家養動物基因組拷貝數變異研究進展及其育種應用展望

程紅 姜雨

（西北農林科技大學 動物科技學院，楊凌 712100）

家養動物基因組拷貝數變異研究進展及其育種應用展望

程紅 姜雨

（西北農林科技大學 動物科技學院，楊凌 712100）

家養動物參考基因組組裝的不斷完善和群體重測序數據的持續增加促進了基因組中大量變異的發現。基因組上的變異主要包括單核苷酸變異（SNP）和拷貝數變異（CNV）兩種類型。相對于數量眾多，已經被廣泛研究和用作分子育種標記SNP，目前已經被發現和經過實驗驗證其功能的CNV數量較少，鮮有被直接用作分子標記進行育種的報道。CNV片段長度大、在基因組中普遍存在且比SNP變異覆蓋的基因組范圍更廣，所以可能對農藝性狀造成很大影響，其在畜禽基因組研究和育種應用中具有廣闊前景。重點討論了家養動物CNV的研究進展，并對其在家養動物育種中的應用進行了分析展望。

家養動物；基因組；拷貝數變異；育種；經濟性狀

自2004年第一個畜禽基因組——紅原雞［1］全基因組測序完成后，牛［2］、豬［3］、山羊［4］、鴨［5］、綿羊［6］和草魚［7］等廣布性家養動物的參考基因組構建工作相繼完成。在此基礎上，大量群體重測序研究篩選到數量巨大的基因組變異。

基因組變異分為兩類，一類是由單核苷酸替換造成的變異，即我們所熟知的單核苷酸多態性（Single nucleotide polymorphism，SNP），也可稱為單核苷酸變異（Single nucleotide variant，SNV）；另一類是核苷酸序列上的結構變異（Structure variation，SV）。其中SV又可以分為兩種，一種是序列位置變化引起的倒位（Inversion）或易位（Translocation）；另一種是由于序列復制或者丟失導致的小于50 bp的小片段插入/丟失（Insertion/Deletion，InDel）和大于50 bp的長片段拷貝數變異（Copy number variation，CNV）［8］。 這些數量巨大的基因組變異是否會影響表型、作用機制是什么，目前的研究遠未解決這些問題。而家養動物基因組學研究的核心內容就是解釋表型發生的遺傳基礎，特別是家養動物的不同品種或個體間重要經濟性狀差異對應的遺傳變異機制，這要求我們必須在全基因組水平對變異進行歸類分析，解析變異與表型的一一對應關系，最終用于分子育種。

基因組變異中數量最多的是SNP，其也一直是科學家們研究的焦點。2010年，Rubin等［9］在雞馴化研究中通過重測序發現了超過 700萬個SNPs。2014年，Daetwyler等［10］在234頭牛重測序研究中鑒定出2 830萬個變異，其中2 670萬個變異為SNPs。遍布于整個基因組SNP現已作為主要的分子標記用于輔助育種。但是，單個SNP僅造成了一個核苷酸的改變，可能只有極少數最終能夠影響基因表達或改變蛋白編碼序列，進而造成表型的改變。2014年，Carneiro等［11］在家兔馴化過程的遺傳改變研究中證實了這一問題。他們檢查了從野兔到家兔的所有SNPs，共找到5 000萬個SNPs 。其中只有7萬個SNPs造成了氨基酸編碼的錯義突變，而在馴化過程中固定下來的錯義突變SNPs只有14個，沒有發現在馴化中固定下來的引起無義或移碼突變的SNP，而少數被固定的SNPs大都不在編碼位點和非編碼的保守位點。該研究并沒有探討CNV對馴化的影響。

相對于SNP，CNV屬于大片段的結構變異，能夠影響一個較寬區域的基因組序列，甚至改變一些基因的序列、剪切和表達。由于檢測手段變得更精細，2014年，MacDonald等［8］對CNV的長度進行了重新定義，將CNV長度從以往的基因組中1 000 bp以上的重復或缺失改為50 bp以上的重復或缺失，并以此作為長片段拷貝數變異的長度閾值。目前，CNV在人類及許多模式生物物中得到了廣泛的研究（表1），家養動物的拷貝數變異研究也在陸續展開。CNV已被認為是一種重要的遺傳變異來源，與重要經濟性狀以及物種進化過程密切相關，將作為新的分子遺傳標記在表型多態性和進化過程研究中扮演重要角色。

表1 人和家養動物CNV區域研究比較

1 CNV是廣泛存在的重要遺傳變異

隨著基于微陣列的比較基因組雜交技術（arraybased comparative genomic hybridization，aCGH）和第二代高通量測序技術的快速發展，基因組更大范圍及更多數量的CNV變異被發現。

2004年，Sebat等［21］發現CNV廣泛存在于人類基因組中，鑒定出221個大于100 kb的CNVs。2006年，Redon等［22］構建了人類基因組首個 CNV圖譜，共鑒定得到1 447個拷貝數變異區域（Copy number variation regions，CNVRs），覆蓋的核苷酸總數達到360 Mb，遠遠超過了人類SNP總數，其中近一半CNVRs在多數個體中都可檢測到。伴隨著大量CNVs被發現，鑒定CNV方法的準確性不斷被討論。2008年，Perry等［23］研究了2 191個已被報道的CNV區域，重新檢測只確認了其中的1 153個CNVs，并發現這些被確認的CNVs長度中竟然有876個只有報道長度的一半。2015年，Sudmant等［12］對125個不同人類族群共236個個體基因組進行測序，在常染色體和X染色體上分別找到14 467個和545個CNV區域。在黑猩猩［24，25］、果蠅［26］、小鼠［27］、擬南芥［28］、玉米［29］、線蟲［30］等模式生物基因組研究中也發現了大量CNVs的存在。

另外，越來越多的報道證實了CNV具有重要功能。在對亞洲人、非洲人和歐洲人的CNV進行通路富集分析研究中發現，22%的通路含有至少一個CNV基因，這些基因大部分屬于信號轉導通路，6%和表達量有顯著相關性［31］。在人類基因組研究中已發現許多疾病與CNVs有關［32］。例如，CCL3L1基因拷貝數低于正常人群的個體更容易感染艾滋病毒［33］；FCGR3B基因拷貝數變異與系統性紅斑狼瘡病顯著相關［34］；APP基因拷貝數的增加很可能是阿爾茲海默癥的致病原因之一［35］。不僅如此，其他一些重要性狀也可能是由CNV引起的，在研究其他表型變異及物種進化相關的遺傳變異時，我們必須考慮CNV，否則可能會錯過重要的遺傳信息［36］。

2 CNV在家養動物中的研究

目前已有大量關于畜禽基因組SNP的研究，而CNV的相關研究則顯得相對滯后。CNV可作為強有力的分子標記用于畜禽遺傳育種。在家養動物牛、羊、雞、豬中已鑒定出了一些具有代表性的CNVs，更多的CNVs有待進一步挖掘。

2.1 牛

Liu等［14］在11個品種90頭牛中鑒定出200個候選拷貝數變異區域（Copy number variation Regions，CNVRs），其中177個區域定位到了染色體上，覆蓋了28.1 Mb序列，約占全基因組的1.07%，其中包含400個已注釋基因，這些基因與免疫、泌乳、繁殖及反芻等性狀相關。隨后，2012年該團隊在腸道線蟲研究中，根據腸道線蟲抗性和易感將牛分為兩組，每組100個個體，在兩組中分別鑒定出297和282個CNVs［37］。Bickhart等［13］用第二代測序技術在5頭不同品種的牛中鑒定出1 265個CNVRs。此外，他們還鑒定出一些品種間特異的拷貝數變異，如CATHL4、ULBP17基因拷貝數變異，這可能是不同品種適應性、抗病性、繁殖性能方面存在差異的原因。

牛的繁殖、免疫、泌乳等性狀在生產中備受關注，近年來科研工作者在牛基因組發現一些與重要性狀相關的CNVs。MIMT1基因中一段110 kb的缺失可導致牛的流產和死胎［38］；CLDN16基因中37 kb或56 kb的片段缺失與牛的腎小管發育異常密切相關［39，40］；SLC4A2基因編碼一種陰離子交換蛋白，該蛋白對破骨細胞維持正常功能是必需的。其外顯子2及部分外顯子3中約2.8 kb的缺失突變可能導致蛋白功能受到影響，與牛骨硬化病的產生有關［41］。

2.2 羊

2011年，Fontanesi等［15］利用牛的比較基因組芯片用于綿羊拷貝數變異研究，將綿羊基因組與牛的比較基因組芯片進行雜交，共鑒定出135個CNVRs，總長10.5 Mb，占全基因組的0.398%，平均長度為77.6 kb。由于牛羊基因組間的差異，上述研究獲得的CNVs較少，不足以構建完整全面的羊CNV圖譜。隨后，Liu等利用SNP芯片在71只蘇尼特羊中鑒定出134個CNVRs，包含800個CNVs，共注釋出640個功能基因。對檢測到的CNVRs注釋基因進行GO富集分析，結果顯示這些拷貝數變異區域包含很多與嗅覺、化學刺激感覺等環境應答有關的基因。

ASIP基因［42］具有調控黑色素形成的作用，與動物毛色有關，研究表明綿羊中的ASIP基因發生了190 kb的重復［43］。Fantanesi等［44］對山羊ASIP基因中的拷貝數變異做了進一步研究，他們發現不同品種山羊由于ASIP基因拷貝數的變異和錯義突變導致了不同的毛色，包含ASIP基因的片段重復會導致白色毛色。2015年，Dong等［45］在研究中也檢測到與綿羊基因組中大小相同的包含有ASIP基因的拷貝數變異與山羊毛色的關聯作用。

2.3 豬

2008年，Fadista等［46］首次報道了在豬部分染色體上存在CNV，并在4、7、14和17四條染色體上鑒定出37個CNVRs。之后，Ramayo-Caldas等［47］在伊利比亞豬和長白豬雜交品系中找到49個CNVRs。2012年，Chen等［17］在18個品種的1693頭豬中找到了大量CNVs，鑒定出了565 個CNVRs，包含2 122個CNVs。通過QTL分析，篩選出了7個關于豬體尺長、背膘厚度、腹脂重、糖分解能力等表型多態的候選CNVs。

Seo等［48］對位于豬8號染色體的KIT基因研究發現，其全部或局部的基因復制與豬毛色的白色顯性有著密切的關系。KIT 是已知的控制毛色表型的基因之一，拷貝數的增加會影響其作為受體的生物活性，造成黑色素細胞前體物不遷移或者部分遷移，導致豬毛不呈色或部分呈色。

2.4 雞

2010年，Wang等［49］用全基因組Tiling芯片在3個品種的10只雞中鑒定出96個CNVs，覆蓋了16 Mb基因組序列，占全基因組的1.3%。其中多數小片段CNVs是非編碼序列，而大片段CNVs多包含基因，他們在此研究基礎上構建了第一個雞的CNV圖譜。隨后，Wang等［50］通過基因組雜交芯片技術鑒定出了130個CNVRs，包含238個CNVs，使雞的CNV圖譜得到進一步完善。為了獲得全面、覆蓋率高的拷貝數變異圖譜，Crooijmans等［19］對15個品系64只雞中的CNV進行研究，鑒定出1 556個CNVRs共 3 154個CNVs，覆蓋了全基因組的5.4%。上述研究均是基于芯片技術，2014年，Yi等［20］用測序技術完成了12只不同品種的雞的重測序，找到的CNVRs數量達8 840個，總長98.2 Mb，占基因組的 9.4%。大量的CNVs中極有可能存在對表型差異有顯著影響的位點，這有利于研究者們下一步對表型多態相關的基因組水平變異進行篩選。

雞的豆冠是一個顯性突變，該突變使雞冠和肉垂的體積明顯減少，因此豆冠可以有效減少熱量的損失并降低雞凍傷的敏感性，是雞在寒冷氣候下的一種適應性性狀。Wright等［51］的研究表明，雞的豆冠表型是由一段重復序列的大量擴增導致的，該序列靠近編碼SOX5轉錄因子基因的第一內含子，是進化非常保守的非編碼序列。該CNV影響了SOX5基因在間充質細胞中的表達，間充質細胞位于外胚層下方，豆冠和肉垂即由此形成。

雞羽毛的生長相關基因定位于Z染色體上的K基因座位，Bu等［52］和Elferink等［53］都在K基因座中發現了一段串聯重復序列，導致PRLR 和SPEF2基因上176 kb的片段重復，慢羽性狀與此片段重復密切關聯。

3 CNV研究面臨的問題

CNV檢測是全基因組CNVs研究的起始環節，因此CNV檢測方法和策略的完善至關重要。2010年以前，CNV的檢測大部分采用CGH和SNP芯片。然而，芯片檢測到的CNV數量受限于探針的密度，早期許多研究中發現的CNV一般不過幾百個。提高芯片的探針密度后獲得的CNV數量在一定程度上得到了提高，但仍然有限。目前更迫切的工作是開辟新的方法檢測出更多數量的CNV區域，繪制出更準確、清晰度更高的 CNV 圖譜，DNA 測序技術的發展為CNV的檢測提供了新的思路和方法。

1977年第一代測序技術誕生，經過近40年的發展，目前測序技術已經發展到了第三代。二代測序技術是現階段動植物基因組研究中廣泛應用的DNA測序技術，如基因組從頭構建、重測序、SNP研究、轉錄組及表達譜分析、轉錄調控研究。二代測序最顯著的特征是高通量，一次能對幾十萬到幾百萬條DNA分子進行序列測定，使得對一個物種的轉錄組測序或基因組深度測序變得方便易行［46］。CNV的研究也多采用二代測序技術，與芯片技術相比測序具有以下優點：（1）提高了CNV的分辨率，可以發現較短的CNV；（2）可以確定CNV的邊界；（3）可以檢測出個體CNV的絕對拷貝數；（4）對于結構變化復雜的CNV有較高檢測效力。

三代測序技術是近幾年來發展起來的新技術，其主要特點是單分子測序、準確性更高，在讀長上具有極大的優勢，對基因組中的復雜結構部分具有較高的辨識度，可以大大提高CNV的檢測靈敏性和準確性。然而目前三代測序成本遠高于二代，對動物基因組在群體水平進行大規模三代測序鑒定CNV區域，在短時間內較難實現。

測序技術在未來還有極大的發展空間，測序成本也將隨之降低，使我們可以用較低成本和更短時間獲得更準確的基因序列，對基因組有更深入的了解，更多的SNPs和CNVs等新的變異位點也將被發現。而在大群體中檢測少數已知位置的CNV區域是否存在變異，芯片技術目前依然在檢測和分析的成本上具有優勢，更有利于大規模的育種產業應用。

4 CNV育種應用的分析與展望

4.1 現代育種與分子標記

傳統的育種方法為表型育種，然而表型選育周期長、成本高，育種效率不高，難以在短期內取得遺傳進展［54］。分子育種不易受環境的影響，且沒有性別、年齡的限制，因而允許進行早期選種，克服了傳統育種方法周期長、預見性差、準確率低的局限性，可縮短世代間隔，提高選擇強度，從而提高選種的效率和準確性［55］。全基因組選擇作為分子育種新策略在奶牛育種中已初見成效，常規的乳用種公牛選育主要通過后裔測定，經繁殖獲取公牛后代的生產或其他性能進而實現對種公牛遺傳價值的評定。該方法周期長、投入大，通常在種公牛出生5年后才能夠完成其主要性狀的遺傳評定。而全基因組選擇則是通過檢測覆蓋全基因組的分子標記，利用基因組水平的遺傳信息對個體進行遺傳評估，可對青年公牛進行準確預測。全基因組選擇實現了乳用種公牛的早期選擇，可將選擇年齡提前3年，遺傳進展速度提高兩倍且極大減少了育種成本［56］。

此外，我們還可用直接改變遺傳物質（Genetic modification，GM）的方法進行育種。具體方法目前主要有兩種，分別是轉基因和基因編輯。轉基因即通過基因打靶、克隆等技術將已知功能的基因轉入特定生物中，與其自身基因組重組，以期獲得具有目標性狀并可穩定遺傳的個體。轉基因技術在改良家畜生產性狀、提高家畜抗病力等方面顯示了廣闊的應用前景。基因編輯是近幾年來發展起來的可以對基因組完成精確修飾的一種技術，可完成基因定點InDel突變、敲入、多位點同時突變和小片段的刪失等，可在基因組水平上進行精確的基因編輯。在基因編輯過程中，沒有引入新的基因，安全性有所提高。

得益于動物基因組研究的飛速發展，以DNA多態性為基礎的分子遺傳標記得到了大量的發掘和應用，分子標記選擇育種逐漸發展起來。早期DNA 分子標記包括限制性片段長度多態性（Restriction fragment length polymorphism，RFLP）和基于PCR 技術的分子標記，后者包括隨機擴增多態性（Random amplified polymorphic DNA，RAPD）和基于一代測序的簡單序列重復（Simple sequence repeat，SSR）標記、InDel 標記、SNP標記等［57］。目前基于芯片和二代測序檢測的SNP標記已經成為分子輔助育種中主要的遺傳標記。理想的分子標記應具有多態性高、遍布整個基因組、檢測手段簡單快速、成本低廉、重復性好等特點。近幾年發展起來的CNV作為基因組變異的一種重要形式具有多態性高、遍布整個基因組特點，檢測手段也在不斷多樣化。因此，CNV未來可作為分子育種中一種有強有力的分子標記。

而GM動物的安全性一直以來備受爭議，但不可否認這種直接改變遺傳物質的技術效率更高，我們可以在極短的時間內獲得具有預想性狀的個體。隨著大量相關研究開展和深入，轉基因及基因編輯水平也將不斷提高，在家養動物遺傳育種方面的應用潛力巨大。目前基因編輯技術應用于遺傳育種的最主要制約因素是，現有研究無法精確提供大量決定關鍵經濟性狀的功能變異，特別是被證明是安全的功能變異。而通過大規模篩查已經存在于家養動物群體中較高頻率的SNP和CNV變異，將大大加速基因編輯技術的育種應用范圍。

4.2 CNV育種應用展望

近年來，生物技術不斷革新，有兩大進展尤為突出。第一，基因組研究和生物信息技術發展迅速，我們已經可以快速解析海量基因組或轉錄組學數據，生物學研究進入了大數據時代。第二，新型的遺傳操作和基因組編輯技術層出不窮，克服了經典基因操作中存在的準確性低、效率低等缺點。

隨著基因組研究和現代生物技術的發展，分子育種及GM育種在家養動物育種中顯示出強大的生命力，逐漸成為動物育種的趨勢和主流。分子育種技術、轉基因及基因編輯技術是建立在對全基因組具有全面深刻了解的基礎之上的，我們必須挖掘存在于全基因組范圍的遺傳變異。

研究者對于家養動物基因組SNP展開了大量研究，在豬、牛、羊等基因組中均發現了數以百萬計的SNP位點，SNP已成為家養動物育種中非常重要的分子標記，且部分已應用于育種中。但數量巨大的SNPs中僅有小部分屬于關鍵的功能變異，畢竟單位點對基因組序列、基因表達調控的影響是有限的。另外，由于連鎖關系，在長連鎖區域的大量變異中精確定位直接造成某一表型改變的位點并不容易。這些因素均在一定程度上限制了SNPs在育種中的應用，SNPs的研究和應用相對進入了瓶頸階段。

與此同時，拷貝數變異研究逐漸成為了動植物基因組研究的熱點。CNV普遍存在于動植物基因組中，在家養動物中也發現了大量的CNVs，并鑒定出了一些與重要性狀相關的變異。與SNPs相比，CNVs在數量上相對較少，但這從定位上來說無疑是一種優勢。而且，CNVs片段長度大，覆蓋了更大范圍的基因組序列，與SNPs相比其影響基因表達并造成表型差異的概率更高。因此，CNV可以作為一種強有力的分子標記應用于畜禽的選種育種。在育種過程中，對于與某項表型性狀或者疾病相關的CNV進行分型，在全基因組水平上選取適應性強、功能性好、抗病能力強的群體，為疾病的研究和良好性狀選育提供新的思路。另外，基因編輯技術對功能變異位點信息的要求較高，精確定位的CNV也可作為基因編輯的位點。由于基因之間存在強烈的連鎖不平衡性，各SNP位點并不是獨立存在的，某一位點的改變并不能導致性狀差異。相較于此，CNV顯示出了一定的優勢。我們相信，未來CNV將能更廣泛地應用于家養動物的育種工作。

［1］ International Chicken Genome Sequencing， Consortium. Sequence and comparative analysis of the chicken genome provide unique perspectives on vertebrate evolution［J］. Nature， 2004， 432（7018）：695-716.

［2］ Consortium BH. Genome-wide survey of SNP variation uncovers the genetic structure of cattle breeds［J］. Science， 2009， 324（5926）：528-532.

［3］ Groenen MA， Archibald AL， Uenishi H， et al. Analyses of pig genomes provide insight into porcine demography and evolution［J］. Nature， 2012， 491（7424）：393-398.

［4］ Dong Y， Xie M， Jiang Y， et al. Sequencing and automated wholegenome optical mapping of the genome of a domestic goat（Capra hircus）［J］. Nature Biotechnology， 2013， 31（2）：135-141.

［5］ Huang Y， Li Y， Burt David W， et al. The duck genome and transcriptome provide insight into an avian influenza virus reservoir species［J］. Nature Genetics， 2013， 45（7）：776-783.

［6］ Jiang Y， Xie M， Chen W， et al. The sheep genome illuminates biology of the rumen and lipid metabolism［J］. Science， 2014， 344（6188）：1168-1173.

［7］ Wang Y， Lu Y， Zhang Y， et al. The draft genome of the grass carp（Ctenopharyngodon idellus）provides insights into its evolution and vegetarian adaptation［J］. Nature Genetics， 2015， 47（6）：625-631.

［8］ MacDonald JR， Ziman R， Yuen R， et al. The Database of Genomic Variants：a curated collection of structural variation in the human genome［J］. Nucleic Acids Research， 2014， 42（D1）：D986-D992.

［9］ Rubin CJ， Zody M， Eriksson J， et al. Whole-genome resequencing reveals loci under selection during chicken domestication［J］. Nature， 2010， 464（7288）：587-591.

［10］ Daetwyler HD， Capitan A， Pausch H， et al. Whole-genome sequencing of 234 bulls facilitates mapping of monogenic and complex traits in cattle［J］. Nature Genetics， 2014， 46（8）：858-865.

［11］ Carneiro M， Rubin CJ， Di Palma F， et al. Rabbit genome analysis reveals a polygenic basis for phenotypic change during domestication［J］. Science， 2014， 345（6200）：1074-1079.

［12］ Sudmant PH， Mallick S， Nelson BJ， et al. Global diversity，population stratification， and selection of human copy-number variation［J］. Science， 2015， 349（6253）：aab3761.

［13］ Bickhart DM， Hou Y， Schroeder SG， et al. Copy number variation of individual cattle genomes using next-generation sequencing［J］. Genome Research， 2012， 22（4）：778-790.

［14］ Liu GE， Hou Y， Zhu B， et al. Analysis of copy number variations among diverse cattle breeds［J］. Genome Research， 2010， 20（5）：693-703.

［15］ Fontanesi L， Beretti F， Martelli PL， et al. A first comparative map of copy number variations in the sheep genome［J］. Genomics，2011， 97（3）：158-165.

［16］ Ma Y， Zhang Q， Lu Z， et al. Analysis of copy number variations by SNP50 BeadChip array in Chinese sheep［J］. Genomics， 2015，106（5）：295-300.

［17］ Chen C， Qiao R， Wei R， et al. A comprehensive survey of copy number variation in 18 diverse pig populations and identification of candidate copy number variable genes associated with complextraits［J］. BMC Genomics， 2012， 13（1）：733.

［18］ Li Y， Mei S， Zhang X， et al. Identification of genome-wide copy number variations among diverse pig breeds by array CGH［J］. BMC Genomics， 2012， 13（1）：725.

［19］ Crooijmans RP， Fife MS， Fitzgerald TW， et al. Large scale variation in DNA copy number in chicken breeds［J］. BMC Genomics，2013， 14（1）：398.

［20］ Yi G， Qu L， Liu J， et al. Genome-wide patterns of copy number variation in the diversified chicken genomes using next-generation sequencing［J］. BMC Genomics， 2014， 15（1）：962.

［21］ Sebat J， Lakshmi B， Troge J， et al. Large-scale copy number polymorphism in the human genome［J］. Science， 2004， 305（5683）：525-528.

［22］ Redon R， Ishikawa S， Fitch KR， et al. Global variation in copy number in the human genome［J］. Nature， 2006， 444（7118）：444-454.

［23］ Perry GH， Ben-Dor A， Tsalenko A， et al. The fine-scale and complex architecture of human copy-number variation［J］. The American Journal of Human Genetics， 2008， 82（3）：685-695.

［24］ Perry GH， Yang F， Marques-Bonet T， et al. Copy number variation and evolution in humans and chimpanzees［J］. Genome Research， 2008， 18（11）：1698-1710.

［25］ Perry GH， Ben-Dor A， Tsalenko A， et al. Hotspots for copy number variation in chimpanzees and humans［J］. Proceedings of the National Academy of Sciences， 2006， 103（21）：8006-8011.

［26］ Meisel RP， Han MV， Hahn MW. A complex suite of forces drives gene traffic from Drosophila X chromosomes［J］. Genome Biology and Evolution， 2009， 1：176-188.

［27］ Orozco LD， Cokus SJ， Ghazalpour A， et al. Copy number variation influences gene expression and metabolic traits in mice［J］. Human Molecular Genetics， 2009， 18（21）：4118-4129.

［28］ Ossowski S， Schneeberger K， Clark RM， et al. Sequencing of natural strains of Arabidopsis thaliana with short reads［J］. Genome Research， 2008， 18（12）：2024-2033.

［29］ Springer NM， Ying K， Fu Y， et al. Maize inbreds exhibit high levels of copy number variation（CNV）and presence/absence variation（PAV）in genome content［J］. PLoS Genet， 2009， 5（11）：e1000734.

［30］ Maydan JS， Lorch A， Edgley ML， et al. Copy number variation in the genomes of twelve natural isolates of Caenorhabditis elegans［J］. BMC Genomics， 2010， 11（1）：62.

［31］ Poptsova M， Banerjee S， Gokcumen O， et al. Impact of constitutional copy number variants on biological pathway evolution［J］. BMC Evolutionary Biology， 2013， 13（1）：19.

［32］ Conrad DF， Pinto D， Redon R， et al. Origins and functional impact of copy number variation in the human genome［J］. Nature， 2010，464（7289）：704-712.

［33］ Gonzalez E， Kulkarni H， Bolivar H， et al. The influence of CCL3L1 gene-containing segmental duplications on HIV-1/AIDS susceptibility［J］. Science， 2005， 307（5714）：1434-1440.

［34］ Aitman TJ， Dong R， Vyse TJ， et al. Copy number polymorphism in Fcgr3 predisposes to glomerulonephritis in rats and humans［J］. Nature， 2006， 439（7078）：851-855.

［35］ Theuns J， Brouwers N， Engelborghs S， et al. Promoter mutations that increase amyloid precursor-protein expression are associated with Alzheimer disease［J］. The American Journal of Human Genetics， 2006， 78（6）：936-946.

［36］ Komura D， Shen F， Ishikawa S， et al. Genome-wide detection of human copy number variations using high-density DNA oligonucleotide arrays［J］. Genome Research， 2006， 16（12）：1575-1584.

［37］ Hou Y， Liu GE， Bickhart DM， et al. Genomic regions showing copy number variations associate with resistance or susceptibility to gastrointestinal nematodes in Angus cattle［J］. Functional & Integrative Genomics， 2012， 12（1）：81-92.

［38］ Flisikowski K， Venhoranta H， Nowacka-Woszuk J， et al. A novel mutation in the maternally imprinted PEG3 domain results in a loss of MIMT1 expression and causes abortions and stillbirths in cattle（Bos taurus）［J］. PLoS One， 2010， 5（11）：e15116.

［39］ Müller D， Kausalya PJ， Claverie-Martin F， et al. A novel claudin 16 mutation associated with childhood hypercalciuria abolishes binding to ZO-1 and results in lysosomal mistargeting［J］. The American Journal of Human Genetics， 2003， 73（6）：1293-1301.

［40］ Testoni S， Mazzariol S， Dr?gemüller C， et al. Renal dysplasia in grey Alpine breed cattle unrelated to CLDN16 mutations［J］. Veterinary Record， 2012， 170（1）：22.

［41］ Meyers SN， McDaneld TG， Swist SL， et al. A deletion mutation in bovine SLC4A2 is associated with osteopetrosis in Red Angus cattle［J］. BMC Genomics， 2010， 11（1）：337.

［42］ Bultman SJ， Michaud EJ， Woychik RP. Molecular characterizationof the mouse agouti locus［J］. Cell， 1992， 71（7）：1195-1204.

［43］ Norris BJ， Whan VA. A gene duplication affecting expression of the ovine ASIP gene is responsible for white and black sheep［J］. Genome Research， 2008， 18（8）：1282-1293.

［44］ Fontanesi L， Beretti F， Riggio V， et al. Copy number variation and missense mutations of the agouti signaling protein（ASIP）gene in goat breeds with different coat colors［J］. Cytogenetic and Genome Research， 2009， 126（4）：333-347.

［45］ Dong Y， Zhang X， Xie M， et al. Reference genome of wild goat（Capra aegagrus）and sequencing of goat breeds provide insight into genic basis of goat domestication［J］. BMC Genomics， 2015，16（1）：431.

［46］ Fadista J， Nygaard M， Holm LE， et al. A snapshot of CNVs in the pig genome［J］. PLoS One， 2008， 3（12）：e3916.

［47］ Ramayo-Caldas Y， Castelló A， Pena RN， et al. Copy number variation in the porcine genome inferred from a 60 k SNP BeadChip［J］. BMC Genomics， 2010， 11（1）：593.

［48］ Seo BY， Park EW， Ahn SJ， et al. An accurate method for quantifying and analyzing copy number variation in porcine KIT by an oligonucleotide ligation assay［J］. BMC Genetics， 2007， 8（1）：81.

［49］ Wang X， Nahashon S， Feaster TK， et al. An initial map of chromosomal segmental copy number variations in the chicken［J］. BMC Genomics， 2010， 11（1）：351.

［50］ Wang Y， Gu X， Feng C， et al. A genome-wide survey of copy number variation regions in various chicken breeds by array comparative genomic hybridization method［J］. Animal Genetics，2012， 43（3）：282-289.

［51］ Wright D， Boije H， Meaclows JR， et al. Copy number variation in intron 1 of SOX5 causes the Pea-comb phenotype in chickens［J］. PLoS Genet， 2009， 5（6）：e1000512.

［52］ Bu G， Huang G， Fu H， et al. Characterization of the novel duplicated PRLR gene at the late-feathering K locus in Lohmann chickens［J］. Journal of Molecular Endocrinology， 2013， 51（2）：261-276.

［53］ Elferink MG， Vallée A， Jungerius AP， et al. Partial duplication of the PRLR and SPEF2 genes at the late feathering locus in chicken［J］. BMC Genomics， 2008， 9（1）：391.

［54］ Stuber CW， Polacco M， Senior ML. Synergy of empirical breeding，marker-assisted selection， and genomics to increase crop yield potential［J］. Crop Science， 1999， 39（6）：1571-1583.

［55］ Moose SP， Mumm RH. Molecular plant breeding as the foundation for 21st century crop improvement［J］. Plant Physiology， 2008，147（3）：969-977.

［56］ Schaeffer L. Strategy for applying genome-wide selection in dairy cattle［J］. Journal of Animal Breeding and Genetics， 2006， 123（4）：218-223.

［57］ 黎裕， 賈繼增， 王天宇. 分子標記的種類及其發展［J］. 生物技術通報， 1999（4）：19-22.

（責任編輯李楠）

Progress and Prospects in Domestic Animals and Breeding：a Review of Genomic Copy Number Variations

Cheng Hong Jiang Yu
（College of Animal Science and Technology，Northwest A&F University，Yangling 712100）

The significant progress of de novo assembly and re-sequencing of agricultural animal genomes， promoted the discovery of abundant genetic variations. Global variations mainly include single nucleotide polymorphisms（SNPs）and copy number variations（CNVs）. Unlike SNPs， which have been widely studied and applied as molecular marker in breeding， fewer CNVs have been detected and experimental validated. Therefore， CNVs rarely serve as molecular markers in breeding. However， the proportion of genome variation ascribed to CNVs are far larger than to SNPs. So CNVs may have great impacts on agronomic traits. Recently， CNV is on the cutting edge of the research studies as well as applications in livestock and poultry breeding. In this review， we discuss the research progress of CNV， and its prospects for breeding domestic animals.

domestic animal；genome；copy number variation；breeding；economic trait

10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2015.11.006

2015-09-27

陜西省科技新星資助項目（K3320215201）

程紅，女，碩士研究生，研究方向：動物遺傳；E-mail：chenghong92@163.com

姜雨，男，教授，博士生導師，研究方向：動物遺傳；E-mail：jiangyu96@163.com