雄性小鼠聯會復合體的研究進展

申雪沂 牛長敏 郭佳倩 馬海濤 夏靜 綜述 鄭英 審校

揚州大學醫學院組織學與胚胎學教研室（江蘇揚州 225000）

雄性小鼠聯會復合體的研究進展

申雪沂 牛長敏 郭佳倩 馬海濤 夏靜 綜述 鄭英 審校

揚州大學醫學院組織學與胚胎學教研室（江蘇揚州 225000）

聯會復合體（synaptonemal complex , SC）是同源染色體之間具有三級結構的階梯狀聚合亞蛋白復合體，大部分由減數分裂特異性蛋白組成，聯會復合體的裝配開始于第一次減數分裂前期早期。在細線期，被命名為軸成分（axial elements, AEs）的蛋白沿染色體軸形成；在偶線期，配對的同源染色體的AEs ，現在稱作為側向原件（lateral elements, LEs），按同源染色體縱軸方向排列并由中央區域（central region, CR），即由橫向纖維（transverse filaments, TFs）和中央元件（central element, CE），將其緊密連接；在粗線期時，聯會復合體完成裝配并成熟；在雙線期時，聯會復合體降解［1］。

聯會復合體調節同源染色體聯會，是正確重組，同源染色體分離以及基因組單倍體化的關鍵因素［2］。 其作用是為聯會，雙鍵斷開（double-strand break，DSB）修復，同源染色體交叉提供框架［3］。若聯會復合體出現裝配錯誤，將會出現減數分裂阻滯，精母細胞凋亡，最終導致不孕不育［1,4］。本文以雄性小鼠為例，從聯會復合體蛋白組成及作用，裝配，與染色體重組之間的關系以及聯會復合體異常對精子發生的影響等方面進行綜述。

一、聯會復合體的蛋白組成及其作用

（一）中央區域（central region, CR）

1．中央元件（central element，CE）： 近年來，已鑒定出CE是由4種不同的減數分裂特異性蛋白SYCE1（Synaptonemal complex central element protein 1, SYCE1）,SYCE2,SYCE3和TEX12（testis-expressed protein 12, TEX12）組成。

SYCE1和SYCE3以連續的方式與SYCP1（synaptonemal complex protein 1，SYCP1）共定位，它們的缺乏導致了聯會復合體三級結構形成的失敗，表明SYCE1和SYCE3 的作用是聯會的開始［5］。Lu等［6］研究表明 SYCE3可能形成一個二聚體或更高結構的低聚體， SYCE3的N’端螺旋與SYCE1的C’端螺旋相互作用，在形成聯會復合體的中心成分起關鍵作用；而SYCE1穩固SYCP1 和CE之間的關系，是SYCE3 和SYCP1之間的橋梁。然而SYCP1的N’端與SYCE3之間的關系仍不清楚，免疫共沉淀也沒有顯示SYCE3能夠綁定SYCP1的N’端。

SYCE2由218氨基酸編碼而成，中心進化上保守，有3個α-螺旋結構盤繞卷曲結構，由側面分開，形成無組織形態的N’端和C’端。TEX12由123氨基酸編碼而成，進化上高度保守，中心和C’ 端有3個α-螺旋盤繞卷曲結構，在N’端散開形成無組織結構。SYCE2和TEX12組成高度穩定的復合體結構，該復合體是一個SYCE2四聚體和兩個TEX12二聚體構成，并以不連續的方式與SYCP1（TFs）共定位。它們的缺乏導致聯會的失敗，說明SYCE2和TEX12作用是聯會復合體延伸。完全同源染色體接合的完成可能是通過其開始點的重復和SYCE2-TEX12復合體的延長，最終形成同時且相互穩定的CE和明顯的TFs排列［5］。

SYCE2和TEX12形成的復合體與SYCE1相互作用，而SYCE1 直接與SYCP1 相互作用，從而將中央成分錨定在TFs 上［4］。Davies等［5］用類似類推法，將聯會復合體比作“拉鏈”，SYCP1分子比作拉鏈的“齒”，那么SYCE2-TEX12復合體可能就是拉鏈的“鎖”，起滑動鏈接作用，將“齒”從起始端依次鏈接，并延伸聯會復合體到整個染色體軸。

2．橫向纖維（transverse filaments, TFs）：SYCP1 是一個纖維狀分子，是TFs 的主要成分，中央明顯a-螺旋結構盤繞卷曲結構，側面以球狀N’端和C’端 結尾 ,SYCP1 主要是通過盤繞結構來調節同型相互作用。SYCP1自身能夠形成多聚復合物，即是類似于SCs的堆疊。改變SYCP1中心a-螺旋區域的長度會影響多聚復合體寬度，刪除非螺旋的N’端或C’端則會影響多聚復合體裝配。因此，SYCP1是聯會復合體寬度的決定因素［1,7］。電鏡發現，交替的LEs和不同密度特性的CE通過TFs相連，SYCP1分子形成的多聚復合體N’端位于CE 處，C’端與LE結構相關,說明SYCP 1是聯會復合體真正的結構組成蛋白之一［1］。

（二）側向元件（lateral elements，LE）

近年來， 側向組分是研究的熱點，側向元件構成了聯會復合體的基本框架，也是聯會復合體最為復雜的部分，涉及很多蛋白之間的協調組裝，如非粘連蛋白（Non-Cohesins）、粘連蛋白（Cohesins）和濃縮蛋白（Condensins）等，但在闡述時，一般將非粘連蛋白作為AEs/LEs的構成部分［8］。

1．非粘合蛋白（Non-Cohesins）： 哺乳動物中的非粘連蛋白主要是SYCP2和SYCP3。SYCP3形成高度延長的20nm螺旋形四聚體，SYCP3四聚體的螺旋鏈交織成一個相互反平行樣式，在每個四聚體尾端都有兩個N’端和C’端［9］。SYCP3的作用是其N’端序列形成高度延伸的類桿狀結構，兩端都能與雙鏈DNA相連，使得SYCP3能夠沿著姐妹染色單體遠距離位點聯接。SYCP2在進化上保守，通過其卷曲環繞區域與SYCP3結合，使得SYCP2和SYCP3能夠形成異二聚體。SYCP3和SYCP2復合體是聯會復合體的真正結構組成蛋白之一［1,9-10］。

2．粘連蛋白（Cohesins）： 粘合蛋白，又稱粘連蛋白復合體（Cohesin complexs）, 具有亞基亞蛋白結構，在哺乳動物有絲分裂和減數分裂中，形成粘連蛋白復合體的4種核心亞基有所區別。

在有絲分裂中，粘連蛋白復合體的4種亞基分別為Smc1a （structural maintence of chromosomes 1a, Smc1a）、Smc3 、Rad21（Sisterchromatid cohesion1, Scc1/ Rad21）、STAG1或STAG2（stromalin antigens 1 and 2, STAG1，STAG2）［3,8］。 Smc1a和Smc3是染色體結構維持蛋白家族成員，是具有不尋常結構的較大ATP酶。在折疊過程中，Smc蛋白單條多肽鏈的N’端和C’端彼此靠近，在中心“鉸鏈”折疊區域上方形成球形ATP酶“頭”區域，這種折疊形成40nm寬度非平行的卷曲螺旋結構。Smc1和Smc3在“鉸鏈”區域與彼此緊密相連，兩個ATP酶“頭”區域由Rad21亞基相連。Rad21是“klesin”成員蛋白，它是Smc1a和Smc3亞基ATP酶頭部區域的橋梁。Rad21 N’端綁定在Smc3的ATP酶區域以及C’端綁定在Smc1的ATP酶區域。因此，Smc1a和Smc3蛋白通過ATP酶的“頭”部與Rad21亞基相連，從而完成三重指環狀結構［3,11］。

在減數分裂中，這4種亞基可形成4種不同減數分裂特異形粘連蛋白復合體，是聯會復合體的側向組分，分別為包含Smc1a復合體（Smc1a，Smc3,STAG3與Rad21L或Rec8）和包含Smc1β復合體（Smc1β，Smc3，STAG3與Rad21或Rec8或Rad21L）。其中，Rec8是Rad21的旁系同源蛋白；Smc1β是Smc1a的旁系同源蛋白；STAG3是STAG1/2的旁系同源蛋白；Rad21L是類似于Rad21的蛋白，擁有同Rad21和Rec8相似的序列，在小鼠睪丸中表達更為豐富，同時也是粘連蛋白復合體亞基。在所有減數分裂特異性粘連蛋白復合體中都含有STAG3亞基，說明STAG3是唯一所有減數分裂特異性粘連蛋白復合體所需的亞基，其作用是維持粘連蛋白復合體的穩定，在粘連蛋白復合體裝載到染色體軸的過程中發揮關鍵作用，STAG3的缺乏將導致其余多聚復合體成分補償性增加［3,12］。

粘連蛋白復合體參與染色體分離、DNA損傷修復、促進DNA復制與重組和聯會復合體的形成［8,13,14］。粘連蛋白復合體通過特有的指環狀結構將DNA片段粘合。 當兩個DNA片段屬于姐妹染色單體時，粘連蛋白復合體則作為調節蛋白， 對同源染色體分離和DNA修復具有關鍵作用；當兩個DNA片段屬于同一染色單體時，則在粘連蛋白復合體作用下形成染色體環，作用是控制增強子和啟動子之間的聯系，最終調節基因表達［13］。

當粘連蛋白復合體和染色體聯合時需要一個二態復合體kollerin的協助，kollerin由一個進化上保守的較大蛋白Nipbl（Scc2）和進化上相對保守的較小蛋白Mau-2（Scc4）組成。存在于精母細胞聯會復合體側向元件上，Nipbl在粗線期的早期能夠廣泛定位，但在粗線期DSB修復之后從側向元件上分離［15,16］。

3．濃縮蛋白（Condensins）：濃縮蛋白是多亞基蛋白復合體，大部分真核生物中都有兩種不同的濃縮蛋白，即濃縮蛋白Ⅰ（condensinsⅠ, condⅠ）和濃縮蛋白Ⅱ（condensinsⅡ, condⅡ），這兩種蛋白復合體具有共同配對的Smc2和Smc4亞基，同屬于Smc家族蛋白。各自具有三個獨立的非Smc蛋白亞基，condI具有GAP-D2,GAP-G和GAP-H亞基；condⅡ具有GAPD3,GAP-G2和GAP-H2亞基。GAP-D2和GAP-D3、GAP-G和GAP-G2是彼此親緣關系較近的蛋白，具有退化的重復序列，稱為HEAT重復（熱重復）。GAP-H和GAP-H2 是Smc相關蛋白klesin家族成員。在哺乳動物中，在G2前期，condⅡ定位在細胞核，而condⅠ沉寂在細胞質。在第一次減數分裂前期，condⅡ在核內參與染色體早期凝集，在進入第一次減數分裂中期之前，細胞核膜損壞之后，condⅠ進入染色體并與condⅡ共同作用使姐妹染色體完全凝集［17］，見圖1。

二、聯會復合體的裝配

聯會復合體的裝配開始于第一次減數分裂前期的細線期，同源染色體為排列整齊寬度約為400nm，SYCP2和CYCP3以復合體形式在最開始形成的粘連蛋白復合體基礎上裝配到染色體軸， 為形成正確的AEs提供潛在的基礎框架。此時AEs的裝配與SYCP1以及CE-特異蛋白無關。在偶線期時，聯會開始，配對的同源染色體則由多個開始點沿縱軸方向以“拉鏈”的方式開始延伸，CR開始裝配，包括形成TFs；SYCP1通過C’端與LEs（此時的AEs成為LEs）相連形成蛋白異二聚體，N’端與CE-特異蛋白SYCE1、SYCE2、CYCE3、TEX12相連；SYCE1和SYCE3以連續方式裝配到聯會復合體 。粗線期時，SYCE2和TEX12以不連續方式裝配到更高階的聯會復合體，使聯會延伸到整個染色體，最終形成聯會復合體的三階結構，從而完成裝配［1,9］。

圖1 SC結構模式圖

完成聯會同時需要區域蛋白HORMAD1，在第一次減數分裂前期細線期到偶線期裝配在未聯會的染色體，獨立于SYCP2和SYCP3；粗線期時，HORMAD1從聯會的染色體區域消失；雙線期時，聯會復合體解體，HORMAD1再次裝配到非聯會的染色體，HORMAD區域蛋白作為“監視器”監視著聯會和同源染色體之間的相互作用［9,18,19］。

三、 聯會復合體裝配與染色體重組的關系

同源染色體重組和聯會復合體裝配具有緊密暫時相關性，一旦其中一個過程被擾亂，那么這兩個過程都將失敗［1］。

同源染色體重組，形成重組蛋白復合體與第一次減數分裂前期的精母細胞的AEs具有很大聯系，在聯會開始前大約250～300個早期節（ENs）與AEs有關，這個過程包括重組酶RAD51和DMC1參與以及程序化的DSBs的標志位點形成等。在細線期/偶線期時，ENs轉化為約200個過渡節（TNs），由RPA、BLM、MSH4、MSH5組成，位于并排的同源染色體AEs之間，調節它們起始結構聯系。在粗線期時少部份NTs（小鼠約25個）與MLH1結合，形成晚期重組節（RNs），MLH1的結合對于第一級別的交叉形成是必不可少的。聯會復合體的CE和未來的交叉位點都與MLH1聚集具有緊密聯系［1,20］。

在聯會復合體缺乏CR時，同源染色體無法完成重組，對最后轉化成為MLH1依賴的交叉有明顯影響。而且在SYCP1、SYCE1、SYCE2、SYCE3或TEX12缺乏的精母細胞中也沒有MLH1的聚集。然而對于CE和重組體系之間的物理聯系仍然不清楚，通過電鏡下觀察RNs和CE之間的關系，推測CE可能作為一個平臺來綁定和組織RN成分為以后的交叉的產生所需［1］。目前有實驗證明SPCY1缺乏時，RAD51和DMC1在細線期正常出現，同野生型數量一致，但是它們消失的速度變慢，甚至在粗線期后期或雙線期早期還有相當數量的聚集。而且，重組相關的基因，如RPA、MSH4、SMH5 等消失速度均較野生型慢［20］。

四、聯會復合體異常對精子發生的影響

聯會復合體錯誤的裝配會導致無法完成聯會，影響染色體重組，無法形成單倍體的生精細胞，最終導致小鼠不育。

SYCP1缺乏的小鼠不育，而小鼠本身是健康的，精原細胞能夠進入減數分裂前期，形成正常的AEs并沿同源染色體成排分布，卻無法聯會，并且大部分精母細胞阻滯在粗線期，只有小部分進入第一次減數分裂中期［20］。SYCP3缺乏破壞精子發生，阻滯在偶線期，通過對小鼠生精小管觀察，發現3種不同的小管形態。第一類中只有2～5層偶線期精母細胞；第二類中只有較薄的一層精原細胞和支持細胞，位置在生精小管的基底部；第三類中除了偶線期精母細胞，還有一群在野生型生精小管內沒有發現的細胞，可能與凋亡有關［21］。SYCP2缺乏的精母細胞同樣阻滯在偶線期，生精小管所顯示的表型與SYCP3缺乏所示的表型相似［10］。

SYCE1缺乏的小鼠不育，表現為 SYCE1突變的精母細胞由于染色體聯會失敗而阻滯在粗線期［22］。SYCE2缺乏的小鼠能夠形成DSBs，同源常染色體配對正常并能夠開始重組，卻無法完成SC，同源性染色體無法配對，最終無法形成XY性染色體，DNA破壞和修復的標記仍保留在染色體軸，交叉受到損害，最終無法形成配子［23］。TEX12缺乏導致精母細胞完全阻止在精子發生階段IV,最終小鼠導致不育［24］。SYCE3缺乏的精母細胞中只有部分對齊的AEs，卻沒有CE或類CE結構，因此聯會無法開始，精子發生阻滯在減數分裂階段IV。SYCE3 缺乏的小鼠沒有明顯的表型，但是將野生型小鼠和SYCE3缺乏小鼠交配后卻無法生育，證明SYCE3缺乏可導致小鼠不育［2,20］。

Smc1β特異性表達在睪丸，而Smc3在體細胞和生精細胞都能夠表達，但Smc1β能夠與睪丸生精細胞核內的Smc3免疫共沉淀［25］。Smc1β缺乏導致兩性小鼠不孕不育，雄性小鼠減數分裂阻滯在粗線期，而雌性小鼠減數分裂能夠進程到第二次減數分裂中期，但伴有高度錯誤傾向［26］。

Rad21L缺乏出現染色體軸碎片，非同源染色體聯會以及影響DSB修復［27］。Herra'n等［3］發現Rad21L缺乏的雄性小鼠在減數分裂前期，同源染色體聯會失敗并 阻滯在偶線期，精子缺乏，最終導致小鼠不育。Llano等［28］發現Rec8缺乏表現為第一次減數分裂過程中著絲粒復合體缺失，導致第一次減數分裂中期粘連蛋白復合體總體下降。缺乏STAG3的雄性小鼠不育，表現為減數分裂異常，包括減數分裂阻滯在類偶線期，同源染色體之間AE/LEs 縮短以及著絲粒內聚體的丟失 。Fukuda等［27］也發現STAG3缺乏的小鼠精母細胞內表現出染色體軸緊壓，聯會阻滯，重組受到損害并無法進程。STAG3水平的降低對Rec8蛋白水平有明顯的影響，然而對Rad21L和Rad21影響并不劇烈，說明STAG3缺乏對a-kleisins蛋白有不同程度的影響。但是目前仍不清楚STAG3的降低選擇性影響Rec8蛋白的穩定性，而對其他a-kleisin亞基沒有相同程度的影響，可能是由于STAG3與Rec8有較低水平的綁定關系，表現為STAG3減少時，Rec8蛋白不穩定。

五、問題與展望

目前，聯會復合體的研究是生殖生物學研究的熱點之一，對人類生殖影響具有重要意義。目前，研究重點在聯會復合體組成蛋白的結構特點、裝配以及聯合應用基因敲除小鼠和異源系統研究聯會復合體的功能 。聯會復合體的合成受眾多基因控制，但目前的研究主要集中在結構基因的克隆上，而對控制這些基因特異表達的上下游調控基因的研究還不夠深入。聯會復合體與同源染色體重組具有緊密聯系，但是聯會復合體組分的突變或錯配是如何影響同源染色體重組，以及染色體重組蛋白復合體與聯會復合體是如何相互作用仍然不清楚，這為將來的研究提供了方向。

致謝：本文受國家自然科學基金（31371174）；江蘇省自然科學基金（BK20131230）；揚州市社會發展科技攻關計劃（2012127）基金項目資助

聯會復合體；減數分裂；重組, 遺傳；精子發生

1 Fraune J, Schramm S, Alsheimer M,et al. Exp Cell Res2012；318（12）: 1340-1346

2 Schramm S, Fraune J, Naumann R,et al. PLoS Genet2011；7（5）:e1002088.

3 Herrán Y, Gutiérrez-Caballero C, Sánchez-Martín M,et al. EMBO J2011；30（15）: 3091-3105

4 Hamer G, Gell K, Kouznetsova A,et al. J Cell Sci2006；119（Pt 19）: 4025-4032

5 Davies OR, Maman JD, Pellegrini L.Open Biol2012；2（7）:120099

6 Lu J, Gu Y, Feng J,et al. Sci Rep2014；4: 7059

7 Ollinger R, Alsheimer M, Benavente R.Mol Biol Cell2005；16（1）: 212-217

8 謝文軍, 史典義, 蔡澤, 等. 遺傳 2012；34（2）: 167-176

9 Syrj?nen JL, Pellegrini L, Davies OR.Elife2014；3

10 Yang F, De La Fuente R, Leu NA,et al. J Cell Biol2006；173（4）: 497-507

11 Mehta GD, Rizvi SM, Ghosh SK.Biochim Biophys Acta2012；1823（8）: 1324-1342

12 Hopkins J, Hwang G, Jacob J,et al. PLoS Genet2014；10（7）: e1004413

13 Remeseiro S, Losada A.Curr Opin Cell Biol2013；25（1）:63-71

14 Llano E, Herrán Y, García-Tu?ón I,et al. J Cell Biol2012；197（7）: 877-885

15 Kuleszewicz K, Fu X, Kudo NR,et al. Cell Div2013；8（1）: 12

16 Nasmyth K.Nat Cell Biol2011；13（10）: 1170-1177

17 Hirano T.Genes Dev2012；26（15）:1659-1678

18 Vader G, Musacchio A.Dev Cell2014；31（4）: 389-391

19 Fukuda T, Daniel K, Wojtasz L,et al. Exp Cell Res2010；316（2）: 158-171

20 de Vries FA, de Boer E, van den Bosch M,et al. GenesDev2005；19（11）:1376-1389

21 Yuan L, Liu JG, Zhao J,et al. Mol Cell2000；5（1）: 73-83

22 Bolcun-Filas E, Hall E, Speed R,et al. PLoS Genet2009；5（2）: e1000393

23 Bolcun-Filas E, Costa Y, Speed R,et al. J Cell Biol2007；176（6）: 741-747

24 Hamer G, Wang H, Bolcun-Filas E,et al. J Cell Sci2008；121（Pt 15）: 2445-2451

25 Revenkova E, Eijpe M, Heyting C,et al.Med Cell Biol2001；21（20）: 6984-6998

26 Revenkova E, Eijpe M, Heyting C,et al. Nat Cell Biol2004；6（6）: 555-562

27 Fukuda T, Fukuda N, Agostinho A,et al. EMBO J2014；33（11）: 1243-1255

28 Llano E, Gomez-H L, García-Tu?ón I,et al.Hum Mol Genet2014；23（13）: 3421-3431

（2016-04-25收稿）

10.3969/j.issn.1008-0848.2016.06.016

R321.1