周圍神經損傷后軸突再生微環境的研究進展①

范紅石，王艷，陳國平

周圍神經損傷后軸突再生微環境的研究進展①

范紅石1，王艷2，陳國平2

周圍神經損傷后，軸突再生的微環境發生復雜變化，有促進機制、抑制機制及促進和抑制雙重作用。本文總結軸突再生微環境對軸突再生的不同作用與影響的研究進展。

周圍神經損傷；軸突再生；微環境；綜述

[本文著錄格式]范紅石，王艷，陳國平.周圍神經損傷后軸突再生微環境的研究進展[J].中國康復理論與實踐,2015,21(3): 288-291.

CITED AS:Fan HS,Wang Y,Chen GP.Microenvironment for axonal regeneration after peripheral nerve injury(review)[J].Zhongguo Kangfu Lilun Yu Shijian,2015,21(3):288-291.

周圍神經損傷后軸突再生要經過軸突再生通道和再生微環境的建立、軸突芽出和延伸、靶細胞的神經再支配、再生軸突髓鞘化成熟等復雜過程。其中軸突修復與再生的微環境起到重要作用。本文就軸突再生促進因子、抑制因子以及促進和抑制的雙重作用的因子，包括許多胞內組分之間以及胞內組分與胞外基質之間的相互作用綜述如下。

1 促進作用

1.1 施萬細胞和細胞外基質

施萬細胞是周圍神經系統的膠質細胞，除了與周圍神經的發生、發育和形態、功能方面密切相關，施萬細胞、巨噬細胞和細胞外基質(extracellular matrix,ECM)在變性神經內提供足夠的營養及類營養物質，對軸突的生長非常重要。施萬細胞提供適合軸突再生的基質，還是各種營養因子的主要來源，在神經再生中起到關鍵作用[1]。

ECM主要存在于包繞軸索的施萬細胞外的基底膜內，主要成分包括層粘連蛋白(laminin,LN)、纖連蛋白(fibronectin, FN)、Ⅳ型膠原、硫酸肝素蛋白多糖(sulfate heparan proteoglycans,SHPG)等，為神經生長提供適當的黏著性，引導再生軸索沿著施萬細胞基膜管定向生長[2]。其中層粘連蛋白α7β1整合素受體和半乳糖凝集素(galectin)刺激施萬細胞由近端向遠處殘端遷移，輔助橋接細胞，促進軸突向損傷神經末梢長入，在周圍神經損傷后軸突生長、突觸可塑性、神經纖維成束方面發揮明顯作用[3]。

1.2 神經營養因子

神經營養因子(neurotrophic factors,NTFs)是具有多種活性的多肽類物質，廣泛存在于動物體內多種組織中，對損傷的周圍神經具有營養、促進再生及修復作用[4]。包括神經生長因子(nerve growth factor,NGF)、腦源性神經營養因子(brain-derived neurotrophic factor,BDNF)、神經營養素-3(neurotrophin-3, NT-3)和NT-4/5。這些蛋白同NGF具有高度的氨基酸同源性，都能與低親和力受體P75結合[5]。大量研究證明，在受損的神經系統中，NTFs可以促進神經元存活和軸突再生[6]。此外還有成纖維細胞生長因子家族、神經膠質細胞源性神經營養因子家族、睫狀神經營養因子家族、胰島素樣生長因子Ⅰ和Ⅱ等對周

圍神經損傷后軸突有修復作用的小分子蛋白。不同因子作用不同，然而神經因子間的聯合作用不僅能夠促進軸突的生長，而且能加速神經功能的恢復。

1.3 激素

激素對神經元有著不可忽視的重要作用。

1.3.1 甲狀腺素

近些年，甲狀腺素對周圍神經損傷修復作用一直是研究熱點。甲狀腺素作用于非神經細胞可促進軸突再生，非神經細胞在甲狀腺素作用下可分泌NTFs、ECM或細胞黏附因子，繼而促進神經軸突再生[7-8]。

1.3.2 甲狀旁腺素相關蛋白

甲狀旁腺素相關蛋白(parathyroid hormone related protein, PTHrP)被發現廣泛存在大鼠的神經系統內，包括周圍神經系統。在離斷的背根神經節和坐骨神經中，PTHrP受體mRNA顯著表達，PTHrP顯著上調；PTHrP促進施萬細胞去分化，為神經成功再生提供有利環境[9]。

1.3.3 促腎上腺皮質激素

促腎上腺皮質激素(adrenocorticotropic hormone,ACTH)促進坐骨神經損傷后的再生，提高受損坐骨神經的形態學指標，促進其功能的恢復[10]。

1.3.4 孕酮

實驗表明，孕酮可以改變大鼠慢性卡壓傷后神經性疼痛模型的電生理，同時能減輕疼痛行為的表達[11]。

1.3.5 促黑素細胞激素

ACTH與α-、β-、γ-促黑素細胞激素(melanocyte stimulating hormone,MSH)共同組成內生多肽家族，它們都來源于阿黑皮質素原(proopiomelanocortion,POMC)[12]。這些多肽通過與MSH受體結合對人體發揮多重影響，包括抗炎反應、免疫反應以及抗微生物等[13]。一些研究顯示，α-MSH能夠改善周圍神經損傷后的再生能力[14-16]。腎上腺切除大鼠出現坐骨神經退變，當用ACTH(1-39)治療后，神經功能很快恢復[17]。坐骨神經卡壓傷后，α-MSH、ACTH(4-10)、ACTH(4-9)治療也可加速神經功能的恢復[18-19]。MSH的神經保護機制目前還不完全明了。一些研究證實，α-MSH通過抑制施萬細胞的炎癥反應信號，抑制周圍神經損傷后的炎癥反應，促進其神經再生[20]。

1.4 磷脂酶A2家族

López-Vales等研究發現，細胞內磷脂酶A2家族的兩個成員鈣依賴型ⅣA(cPLA2GⅣA)和非鈣依賴型ⅥA(iPLA2GⅥA)在大鼠坐骨神經損傷的瓦勒變性中起著重要作用。iPLA2GⅥA在神經損傷后髓鞘崩解的早期起重要作用，而cPLA2GⅣA在巨噬細胞清理崩解的髓鞘時起作用。他們的研究還顯示，缺乏cPLA2和iPLA2會延遲髓鞘的清理速度、靶器官的神經再支配以及功能恢復。他們還認為中樞神經系統損傷后緩慢的髓鞘清理造成中樞神經不能再生[21]。

1.5 血清應答因子和絲切蛋白

Stern等研究顯示，在軸突再生過程中，鼠血清應答因子(serum response factor,SRF)是一個基因調節因子，與肌動蛋白細胞骨架連接，調節生長錐肌動蛋白的活性。在有再生能力的面部運動神經元再生過程中，去除SRF會抑制軸突再生。野生型大鼠神經損傷后，SRF從細胞核遷移到細胞質中，對軸突再生發揮作用。體內實驗表明，細胞質內的SRF腺病毒過度表達，刺激軸突發芽和面神經再生。他們的研究還顯示，細胞質內的SRF與絲切蛋白(cofilin)形成相互作用的調節單位，細胞質內SRF過度表達會降低絲切蛋白的磷酸化，絲切蛋白過度表達也會抑制SRF的磷酸化，因此，SRF與絲切蛋白組合調節促進軸突再生[22]。

1.6 轉錄因子STAT3

Bareyre等發現，選擇性去除脊髓后角細胞內STAT3的大鼠，其周圍神經切斷后，軸突再生抑制。進一步研究還顯示，脊髓后角細胞分支遠端損傷后，過度表達的STAT3增加軸突的生長以及旁系的芽生。他們認為STAT3在特殊時期調節軸突的生長，激活STAT3可能給軸突生長提供一個啟動機會[23]。

1.7 脫乙酰化酶5

Cho等研究顯示，軸突損傷誘導微管蛋白梯度脫乙酰化，這是軸突體內或體外再生所必須的過程，只發生在周圍神經胞體，而不出現在中樞神經元中。他們發現，微管蛋白的脫乙酰化由神經損傷部位鈣內流發起，并要求蛋白激酶介導激活脫乙酰化酶5(histone deacetylase 5,HDAC5)。HDAC5作為新的損傷調節微管蛋白脫乙酰化酶，在生長錐的動力學方面及軸突損傷后再生方面起著至關重要的作用。另外，他們的研究結果還提示，微管蛋白修飾的空間控制機制是軸突再生所必須的[24]。

1.8 突觸融合蛋白13

Cho等認為，突觸融合蛋白13(Syntaxin 13)是N-乙基馬來酰亞胺敏感因子(N-ethylmaleimide-sensitive factor)依賴的蛋白受體家族成員之一，它的表達增加是由于損傷誘導的哺乳動物帕霉素靶蛋白(mammalian target of rapamycin,mTOR)的調節。損傷神經突觸融合蛋白13增加，是局部蛋白合成而不是軸突的運輸。把敲除了突觸融合蛋白13的脊髓后角細胞進行培養，其軸突生長和再生都被阻止[25]。

2 抑制與促進雙重作用

2.1 免疫反應

神經損傷后發生的免疫反應，對神經再生既有促進作用也有抑制作用[26]。周圍神經存在血-神經屏障，能夠阻止淋巴細胞和抗體進入神經組織實質內，也沒有主要組織相容性復合體(major histocompatibility complex,MHC)Ⅱ類抗原的表達與抗原遞呈細胞的存在。周圍神經損傷后破壞了這一屏障，隨之發生一系列免疫學反應，影響神經的再生和功能的恢復：免疫反應越強，神經纖維再生和功能恢復越差，周圍神經損傷后的免疫對神經再生起抑制作用[27]。

實驗研究表明，周圍神經損傷后發生瓦勒變性，巨噬細胞清除軸突及髓鞘碎片是軸突再生的首要條件；此外，巨噬細胞還可以分泌多種生物活性的細胞因子，增加血管通透性，并能誘導施萬細胞增殖分化及分泌NGF等，對神經再生具有促進作用[28-29]。

周圍神經損傷修復后局部發生免疫反應，Thl、Th2細胞活化，以Th2免疫為主。環磷酰胺用于坐骨神經損傷后的實驗顯示，早期干擾素(INF)-γ表達量減少可降低細胞免疫應答，減少神經損傷后的繼發性損害，減少吻合口遠近端的神經退變及髓鞘崩解，縮短神經再生的距離；隨后，INF-γ表達增加，增加巨噬細胞的功能，為神經再生創造有利環境[30]。也有實驗顯示，周圍神經損傷后，局部有免疫球蛋白(Ig)G沉積，神經損傷程度越重，免疫球蛋白沉積越多，神經再生和功能恢復越差，神經損傷后局部發生的免疫反應對神經再生起著抑制作用[31]。

2.2 髓磷脂相關糖蛋白

髓磷脂相關糖蛋白(myelin associated glycoprotein,MAG)是一種定位于髓鞘軸突旁的施萬細胞和少突膠質細胞上的跨膜糖蛋白，在膠質和軸突間發揮作用。它是一個雙功能蛋白，對大多數神經元有抑制作用，而對發育早期的背根神經節神經元有促進作用，即在神經發育的不同時期發揮不同的作用[32]。在胚胎期和新生兒期，在中樞神經系統促進軸突生長；而在成年后是抑制作用。在周圍神經系統，出生后2周內，神經截面的改變是從促進神經生長到逐漸抑制的過程，到成年后表現為抑制軸突再生。神經損傷后，如果髓鞘被完全去除，MAG抑制軸突再生的作用也隨之消失[33]。研究發現，坐骨神經切斷后，局部應用MAG可以減少損傷，促進功能恢復[32]。

3 抑制作用

3.1 Nogo-A

Nogo-A是近年來人們在中樞神經系統髓磷脂中發現的一種抑制軸突生長的蛋白。現已證明，Nogo蛋白是網狀蛋白家族的第4個成員，是一種跨膜蛋白。目前已證實其在體外培養時有很強的神經軸突生長抑制活性。Nogo-A的發現使神經系統損傷的治療產生革命性進步[34]。Nogo-A抑制軸突的再生也表現在脊髓及周圍神經上[35]。Nogo-A單克隆抗體IN-1可以抵銷Nogo-A的抑制作用，允許軸突在中樞神經系統和周圍神經系統再生[36]。

3.2 硫酸軟骨蛋白多糖

硫酸軟骨蛋白多糖(chondroitin sulfate proteoglycan,CSPG)也是周圍神經再生的抑制蛋白。當周圍神經損傷時，施萬細胞分泌CSPG增加7倍。CSPG抑制軸突再生的作用是由于其誘導了細胞內鈣離子濃度增加，導致細胞骨架及生長錐遷移的改變。當CSPG被其抑制劑β-D-木糖苷拮抗或軟骨素酶ABC中和后，神經再生的抑制作用隨之消失[33]。

此外，雙磷酸張力蛋白同族體(dual phosphatase and tensin homolog,PTEN)也能夠抑制哺乳動物中樞及周圍神經損傷軸突的再生[37]。

4 展望

不同于中樞神經系統，周圍神經在損傷后有一定的再生修復能力[38]。對神經系統損傷的修復，人類許多世紀以來傾注了巨大精力，但最終結果仍不能令人滿意。通過對軸突修復與再生微環境中促進及抑制因素的認識，使我們在臨床中能更好地促進周圍神經損傷的康復進程。

[1]Madduri S,Gander B.Schwann cell delivery of neurotrophic factors for peripheral nerve regeneration[J].J Peripher Nerv Syst,2010,15(2):93-103.

[2]Gonzalez-Perez F,Udina E,Navarro X.Extracellular matrix components in peripheral nerve regeneration[J].Int Rev Neurobiol,2013,108:257-275.

[3]Awellino AM,Dailey AT,Harlan JM.Blocking of up-regulated ICAM-1 does not prevent macrophage infiltration during Wallerian degeneration of peripheral nerve[J].Exp Neurol,2004, 187(2):430-444.

[4]Ogier M,Kron M,Katz DM.Neurotrophic factors in development and regulation of respiratory control[J].Compr Physiol, 2013,3(3):1125-1134.

[5]崔雅珍,崔貝貝.腦源性神經營養因子對周圍神經修復與再生的促進效應[J].中國組織工程研究與臨床康復,2007,11 (19):3800-3801.

[6]Kaiser R,Haninec P.Degeneration and regeneration of the peripheral never[J].Cesk Fysiol,2012,61(1):9-14.

[7]Barakat-Walter I.Role of thyroid hormones and their receptors in peripheral nerve regeneration[J].J Neurobiol,1999,40(4): 541-559.

[8]Papakostas ID,Macheras GA.Thyroid hormones and peripheral nerve regeneration[J].J Thyriod Res,2013,2013:648395.

[9]Macica CM,Liang G,Lankford KL,et al.Induction of parathyroid hormone-related peptide following peripheral nerve injury:role as a modulator of Schwann cell phenotype[J].Glia, 2006,53(6):637-648.

[10]Mohammadi R,Yadegarazadi MJ,Amini K.Peripheral nerve regeneration following transection injury to rat sciatic nerve by local application of adrenocorticotropic hormone[J].J Craniomaxillofac Surg,2014,42(6):784-789.

[11]Jarahi M,Sheibani V,Safakhah HA,et al.Effects of progesterone on neuropathic pain responses in an experimental animal model for peripheralneuropathy in the rat:a behavioral and electrophysiological study[J].Neuroscience,2014,256(3): 403-411.

[12]Catania A.Neuroprotective actions of melanocortins:a therapeutic opportunity[J].Trend Neurosci,2008,31(7):353-360.

[13]Catania A.The melanocortin system in leukocyte biology[J]. Leukoc Biol,2007,81(2):383-392.

[14]Strand FL,Zuccarelli LA,Williams KA,et al.Melanotropins as growth factors[J].Ann N YAcad Sci,1993,680:29-50.

[15]Gispen WH,Verhaagen J.ACTH/MSH-derived peptides and peripheral nerve plasticity:neuropathies,neuroprotection and repair[J].Prog Brain Res,1994,100:223-229.

[16]Verhaagen J,Edwards PM,Jennekens FG,et al.alpha-Melanocyte stimulating hormone stimulates the outgrowth of myelinated nerve fibers after peripheral nerve crush[J].Exp Neurol, 1986,92(2):451-454.

[17]Strand FL,Kung TT.ACTH accelerates recovery of neuromuscular function following crushing of peripheral nerve[J]. Peptides,1980,1(2):135-138.

[18]Van der Zee CE,Brakkee JH,Gispen WH.alpha-MSH and Org.2766 in peripheral nerve regeneration:different routes of delivery[J].Eur J Pharmacol,1988,147(3):351-357.

[19]Bijlsma WA,Schotman P,Jennekens FG,et al.The enhanced recovery of sensorimotor function in rats is related to the melanotropic moiety of ACTH/MSH neuropeptides[J].Eur J Pharmacol,1983,92(3):231-236.

[20]Teare KA,Pearson RG,Shakesheff KM.et al.alpha-MSH inhibits inflammatory signaling in Schwann cells[J].Euroreport, 2004,15(3):493-498.

[21]López-Vales R,Navarro X,Shimizu T,et al.Intracellular phospholipase A2 group IVA and group VIA play important roles in Wallerian degeneration and axon regeneration after peripheral nerve injury[J].Brain,2008,131(Pt 10):2620-2631.

[22]Stern S,Haverkamp S,Sinske D,et al.The transcription factor serum response factor stimulates axon regeneration through cytoplasmic localizationand cofilin interaction[J].J Neurosci, 2013,33(48):18836-18848.

[23]Bareyre FM,Garzorz N,Lang C,et al.In vivo imaging reveals a phase-specific role of STAT3 during central and peripheral nervous system axon regeneration[J].PNAS,2011,108 (15):6282-6287.

[24]Cho Y,Cavalli V.HDAC5 is a novel injury-regulated tubulin deacetylase controlling axon regeneration[J].EMBO J,2012, 31:3063-3078.

[25]Cho Y,Di Liberto V,Carlin D,et al.Syntaxin 13 expression is regulated by mammalian target of rapamycin(mTOR)in injured neurons to promote axon regeneration[J].J Biol Chem, 2014,289(22):15820-15832.

[26]王顥,劉京生.周圍神經損傷后的免疫反應及神經再生實驗研究[J].甘肅科學學報,2001,13(2):70-73.

[27]劉飆,尹維田,崔鳳雙,等.周圍神經損傷后免疫系統變化的動物實驗觀察[J].白求恩醫科大學學報,2000,5(4):85-87.

[28]Tofaris GK,Patterson PH,Jessen KR,et al.Denervated Schwann cells attract macrophages by secretion of leukemia inhibitory factor(LIF)and monocyte chemoattractant protein-1 in a process regulated by interleukin-6 and LIF[J].J Neumsci, 2002,22(15):6696-6709.

[29]Schafer KH,Mestres P,Man P,et al.The IL-6/slL-6R fusion protein hyper-IL-6 promotes neurits outgrowth and neuron survival in cultured enteric neurons[J].Interferon Cytokine Res, 1999,19(5):527-539.

[30]黃恒,沈若武,季愛玉,等.大鼠坐骨神經損傷修復后Thl/Th2細胞因子的表達[J].青島大學醫學院學報,2012,48(2): 108-110.

[31]孫美慶,季正倫,江華,等.免疫抑制對大鼠周圍神經損傷再生的影響[J].第二軍醫大學學報,2006,27(9):41-45.

[32]Koichi T,Tateki K,Ken M,et al.Myelin-associated glycoprotein reduces axonal branching and enhances functional recovery after sciatic nerve transection in rats[J].Glia,2007,55 (14):1498-1507.

[33]Castro C,Kuffler DP.Membrane-bound CSPG mediates growth cone outgrowth and substrate specificity by Schwann cell contact with the DRG neuron cell body and not via growth cone contact[J].Exp Neurol,2006,200(1):19-25.

[34]姜俊杰,張樹棟,劉云鵬,等.Nogo-A的研究進展[J].醫學分子生物學雜志,2004,l(3):178-181.

[35]Fouad K,Schnell L,Bunge MB,et al.Combining Schwann cell bridges and olfactory-ensheathing glia grafts with chondroitinase promotes locomotor recovery after complete transaction of the spinal cord[J].J Neurosci,2005,25(5):1169-1178.

[36]Buss A,Sellhaus B,Wolmsley A,et al.Expression pattern of NOGO-A protein in the human nervous system[J].Acta Neuropathol(Berl),2005,110(2):113-119.

[37]Christie KJ,Webber CA,Martinez JA,et al.PTEN inhibition to facilitate intrinsic regenerative outgrowth of adult peripheral axons[J].J Neurosci,2010,30(27):9306-9315.

[38]Cerri F,Salvatore L,Memon D,et al.Peripheral nerve morphogenesis induced by scaffold micropatterning[J].Biomaterials,2014,35(13):4035-4045.

Microenvironment forAxonal Regeneration after Peripheral Nerve Injury(review)

FAN Hong-shi1,WANG Yan2,CHEN Guo-ping2
1.Heilongjiang University of Chinese Medicine,Harbin,Heilongjiang 150040,China;2.2nd Hospital of Heilongjiang University of Chinese Medicine,Harbin,Heilongjiang 150001,China

The microenvironment after peripheral nerve injury becomes complicated for axon regeneration,which can be promotion,inhibition,or both.This paper summarized the researches about the effect of microenvironment on axon regeneration after peripheal nerve injury.

peripheal nerve injury;axon regeneration;microenvironment;review

10.3969/j.issn.1006-9771.2015.03.011

R745

A

1006-9771(2015)03-0288-04

2014-10-31

2014-12-08)

1.黑龍江中醫藥大學創新人才基金項目(No.051290)；2.黑龍江省博士后基金項目(No.LBH-Z13202)；3.黑龍江中醫藥大學博士后基金項目。

1.黑龍江中醫藥大學，黑龍江哈爾濱市150040；2.黑龍江中醫藥大學附屬第二醫院，黑龍江哈爾濱市150001。作者簡介：范紅石(1989-)，女，黑龍江哈爾濱市人，碩士研究生，主要研究方向：周圍神經損傷康復。通訊作者：王艷(1967-)，女，教授，碩士研究生導師，主要研究方向：周圍神經損傷康復。E-mail:358940151@qq.com。