高壓電暈電場對出芽短梗霉菌誘變的研究

楊曉桐, 那 日, 鄭 宇, 李 韜, 唐雅婷

(內蒙古大學物理科學與技術學院，內蒙古呼和浩特 010021)

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高壓電暈電場對出芽短梗霉菌誘變的研究

楊曉桐, 那 日*, 鄭 宇, 李 韜, 唐雅婷

(內蒙古大學物理科學與技術學院，內蒙古呼和浩特 010021)

[目的] 通過研究高壓電暈電場誘變對出芽短梗霉多糖產量的影響，篩選出高產優質的出芽短梗霉菌株。[方法] 采用高壓電暈電場對出芽短梗霉進行誘變，在臨界放電電壓下誘變不同時間，測定出芽短梗霉的性狀和多糖產量的變化。[結果] 在臨界放電電壓4.4 kV下的最佳誘變時間是60 min; 經過2次連續誘變，多糖產量達到9.57 g/L，是原始菌株的3倍多，發酵液顏色為米白色，最終pH為4.2左右; 連續傳代培養10代，其生狀和產量無明顯變化，傳代穩定。[結論]高壓電暈電場對出芽短梗霉菌的普魯蘭產量提高有顯著作用。

出芽短梗霉；高壓電暈電場；普魯蘭

出芽短梗霉(Aureobasidiumpullulans)屬于半知菌類短梗霉屬，是一種具有酵母型和菌絲型兩種形態的真菌，而短梗霉多糖是一種由出芽短梗霉發酵而來的胞外水溶性多糖，也稱作普魯蘭(Pullulan)。它無色無味，具有眾多優秀的理化特性，在食品、環境、包裝以及醫藥領域都具有良好的應用前景[1]，但目前生產成本偏高，導致國內大規模生產難以實現。除去生產方式的因素之外，最重要的還是沒有優質而高產的菌株。筆者將通過采用高壓電暈電場誘變的方式篩選出高產、優質的出芽短梗霉菌。

1 材料與方法

1.1 菌種的選擇 試驗采用由中國普通微生物菌種保藏管理中心培育的出芽短梗霉。

1.2 菌種的活化 采用PDA培養基，組成為：馬鈴薯200 g、蔗糖 20 g、去離子水 1 000 ml，不需要調整pH， 121 ℃滅菌20 min。在超凈工作臺進行接種，將少量菌粉接入液體的PDA培養基中，28 ℃，180 r/min搖瓶發酵36～48 h。

1.3 菌種生長曲線的測定 菌種的生長采用液體種子培養基，組成為：蔗糖30.0 g/L、酵母膏2.00 g/L、 K2HPO46.30 g/L、NaCl 1.00 g/L、 MgSO4·7H2O 0.20 g/L、(NH4)2SO40.60 g/L，去離子水1 000 ml，pH 6.4～6.8，115 ℃滅菌30 min。將活化36 h的菌種接入種子培養基中，按10%的比例接入，根據比濁法測量其生長曲線，每隔2 h測定其吸光值(OD)。該次試驗選取波長為600 nm[2]。

1.4 菌種發酵周期的測定 為了測定合適且準確的普魯蘭多糖產量，需要測定出芽短梗霉菌種的發酵周期。將活化后的菌種接入液體種子培養基中，28 ℃，180 r/min恒溫搖床培養，每隔24 h取出，測定多糖和生物量。

1.5 菌種的誘變 采取高壓電暈電場即單針板電極，對出芽短梗霉菌種進行誘變。將活化36～48 h的菌種接入液體種子培養基中搖床培養，一定時間后將達到對數期的菌液轉入裝有玻璃珠的錐形瓶內，200 r/min振蕩15 min，以達到打碎孢子團塊的目的，振蕩結束后用脫脂棉過濾，得到孢子濃度約107個/ml的單孢子懸液[3]。

將制備好的單孢子懸液用移液槍接入已滅菌的培養皿中。由于不同的菌液厚度會影響電暈電場的放電情況，為保證除誘變時間外的其他變量相同，故取每個培養皿均承接菌懸液10 ml，分別標記為P-0、P-1、P-2、P-3、P-4、P-5、P-6，其中P-0為不進行誘變的對照組。由于在放電情況下電壓激增，客觀條件不易控制，故誘變電壓選取為臨界放電電壓。在此電壓下，誘變時間依次為10、20、30、40、50、60 min。誘變時針尖與液面距離定為1 cm。該試驗環境的臨界放電電壓為4.4 kV。

誘變后用平板培養基培養，測定致死率。

致死率 =(未誘變的原始總菌株- 誘變后的存活菌數)/ 未誘變的總菌數×100%

1.6 菌種的篩選 誘變后，對菌種進行初篩，將菌液稀釋，涂布平板，28 ℃恒溫培養箱內培養5～7 d，觀察菌落的大小、顏色以及菌落形態。挑選出菌落直徑大、菌落顏色淺、周邊呈稠厚膠狀的菌株，這樣的菌株生長與產膠性能皆為優良[4]。同時，篩選、淘汰菌落直徑偏小且周圍干燥、多絨毛的菌株。

在初篩完成后對菌種進行復篩。將挑選出來的優質菌株和未誘變的菌株分別接入液體種子培養基，搖床培養一個發酵周期，觀察發酵液顏色，測定其生物量和多糖產量，比較誘變后菌株多糖產量是否多于未誘變的原始菌株，若超過原始菌株，則作為誘變結果良好的正突變株保存，并且進行下一步的連續培養和誘變。

1.7 生物量和多糖產量的測定 將28 ℃,180 r/min搖床培養一個發酵周期的發酵液高溫滅酶20 min，8 000 r/min 離心15 min，將沉淀在95 ℃的高溫烘干機中干燥脫水至恒重，即為菌種干重。

向離心得到的上清液中加入2倍體積的濃度95%乙醇溶液，在4 ℃的冰箱中放置過夜，使得普魯蘭達到充分的沉淀，然后4 500 r/min離心20 min，棄掉上清液，將沉淀用乙醇洗滌過后，干燥至恒重，得到短梗霉多糖，稱重，計算產量[5]。

1.8 連續誘變優質菌株 為了盡可能多地提高出芽短梗霉的普魯蘭產量，選擇對第1次誘變篩選出的優質、高產菌株進行第2次的連續電場誘變。將挑選出的優質菌株接入發酵培養基中，28 ℃，180 r/min搖床培養到對數期后在臨界放電電壓4.4 kV下進行誘變，誘變時間為第1次誘變選擇出的最佳誘變時間，然后稀釋涂布平板，進行初篩和復篩。

1.9 遺傳穩定性 將挑選出的優質、高產菌株連續培養10代，觀察其多糖產量和性狀的變化。

2 結果與分析

2.1 出芽短梗霉的生長曲線 由圖1可知，經過活化培養36～48 h的出芽短梗霉遲滯期較短，在液體種子培養基中可以很快速地生長和繁殖，恒溫搖床培養4 h后就可以進入菌種生長最旺盛的對數期，培養18 h之后逐漸趨于平衡，進入穩定期。處于對數期的菌種十分活躍，突變率高，重現性好，適合進行誘變育種，故得出最佳誘變時間為培養4～16 h。該試驗選擇搖床培養14 h的出芽短梗霉進行誘變。

2.2 發酵周期的測定 隨著發酵時間的變長，菌液的顏色由透明淺黃色逐漸變為黃綠色直至黑綠色。由圖2可知，菌種生物量和多糖含量均逐漸增加，在第6～7天達到飽和，所以在測定出芽短梗霉的普魯蘭產量時，應將菌種的發酵周期定為6～7 d，此時多糖產量最高。

2.3 致死率的測定 由圖3可知，菌種的致死率隨著誘變時間的增加而逐漸增加。這說明誘變的電壓大小選取是合適且正向有效的。為了提高菌種誘變的成功率，使其突變特性好，選取60 min為最佳誘變時間。

2.4 菌種的初篩 由表1可知，變異菌株普遍比原始菌株的菌落大，且菌落顏色相對P-0菌株較淺。

表1 原始菌株和變異菌株的菌落特征

2.5 多糖和生物量的測定 由表2可知，編號為P-6-c的菌株產糖量較高，超出原始菌株2倍多。經初篩，挑選出的P-6-c的菌落顏色較淺，沒有生成過多色素，變異特性較好。

表2 普魯蘭多糖產量分析

2.6 二次誘變初篩 由表3可知，二次誘變挑選出的菌株菌落顏色都較淺，黑色素的生成較少，將變異菌株接入液體培養基中搖床培養后，發現發酵液的顏色也與菌落顏色接近，基本靠近白色。

2.7 二次誘變多糖和生物量的測定 由表4可知，編號為P-6-c-Ⅰ的菌落大小明顯大于出發菌P-0，且多糖產量經過2次誘變達原始菌株的3倍多，達到了提升多糖產量的目的。

表3 P-6-c菌株和變異菌株的菌落特征

表4 普魯蘭多糖產量

2.8 遺傳穩定性測試 為了保證菌株的多糖產量穩定，將P-6-c-Ⅰ號菌株連續傳代培養10代，分別測定多糖產量和pH。由表5可知，該變異菌株的多糖產量沒有太大變化，發酵液最終顏色為米白色，pH為4.2～4.4。

表5 普魯蘭多糖產量分析

3 結論與討論

自從1938年Bauer發現出芽短梗霉可以產生一種黏性物質[6]，并在1959年被定義為普魯蘭后，國內外的科研工作者們對普魯蘭的研究一直沒有停止過。對于普魯蘭的研究主要有幾個方面：優化培養基的組成，探索最佳的發酵條件；高產低色素菌株的誘變篩選；工業化生產降低成本以及對多糖結構和應用的研究。其中，高產低色素菌株的誘變篩選一直是較根本的問題。在國內，高產低色素的出芽短梗霉菌株難以獲得且發酵周期長，導致生產成本過高，無法實現工業化生產。目前，對于出芽短梗霉，常見的誘變方式有利用紫外線、亞硝酸和硫酸二乙酯(DES)等誘變劑來對菌種進行誘變[7-9]，而對于物理性方法研究得較少。該研究首先對出芽短梗霉搖床培養，確定誘變的最佳時間為4～16 h，并且通過測定多糖和生物量，確定菌種的發酵周期，然后在菌種的對數期進行高壓電暈電場誘變，實現多糖的提高，由P-0號菌株的3.13 g/L提高至P-6-c-Ⅰ號菌株的9.57 g/L，變化顯著。試驗中，出芽短梗霉黑色素的生成降低，菌落顏色由最開始的黑灰色變成米白色。對比國內外的一些先進研究成果，還有一定差距。分析原因，可能是原始菌種的選擇不同，出發菌多糖產量相對較低。但是，采用電暈電場誘變的方法的確是有效可行的，以后若采取更多方式復合誘變，則可達到更好的預期效果。研究表明，以P-0為出發菌，對P-0進行高壓電暈電場誘變，在臨界放電電壓4.4 kV下誘變60 min。經過2次連續誘變，多糖產量達9.57 g/L，是原始菌株P-0的3倍多，發酵液顏色為米白色，最終pH為4.2左右，連續傳代培養10代，其性狀和產量無明顯變化，傳代穩定。

[1] 楊西江,徐田華,徐玲,等.普魯蘭多糖的應用及研究生產現狀[J].發酵科技通訊,2010,39(4):25-28.

[2] KACHHAWA D K，BHATTACHARJEE P，SINGHAL R S.Studies ondownstream processing of pullulan[J]. Carbohydrate Polymers，2003，52(1)：25-28.

[3] ISRAILIDES C J.Pullulan content of the ethanol precipitatefrom fermented agro-industrialwastes[J].Appl Microbiol Biotechnol,1998,49: 613-617.

[4] 賀紅星.高產低色素普魯蘭生產菌株的復合篩選和發酵條件研究[D].蘭州：甘肅農業大學，2008.

[5] 任永娥,江寧,謝浩旭,等.幾株出芽短梗霉在不同發酵條件下產生多糖的比較[J].微生物學通報,1995,22(3):146-149.

[6] BAUER R.Beitragezur physiologievon dematiampullulans de bary[J].Zentr Bakteriol Parastenk,Abt,1938,98:392-398.

[7] 張雯,張盛貴.復合誘變選育出芽短梗霉菌高產菌株[J].中國釀造,2008(9):47-50.

[8] 靳建忠,王慧娟,孔維甲,等.紫外誘變選育出芽短梗霉高產普魯蘭糖白化突變菌株[J].食品科學,2011,32(11):187-191.

[9] 萬翠香,王賢卓,郭建軍,等.高產無色素普魯蘭糖突變菌株P1012的選育及發酵性能研究[J].現代食品科技,2015,31(1):101-106.

Study on Aureobasidium Pullulans Mutation by High Voltage Pulsed Electric Field

YANG Xiao-tong, NA Ri*, ZHENG Yu et al

(School of Physical Science and Technology，Inner Mongolia University, Hohhot, Inner Mongolia 010021)

[Objective] The effects of corona treatment on pullulan production were studied to screenAureobasidiumpullulanswith high yield and good quality. [Method] Using mutagenesis ofAureobasidiumpullulansby corona, different time at the critical discharge voltage was processed，and the change ofAureobasidiumpullulanstraits and yield of polysaccharides were determined.[Result] The best mutation time in critical voltage 4.4 kV was 60 min. After two consecutive mutagenesises, the polysaccharide production reached 9.57 g/L, more than three times of the original strain. Fermentation liquor color was white, and the final pH was about 4.2. After continuous passage culture of 10 generation, its shape and the yield had no obvious change, and the passage was stable. [Conclusion] Corona had a significant effect on the improvement of the yield of pullulan.

Aureobasidiumpullulans; High voltage pulsed electric field; Pullulan

國家自然科學基金項目(No.51267014)；國家級大學生創新創業訓練計劃(No.201310126043)。

楊曉桐(1994- )，女，四川廣安人，本科生，專業：生物物理。*通訊作者，教授，從事生物物理方面的研究。

2015-04-23

S 12

A

0517-6611(2015)17-003-02