卜蚜產生驅避作用。

［1］Wilson D. Endophyte-the evolution of a term, and clarification of its use and definition［J］. Oikos, 1995, 73：274-276.

［2］Azevedo JL, Maccheroni WJ, Pereira JO, et al. Endophytic microorganisms：a review on insect control and recent advances on tropical plants［J］. Electronic Journal of Biotechnology, 2000, 3：40-65.

［3］B?rschig C, Klein AM, Krauss J. Effects of grassland management, endophytic fungi and predators on aphid abundance in two distinct

regions［J］. Journal of Plant Ecology, 2013. ［online］doi：10.1093/jpe/rtt047

［4］García-Parisi PA, Grimoldi AA, Omacini M. Endophytic fungi of grasses protect other plants from aphid herbivory［J］. Fungal Ecology, 2014, 9：61-64.

［5］Hernawati H, Wiyono S, Santoso S. Leaf endophytic fungi of chili（Capsicum annuum）and their role in the protection against Aphis gossypii（Homoptera：Aphididae）［J］. Biodiversitas, 2011, 12：187-191.

［6］Thakur A, Kaur S, Kaur A, et al. Enhanced resistance to Spodoptera litura in endophyte infected cauliflower plants［J］. Environmental Entomology, 2013, 42（2）：240-246.

［7］Faeth SH. Are endophytic fungi defensive plant mutualists?［J］. Oikos, 2002, 98：25-36.

［8］Schardl CL, Grossman RB, Nagabhyru P, et al. Loline alkaloids：currencies of mutualism［J］. Phytochemistry, 2007, 68：980-996.

［9］Raps A, Vidal S. Indirect effects of an unspecialized endophytic fungus on specialized plant-herbivorous insect interaction［J］. Mycologia, 1998, 114：541-547.

［10］Jallow MFA, Dugassa-Gobena D, Vidal S. Influence of an endophytic fungus on host plant selection by a polyphagous moth via volatile spectrum changes［J］. Arthropod-Plant Interaction, 2008, 2：53-62.

［11］Zhang ZQ, Sun XL, Xin ZJ, et al. Identification and field evaluation of non-host volatiles disturbing host location by the tea geometrid, Ectropis oblique［J］. Journal of Chemical Ecology, 2013, 39：1284-1296.

［12］Visser JH. Electroantennogram responses of the Colorado beetle, Leptinotarsa decemlineata, to plant volatiles［J］. Entomologia Experimentalis et Applicata, 1979, 25：86-97.

［13］Visser JH. Leaf odor perception and olfactory orientation in the Colorado beetle［C］. In：Olfaction in the Colorado beetle at site onset of host plant selection. Ph. D. Dissertation. Univ. Wageningen, 1979：88-85.

［14］Schneider D. Plant recognition by insects：a challenge for neuroethological research［M］// Labeytie V, Fabres G, Lachaise D. Insect-Plant Relationships, 1986：117-124.

［15］Visser JH. Differential sensory perceptions of plant compounds by insects［M］// Hedin PA. Plant resistance to insect. ACS Symp. ser, 1983, 208：215-230.

［16］Visser JH. Host odour perception in phytophagous insects［J］. Annual Review of Entomology, 1986, 31：121-144.

［17］Hsiao TH. Feeding behavior［M］// Kerkut GA, Gilbert LI. Compr-ehensive Insect Physiology, Biolchemistry and Pharmacology, Pergamon Press, 1985, 9：471-512.

［18］杜永均. 大豆蚜選擇寄主植物的行為生理-植物揮發性次生物質在大豆蚜, 寄主植物和自然天敵三重關系中的作用［D］.杭州：浙江農業大學, 1992.

［19］Nottingham SF, Hardie GW, Dawson AJ, et al. Behavioral and electrophysiological responses of aphids to host and nonhost plant volatile［J］. Journal of Chemical Ecology, 1991, 17：1231-1242.

［20］Aharoni A, Giri AP, Deuerlein S, et al. Terpenoid metabolism in wild-type and transgenic Arabidopsis plants［J］. The Plant Cell, 2003, 15：2884-2888.

［21］Unsicker SB, Kunert G, Gershenzon J. Protective perfumes：the role of vegetative volatiles in plant defense against herbivores［J］. Current Opinion in Plant Biology, 2009, 12：479-485.

［22］Takabayashi J, Takahashi S, Dicke M, et al. Developmental stages of herbivore Pseudaletia separata affects production of herbivoreinduced synomone by corn plants［J］. Journal of Chemical Ecology, 1995, 21：273-287.

［23］Turlings TCJ, Tumlison JH, Lewis WJ. Exploitation of herbivoreinduced plant odours by host-seeking parasitic wasps［J］. Science, 1990, 250：1251-1253.

［24］Turlings TCJ, Bernasconi M, Bertossa R, et al. The induction of volatile emission in maize by three herbivore species with different feeding habits：possible consequences for their natural enemies［J］. Biological Control, 1998, 11：122-129.

［25］Mccormick AC, Irmisch S, Reinecke A, et al. Herbivore-induced volatile emission in black poplar：regulation and role in attracting herbivore enemies［J］. Plant, Cell and Environment, 2014, 37（8）：1909-1923.

［26］Ponzio C, Gols R, Weldegergis BT, et al. Caterpillar-induced plant volatiles remain a reliable signal for foraging wasps during dual attack with a plant pathogen or non-host insect herbivore［J］. Plant, Cell and Environment, 2014, 37（8）：1924-1935.

［27］Huang J, Schmelz EA, Alborn H, et al. Phytohormones mediate volatile emissions during the interaction of compatible and incompatible pathogens：the role of ethylene in Pseudomonas syringae infected tobacco［J］. Journal of Chemical Ecology,

2005, 31：439-459.

［28］Stein E, Molitor A, Kogel KH, et al. Systemic resistance in Arabidopsis conferred by the mycorrhizal fungus Piriformospora indica requires jasmonic acid signaling and the cytoplasmic function of NPR1［J］. Plant and Cell Physiology, 2008, 49（11）：1747-1751.

［29］Franken P, Fakhro A, Andrade-Linares DR, et al. Impact of Piriformospora indica on tomato growth and on interaction with fungal and viral pathogens［J］. Mycorrhiza, 2010, 20（3）：191-200.

［30］Sherameti I, Tripathi S, Varma A, et al. The root-colonizing endophyte Pirifomospora indica confers drought tolerance in Arabidopsis by stimulating the expression of drought stress-related genes in leaves［J］. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2008, 21（6）：799-807.

［31］Sun C, Johnson J, Cai DG, et al. Piriformospora indica confers drought tolerance in Chinese cabbage leaves by stimulating antioxidant enzymes, the expression of drought-related genes and the plastid-localized CAS protein［J］. Journal of Plant Physiology, 2010, 167（12）：1009-1017.

［32］Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures［J］. Physiologia Plantarum, 1962, 15（3）：473-497.

［33］Hill TW, Kaefer E. Improved protocols for aspergillus medium：Trace elements and minimun medium salt stock solutions［J］. Fungal Genetics Newsletter, 2001, 48：20-21.

［34］Rai M, Acharya D, Singh A, et al. Positive growth responses of the medicinal plants Spilanthes calva and Withania somnifera to inoculation by Piriformospora indica in a field trial［J］. Mycorrhiza, 2001, 11（3）：123-128.

［35］劉婷, 李為爭, 游秀峰, 等. 常見植物揮發物對煙蚜的驅避和抑制定殖活性［J］. 中國煙草學報, 2013, 2：77-84.

［36］Yang YC, Lee EH, Lee HS, et al. Repellency of aromatic medicinal plant extracts and a steam distillate to Aedes aegypti［J］. Journal of the American Mosquito Control Association, 2004, 20：169-149.

［37］Park BS, Choi WS, Kim JH, et al. Monoterpenes from thyme（Thymus vulgaris）as potential mosquito repellents［J］. Journal of the American Mosquito Control Association, 2005, 21：80-83.

［38］Jaenson TG, Palsson K, Borg-Karlsom AK. Evaluation of extracts and oils of mosquito（Diptera：Culicidae）repellent plants from Sweden and Guinea-Bissau［J］. Journal of Medical Entomology, 2006, 43：113-119.

［39］Gillij YG, Gleiser RM, Zygadlo JA. Mosquito repellent activity of essential oils of aromatic plants growing in Argentina［J］. Bioresource Technology, 2005, 99：2507-2515.

［40］Bruce TJA, Birkett MA, Blande J, et al. Response of economically important aphids to components of Hemizygia petiolata essential oil［J］. Pest Management Science, 2005, 61：1115-1121.

［41］韓招久, 鄭衛青, 姜志寬, 等. 萜類蚜蟲拒食劑的篩選研究［J］.江西農業大學學報, 2010, 32（1）：78-84.

［42］Barazani O, Benderoth M, Groten K, et al. Piriformospora indica and Sebacina vermifera increase growth performance at the expense of herbivore resistance in Nicotiana attenuate［J］. Oecologia, 2005, 146：234-243.

（責任編輯 馬鑫）

Influence of Piriformospora indica on Host Plant Selection by Aphid Lipaphis erysimi（Kaltenbach）

Liu Jinhua Wang Ting Gao Qikang
（Instituteof Insect Sciences，Zhejiang University，Hangzhou 310058）

In order to confirm the influence of Piriformospora indica on host plant selection of L. erysimi. Aphid dual-choice assay was taken under greenhouse and artificial control environment and the amounts of aphids on the P. indica-colonized B. napus was significantly less than the P. indica-free B. napus. Volatiles emitted by plants collected by dynamic headspace systems, the quality and quantitative differences of volatiles emitted by B. napus were analyzed through GC-MS. The result indicated that P. indica inoculated B. napus and P. indica-free B. napus had the same volatiles, but the quantity of total volatiles, α-pinene, terpinolene, camphor, β-thujene, cedrene and β-caryophyllene emitted by B. napus with P. indica were significantly higher than P. indica-free B. napus in unit time. Through the four-sector olfactomete method, we confirmed that the α-pinene significantly attracted the L. erysimi, while the camphor significantly repelled the L. erysimi. And the mixture of camphor and α-pinene（2∶1）was also significantly repelled the L. erysimi. Terpinolene, β-thujene, cedrene and β-caryophyllene had no effect on the L. erysimi.

Piriformospora indica Lipaphis erysimi Host plant selection Volatile

10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2014.12.022

2014-05-14

劉金華，男，碩士，研究方向：農業昆蟲與害蟲防治；E-mail：kinghliu@126.com