睢金凱,饒國棟,2,張建國,2*
(1 國家林業局林木培育重點實驗室,中國林業科學研究院林業研究所,北京 100091;2 南京林業大學南方現代林業協同創新中心,南京 210037)
柳樹β微管蛋白基因家族的克隆和序列分析
睢金凱1,饒國棟1,2,張建國1,2*
(1 國家林業局林木培育重點實驗室,中國林業科學研究院林業研究所,北京 100091;2 南京林業大學南方現代林業協同創新中心,南京 210037)
摘要:該研究克隆鑒定了旱柳和龍爪柳β微管蛋白基因,并對其進行了序列相似性、系統發育、染色體定位以及表達模式的分析。結果顯示,2種柳樹β微管蛋白基因家族各有20個成員,家族內部成員間核酸和氨基酸序列相似性分別在74.0%和86.6%以上,種間同源蛋白氨基酸序列相似性在85.8%以上,柳樹與其它植物β微管蛋白間的氨基酸序列相似性在81.5%以上。系統發育分析顯示,柳樹β微管蛋白家族被分為4個亞組,結合楊樹β微管蛋白基因染色體定位,推測柳樹β微管蛋白基因家族經歷了楊柳科全基因組重復事件和串聯重復事件,而柳樹TUB11和TUB12可能來源于區段重復或者轉座?;虮磉_模式分析發現,該家族成員的表達具有一定的組織特異性,并且部分重復基因對在所檢測組織中表達差異較大。柳樹β微管蛋白基因家族成員序列的高度相似性、成員數量的進化擴張、以及表達模式的多樣性可能賦予了細胞分裂與生長更高的靈活性,這對多年生木本植物的生長發育習性意義重大。
關鍵詞:柳樹;β微管蛋白;系統發育;序列相似性;表達模式
微管(MT)是由α微管蛋白(TUA)和β微管蛋白(TUB)構成的異質二聚體,它是真核生物細胞骨架的重要組成部分,在細胞有絲分裂[1]和減數分裂[2]中具有重要作用,植物微管骨架參與冷信號的傳導[3],參與細胞的形態建成[4],并在植物細胞壁形成過程中引導纖維素微纖維的沉積[5]。因此,研究微管蛋白可能會有助于揭示植物的形態建成或植物外部形態形成的分子機制。
早期發現的動物、植物、原生生物和真菌中的TUA和TUB蛋白氨基酸序列相似性高達88%以上[6-12]。到目前為止,很多植物的微管蛋白基因已被克隆或鑒定,如擬南芥的6個TUA[13]和9個TUB基因[14],毛果楊(PopulustrichocarpaTorr. & Gray)的8個TUA和20個TUB基因[15],美洲山楊(PopulustremuloidesMichx.)的8個TUA和20個TUB基因[15],玉米(ZeamaysL.)的6個可編碼TUA基因[16]和8個有功能的TUB基因[17],水稻(OryzasativaL.)中有4個TUA基因[18]和8個TUB基因[19]等。
本研究以中國特有的旱柳(SalixmatsudanaKoidz.)及其變種龍爪柳[S.matsudanavar.tortusoa(Vilm.)Rehd.][20]為材料,克隆了2種柳樹的TUB基因,并對克隆的基因進行了組織特異性表達分析,進行了核酸和氨基酸序列相似性和系統發育分析以及染色體定位,為木本植物微管蛋白的研究提供了一定的理論基礎。
1材料和方法
1.1材料
基因克隆以旱柳與龍爪柳水培苗葉片作為RNA提取材料;實時定量PCR實驗所用的一年生枝條材料于成年大樹上采集,成樹生長于北京植物園。
簸箕柳(S.suchowensisW. C. Cheng ex G. Zhu)TUB基因通過本地Blast獲得,其基因組數據下載于http://115.29.234.170/willow/;毛果楊TUB基因下載于毛果楊全基因組數據庫(https://phytozome.jgi.doe.gov /pz/portal.html);擬南芥TUB基因下載于擬南芥全基因組數據庫(http://www.arabidopsis.org/);水稻、玉米、高粱(SorghumbicolorL.)、二穗短柄草(Brachypodiumdistachyum(L.) Beauv.)和狗尾草(Setariaviridis(L.) Beauv.)等植物TUB基因通過Blast搜索Genbank數據庫獲得。
1.2方法
1.2.1柳樹TUB基因的克隆以毛果楊β微管蛋白氨基酸序列為探針Blast搜索Genbank數據庫,篩選獲得20個鉆天柳(Choseniaarbutifolia(Pall.) A. Skv.)TUB基因。由于TUB基因在各物種間的保守性很高,旱柳、龍爪柳與鉆天柳又同屬于楊柳科柳屬植物,因此本研究以鉆天柳TUB基因為模板,利用NCBI的在線引物設計工具(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/index.cgi?LINK_LOC=BlastHome)設計引物,克隆旱柳與龍爪柳TUB基因。利用EASYspin植物RNA快速提取試劑盒(北京艾德萊生物科技有限公司)和SuperRT cDNA第一鏈合成試劑盒(北京康為世紀生物科技有限公司)進行旱柳與龍爪柳總RNA提取和cDNA第一鏈合成,PCR克隆采用2×Es Taq MasterMix(北京康為世紀生物科技有限公司)進行。所用引物如表1所示。克隆所獲得的CDNA片段由北京中科希林生物科技有限責任公司測序。
1.2.2TUB基因家族序列比對利用Bioedit軟件將克隆獲得的旱柳和龍爪柳TUB基因編碼區(CDS)翻譯成氨基酸序列,與鉆天柳、簸箕柳、毛果楊、擬南芥、水稻、玉米、高粱、二穗短柄草和狗尾草等TUB基因進行物種間和物種內部核酸和氨基酸序列比對,分析TUB基因家族在同一物種不同成員間的序列相似性,以及在不同物種中的保守性。
1.2.3TUB蛋白的系統發育分析利用ClustalW將柳樹與其它植物的TUB氨基酸序列進行序列比對,使用Mega 5.0軟件構建系統發育樹,選用鄰接法(Neighbor-Joining, NJ),分支可信度檢測自展值(bootstrap)為1 000次重復,氨基酸替換模型選用JTT(Jones-Taylor-Thornton)模型[21],缺失位點處理方法為完全刪除。
1.2.4TUB基因的染色體定位利用基因家族全基因組定位工具WGMapping(http://bioinformatics.psb.ugent.be/plaza/versions/plaza_v3_dicots/genome_mapping/index)分析TUB基因在其染色體上的定位。
1.2.5柳樹TUB基因家族的實時定量PCR將旱柳(Sm)與龍爪柳(Smt)一年生枝條分基部(S1)、中段(S2)、上部伸長區(S3)和莖尖(S4)4個部位分別提取RNA,利用SYBR?Fast qPCR Mix試劑盒(Takara)進行實時定量PCR,分析TUB基因在2種柳樹一年生枝條不同部位的表達模式。

表1 柳樹β微管蛋白基因引物
2結果與分析
2.1TUB基因家族序列相似性
克隆獲得旱柳和龍爪柳TUB基因各20個,家族成員開放讀碼框(ORF)長度范圍為1 335~1 353 bp,核酸序列相似性分別為74.1%~99.5%和74.0%~99.9%。預測的蛋白質氨基酸序列長度為445~451。旱柳中SmTUB2和SmTUB11基因編碼的氨基酸序列相同,SmTUB7和SmTUB12編碼的氨基酸序列相同,其它成員間的氨基酸序列相似性為86.6%~98.8%。龍爪柳中SmtTUB7和SmtTUB12基因編碼的氨基酸序列相同,其它成員間的氨基酸序列相似性為87.0%~99.5%。雖然柳樹TUB蛋白保守性很高,但其C末端也像其它植物一樣是多變的。旱柳SmTUB4、SmTUB6、SmTUB10、SmTUB14-15、SmTUB17、SmTUB19-20與龍爪柳直系同源蛋白的氨基酸序列完全一致,其它直系同源蛋白的氨基酸序列相似性為98.0%~99.7%;旁系同源蛋白相似性為85.8%~99.7%。
將柳樹TUB與其它被子植物β微管蛋白進行氨基酸序列比對,發現TUB在被子植物中非常保守。其中,旱柳SmTUB4、SmTUB14和SmTUB19與鉆天柳直系同源蛋白的氨基酸序列完全一致;SmTUB14與毛果楊直系同源蛋白的氨基酸序列完全一致;而簸箕柳的TUB家族成員在搜索過程中只獲得了12條完整序列,沒有發現與旱柳完全一致的TUB同源蛋白。旱柳與上述3種楊柳科植物的其它TUB直系同源蛋白間的序列相似性則依次為95.9%~99.7%、91.5%~99.7%和90.5%~99.7%,旁系同源蛋白的序列相似性依次為85.8%~99.3%、85.6%~99.1%和81.5%~98.8%。相比之下,旱柳與其它被子植物如擬南芥、水稻、玉米、高粱、二穗短柄草和狗尾草中TUB同源蛋白的氨基酸序列相似性稍低,依次為86.0%~97.1%、86.8%~97.7%、86.6%~97.3%、87.0%~97.3%、88.8%~96.8%和88.8%~96.6%。
由于和旱柳親緣關系非常近,龍爪柳與其它植物TUB同源蛋白間的序列相似性與旱柳中情況基本相同。它與鉆天柳間完全一致的直系同源蛋白同樣為TUB4、TUB14和TUB19;與毛果楊除TUB14外還有TUB18也完全一致;與簸箕柳間同樣沒有發現一致的TUB直系同源蛋白。龍爪柳與以上3種植物的其它TUB直系同源蛋白間的序列相似性依次為95.9%~99.7%、90.9%~99.5%和90.5%~99.7%,旁系同源蛋白間的序列相似性依次為86.0%~99.3%、85.8%~99.3%和81.8%~98.8%。同旱柳一樣,龍爪柳與擬南芥、水稻、玉米、高粱、二穗短柄草和狗尾草中TUB同源蛋白的氨基酸序列相似性也低于楊柳科植物,序列相似性數據依次為86.2%~97.3%、87.0%~97.7%、86.8%~97.3%、87.2%~97.5%、89.0%~96.8%和 89.0%~96.6%。
2.2TUB蛋白系統發育分析
TUB蛋白家族在進化過程中經歷了顯著的擴張,其中包括雙子葉植物全基因組復制事件、楊柳科植物全基因組復制事件以及串聯重復,最終使得楊柳科的4個物種旱柳、龍爪柳、鉆天柳和毛果楊TUB基因進化為現在的各20個。
系統發育分析結果顯示,TUB蛋白家族可分為四大類(圖1),這與Oakley等[15]的研究一致。第一類包括Class I與Class I-like,其成員最多,占全部分析序列的41.13%(51/124)。這一分支中包含SmTUB、SmtTUB與CaTUB各8個,約占各自成員總數的一半,而PtTUB則正好有一半聚類在此分支中。由于拓撲結構不緊密,3種柳樹各有2個TUB蛋白(SmTUB9~10、SmtTUB9~10與CaTUB9~10)被劃分在Class I-like中,毛果楊中有4個TUB蛋白(PtTUB9~12)歸于此類。此外,Class I中包含有2個主要由單子葉植物TUB蛋白組成的小分支,其中包括12個單子葉TUB和1個擬南芥TUB(AtTUB6)。
第二分支Class Ⅱ成員數僅次于Class I,所占比例為33.87%(42/124)。其中大部分為雙子葉植物TUB蛋白,包括6個旱柳(SmTUB1、SmTUB2/11、SmTUB3~6)、7個龍爪柳(SmtTUB1~6和SmtTUB11)、7個鉆天柳(CaTUB1~6和CaTUB11)、6個楊樹(PtTUB1~6)、5個簸箕柳(SsTUB1和SsTUB3~6)與3個擬南芥TUB(AtTUB2、AtTUB7 和AtTUB8);單子葉植物TUB只有玉米(ZmTUB1)、高粱(SbTUB2)、水稻(OsTUB2)和二穗短柄草(BdTUB2)各1個,4個單子葉植物TUB獨成一支。
第三和第四分支成員較少,分別為16和19個,拓撲結構也比較簡單,其中單、雙子葉植物TUB都是分開聚類,且Class Ⅲ與Class Ⅳ中各有2個擬南芥TUB自成一支,分別為AtTUB1、AtTUB5和AtTUB4、AtTUB9。Class Ⅲ中包括10個楊柳科TUB,旱柳、龍爪柳、鉆天柳、簸箕柳和毛果楊蛋白各2個,分別是SmTUB19~20、SmtTUB19~20、CaTUB19~20、SsTUB19~20和PtTUB19~20,這些蛋白的一個共同特點是都在其序列第39位上比其它TUB蛋白多了3個氨基酸殘基,而其它蛋白在39位及其附近也是比較多變的。本分支的4個單子葉植物TUB分別為OsTUB8、SbTUB6、ZmTUB3和ZmTUB4。Class Ⅳ中包括2個旱柳TUB(SmTUB7/12和SmTUB8)、2個龍爪柳TUB(SmtTUB7/12和SmtTUB8)、2個鉆天柳TUB(CaTUB7/12和CaSmTUB8)、2個毛果楊TUB(PtTUB7和PtTUB8)和1個簸箕柳TUB(SsTUB8),共9個楊柳科TUB蛋白。另外還包括3個水稻、3個高粱、1個玉米和1個二穗短柄草共8個單子葉植物TUB蛋白。
2.3TUB基因家族染色體定位分析
TUB基因染色體定位顯示,20個PtTUB基因分布在超過半數的染色體上(10/19)。其中1號染色體上分布的TUB基因最多(6個);其次是9號染色體,分布有3個;3、6和16號染色體各分布有2個,而其余染色體(2、5、11、12和15號)上各有1個。毛果楊全基因組測序[22]表明楊樹至少經歷了三次全基因組重復事件,以及后來的多區段重復、串聯重復和轉座。對比最近的一次楊柳科全基因組復制事件后楊樹染色體連鎖圖譜,發現20個楊樹TUB基因都經歷了本次復制事件,并且定位在重復區段的2個基因都被保留下來(圖2)。其中,TUB3和TUB9、TUB4和TUB10、TUB13和TUB15以及TUB14和TUB16等4對基因還發生了串聯重復,然而它們的進化歷史并不相同。因為,系統發育分析顯示前2對串聯重復基因中TUB3和TUB4的關系較近,同樣TUB9和TUB10也在同一個分支上,據此推測它們是先經歷了串聯重復事件,由一個祖先基因進化成為TUB3/4和TUB9/10,然后發生了楊柳科基因組重復事件使得2個基因加倍至4個:TUB3、TUB4、TUB9和TUB10。相反,后2對基因則是TUB13和TUB15進化關系較近,而TUB14和TUB16在同一分支,因此可以推測它們先由一個祖先基因經過基因組重復事件進化成TUB13/15和TUB14/16等2個基因,隨后又發生串聯重復造成基因加倍,形成4個基因。

標尺表示JTT模型下估算的單位遺傳距離;SmTUB1~ SmTUB20,本研究克隆的20個旱柳TUB蛋白;SmtTUB1~ SmtTUB20,本研究克隆的20個龍爪柳TUB蛋白;SsTUB1~SsTUB6、SsTUB8~SsTUB10、SsTUB14和SsTUB8~SsTUB10,本地blast獲得的14個簸箕柳TUB蛋白;CaTUB1~CaTUB20,20個鉆天柳TUB蛋白;PtTUB1~PtTUB20,20個毛果楊TUB蛋白;AtTUB1~AtTUB9,9個擬南芥TUB蛋白;OsTUB1~ OsTUB8,8個水稻TUB蛋白;ZmTUB1~ ZmTUB7,7個玉米TUB蛋白;SbTUB1~ SbTUB6,6個高粱TUB蛋白;BdTUB1~ BdTUB5,5個二穗短柄草TUB蛋白;SvTUB1~SvTUB2,2個狗尾草TUB蛋白圖1 植物TUB蛋白系統發育分析The bar means unit genetic distance estimated by JTT model; SmTUB1~ SmTUB20, 20 S. matsudana TUB proteins cloned in this study; SmtTUB1~ SmtTUB20, 20 S. matsudana var. tortusoa TUB proteins cloned in this study; SsTUB1~SsTUB6, SsTUB8~SsTUB10, SsTUB14 and SsTUB8~SsTUB10, 14 S.suchowensis TUB proteins obtained by local blast; CaTUB1~CaTUB20, 20 C. arbutifolia TUB proteins; PtTUB1~PtTUB20, 20 P. trichocarpa TUB proteins; AtTUB1~AtTUB9, nine A. thaliana TUB proteins; OsTUB1~ OsTUB8, eight O. sativa TUB proteins; ZmTUB1~ ZmTUB7, seven Z. mays TUB proteins; SbTUB1~ SbTUB6, six S. bicolor TUB proteins; BdTUB1~ BdTUB5, five B. distachyon TUB proteins; SvTUB1~SvTUB2, two S. viridis TUB proteinsFig. 1 Phylogenetic analysis of plant TUB proteins
共線性分析表明柳樹與楊樹染色體結構高度相似[23],據此推測柳樹TUB基因家族同樣經歷了三次全基因組重復事件和串聯重復事件,導致其家族成員劇增到20個。然而,柳樹TUB11和TUB12基因(圖2)的進化歷史與楊樹不同,楊樹PtTUB11和PtTUB12共同聚類在Class I-like中,而柳樹TUB11卻與TUB1和TUB2共同聚類在Class Ⅱ中,TUB12與TUB7氨基酸序列相同,并與TUB8聚類在Class Ⅳ中。因此,與楊樹不同,柳樹TUB11和TUB12不是來源于同一個祖先基因,它們可能是由TUB1/TUB2和TUB7分別通過區段重復或轉座產生。

虛線連接的是TUBs復制基因,實線連接的是柳樹TUB11和TUB12以及它們可能的重復基因。圖2 TUB基因染色體定位與基因重復事件The duplicated paralogous pairs of TUBs are connected with dotted lines. TUB11 and TUB12 from Salix are connected with their potential duplicated paralogous with solid linesFig. 2 Chromosomal location and gene duplication events of TUB genes
2.4柳樹TUB基因表達模式
近半數(9個)柳樹TUB基因在所檢測組織中不表達,其中大部分是重復基因。Class I中只檢測到TUB13和TUB18在旱柳和龍爪柳枝條基部(S1)、中部(S2)、伸長區(S3)和頂端(S4)4個組織中表達(圖3),且相對表達水平都很低(最高相對表達量為0.007 121)。在旱柳中,TUB13和TUB18在枝條的頂端表達水平最高,基部次之,中部和伸長區較低;而在龍爪柳中,SmtTUB13在枝條伸長區表達水平最高,其次是頂端分生區、基部和中部,SmtTUB18枝條頂端和伸長區表達水平都比較高,其次是基部和中部。作為TUB13的重復基因,TUB14、TUB15和TUB16均不在上述組織中表達;TUB17作為TUB18的重復基因也不表達。Class I-like中的2個基因TUB9和TUB10也不在上述組織中表達,而它們的重復基因TUB3和TUB4(Class Ⅱ)在上述4個組織中都有表達。
Class Ⅱ中的TUB11是上述4個柳樹組織中的主要表達基因(圖3),相對表達水平均在0.25以上,在旱柳枝條伸長區的表達水平最高(相對表達量為9.05),而在龍爪柳相應組織中的表達水平明顯低于旱柳(相對表達量為1.80),該基因在2種柳樹的頂端中表達水平也比較高且表達水平相當,而在枝條中部和基部表達水平較低。TUB1和TUB2作為TUB11的重復基因是除TUB11外表達量較高的基因,TUB3和TUB4次之。而旱柳TUB1~4在的枝條中部和頂端表達水平均高于龍爪柳,伸長區表達水平與龍爪柳相當;TUB2在龍爪柳枝條基部表達水平高于旱柳。TUB5和TUB6在兩種柳樹的上述4個組織中均未表達。

Sm. 旱柳;Smt. 龍爪柳;S1. 枝條基部;S2. 枝條中部;S3. 枝條伸長區;S4. 枝條頂端圖3 柳樹TUB基因表達模式Sm. S. matsudana; Smt. S. matsudana var. tortusoa; S1. Basal region of branch; S2. Middle region of branch; S3. Elongation region of branch; S4. Apical region of branchFig. 3 The expression profile of TUB in willows
Class Ⅲ中只有TUB19表達(圖3),該基因在2種柳樹的枝條頂端表達水平最高,在龍爪柳枝條伸長區表達水平也比較高,在其它組織中表達水平較低。未檢測到其重復基因TUB20在上述組織中表達。Class Ⅳ中的3個基因(由于TUB7和TUB12核酸序列相似性非常高,導致無合適引物可以將2個基因的表達水平分開測定)在上述組織中均有表達,其中TUB8在旱柳枝條伸長區的表達水平明顯高于旱柳和龍爪柳其它枝條組織。TUB7/12在旱柳枝條基部、中部、伸長區和頂端分生區的表達水平均高于龍爪柳的相應組織,其中以在旱柳枝條伸長區的表達水平最高,中部、頂端分生區和基部依次次之;該基因在龍爪柳枝條各組織中表達水平高低次序依次為伸長區、中部、基部和頂端分生區。
3討論
通過克隆獲得旱柳和龍爪柳TUB基因各20個,與毛果楊和美洲山楊的TUB基因家族[15]成員數相等,且其家族內部成員間核酸和氨基酸序列相似性也與楊樹相當,甚至高于楊樹,在分子水平一定程度上說明旱柳和龍爪柳親緣關系很近,印證了中國植物志中龍爪柳是旱柳的變種一說[20]。旱柳和龍爪柳TUB蛋白家族成員的氨基酸序列高度保守,其C末端與其它植物一樣也是多變的,有研究表明TUB蛋白C末端調節微管的組裝[24],決定微管多聚體的聚合效率[25],可能構成馬達蛋白的結合表面[26],并且還是很多微管結合蛋白的互作區域[27-33]。因此,可以推測柳樹TUB蛋白的C末端也在其微管的組裝,及與微管結合蛋白的互作中起重要作用。
系統發育和染色體定位分析顯示,柳樹TUB基因家族同楊樹[22]一樣經歷了3次全基因組重復事件,以及后來的區段重復、串聯重復和轉座等基因重復事件。柳樹與楊樹TUB11和TUB12在進化上的區別暗示,在楊柳科植物基因組重復事件發生后楊屬和柳屬植物各自具有不同的進化歷史。另外,由目前基因家族成員的數量判斷,楊柳科植物TUB基因家族的進化擴張比草本植物更明顯。比如,擬南芥中只有9個TUB基因[14]、玉米中目前只鑒定出8個TUB基因[17]、水稻中也只有8個TUB基因[19]等,而楊樹和柳樹都有20個TUB基因。這種基因擴張的不對等可能對木本植物多年生的生長習性意義重大。
柳樹與楊樹TUB基因的表達模式差異較大,楊樹Class I和Class I-like亞組中的TUB9、TUB13、TUB15和TUB16是木質部中的主要表達基因[15],而柳樹一年生枝條4個組織中未檢測到TUB9、TUB15和TUB16的表達,且TUB13的表達水平也很低。相比之下,Class Ⅱ中的TUB11及其重復基因TUB1和TUB2在柳樹中的表達量最高,因此柳樹TUB11、TUB1和TUB2極有可能代替了楊樹TUB9、TUB13、TUB15和TUB16的功能,調節柳樹木質部的生長發育。但是,柳樹TUB12并沒有像TUB11一樣在柳樹一年生枝條中高表達,暗示重復事件產生的新基因進化命運是不同的。另外,TUB13的重復基因TUB14、TUB15和TUB16,TUB18的重復基因TUB17,TUB3和TUB4的重復基因TUB9和TUB10,以及TUB19的重復基因TUB20等基因在所檢測組織中不表達,說明重復基因在進化過程中發生了功能缺失或功能分歧。
參考文獻:
[1]RASMUSSEN C G, WRIGHT A J, M LLER S. The role of the cytoskeleton and associated proteins in determination of the plant cell division plane[J].ThePlantJournal, 2013, 75(2): 258-269.
[2]張平冬,康向陽。胡楊小孢子發生及微管骨架變化與異常研究[J]. 西北植物學報, 2013, 33(11): 2 166-2 171.
ZHANG D P, KANG X Y. Organization of microtubule and its abnormities during microsporogenesis inPopuluseuphratica[J].ActaBotanicaBoreali-OccidentaliaSinica, 2013, 33(11): 2 166-2 171.
[3]李永才,安黎哲,畢陽。微管骨架在植物適應低溫脅迫中的功能研究進展[J]. 西北植物學報, 2006, 26(7): 1 500-1 504.
LI Y C, AN L Z, BI Y. Research advances about the role of microtubule cytoskeleton in plant acclimation to low-temperature stress[J].ActaBotanicaBoreali-OccidentaliaSinica, 2006, 26(7): 1 500-1 504.
[4]LEDBETTER M C, PORTER K R. A “microtubule” in plant cell fine structure[J].TheJournalofCellBiology, 1963, 19(1): 239-250.
[5]PAREDEZ A R, SOMERVILLE C R and EHRHARDT D W. Visualization of cellulose synthase demonstrates functional association with microtubules[J].Science, 2006, 312(5 779): 1 491-1 495.
[6]MAGES W, SALBAUM J M, HARPER J F,etal. Organization and structure ofVolvoxα-tubulin genes[J].MolecularandGeneralGenetics, 1988, 213(2/3): 449-458.
[7]HARPER J F, MAGES W. Organization and structure of Volvox β-tubulin genes[J].MolecularandGeneralGenetics, 1988, 213(2/3): 315-324.
[8]ROHEL E A, PAYNE A C, HALL L,etal. Isolation and characterization of α-tubulin genes fromSeptoriatriticiandRhynchosporiumsecalis, and comparative analysis of fungal α-tubulin sequences[J].CellMotilityandTheCytoskeleton, 1998, 41(3): 247-253.
[9]LIAUD M-F, BRINKMANN H, CERFF R. The β-tubulin gene family of pea: primary structures, genomic organization and intron-dependent evolution of genes[J].PlantMolecularBiology, 1992, 18(4): 639-651.
[10]PARKER S K, DETRICH H W. Evolution, organization, and expression of α-Tubulin genes in the antarctic FishNototheniacoriicepsadaptive expansion of a gene family by recent gene duplication, inversion, and divergence[J].JournalofBiologicalChemistry, 1998, 273(51): 34 358-34 369.
[11]SPITHILL T W, SAMARAS N. Genomic organization, chromosomal location and transcription of dispersed and repeated tubulin genes inLeishmaniamajor[J].MolecularandBiochemicalParasitology, 1987, 24(1): 23-37.
[12]ALEXANDRAKI D, RUDERMAN J V. Sequence heterogeneity, multiplicity, and genomic organization of alpha-and beta-tubulin genes in sea urchins[J].MolecularandCellularBiology, 1981, 1(12): 1 125-1 137.
[13]KOPCZAK S D, HAAS N A, HUSSEY P J,etal. The small genome ofArabidopsiscontains at least six expressed alpha-tubulin genes[J].ThePlantCellOnline, 1992, 4(5): 539-547.
[14]SNUSTAD D P, HAAS N A, KOPCZAK S D,etal. The small genome ofArabidopsiscontains at least nine expressed beta-tubulin genes[J].ThePlantCell, 1992, 4(5): 549-556.
[15]OAKLEY R V, WANG Y-S, RAMAKRISHNA W,etal. Differential expansion and expression of alpha- and beta-tubulin gene families inPopulus[J].PlantPhysiology, 2007, 145(3): 961-973.
[16]VILLEMUR R, JOYCE C M, HAAS N A,etal. α-Tubulin gene family of maize (ZeamaysL.): evidence for two ancient α-tubulin genes in plants[J].JournalofMolecularBiology, 1992, 227(1): 81-96.
[17]VILLEMUR R, HAAS N A, JOYCE C M,etal. Characterization of four new β-tubulin genes and their expression during male flower development in maize (ZeamaysL.)[J].PlantMolecularBiology, 1994, 24(2): 295-315.
[18]JEON J S, LEE S, JUNG K H,etal. Tissue-preferential expression of a rice α-tubulin gene,OsTubA1, mediated by the first intron[J].PlantPhysiology, 2000, 123(3): 1 005-1 014.
[19]YOSHIKAWA M, YANG G, KAWAGUCHI K,etal. Expression analyses of β-tubulin isotype genes in rice[J].PlantandCellPhysiology, 2003, 44(11): 1 202-1 207.
[20]王戰,方振富。中國植物志[M]. 北京: 科學出版社, 1984: 133-134.
[21]JONES D T, TAYLOR W R, THORNTON J M. The rapid generation of mutation data matrices from protein sequences[J].ComputerApplicationsintheBiosciences, 1992, 8(3): 275-282.
[22]TUSKAN G A, DIFAZIO S, JANSSON S,etal. The genome of black cottonwood,Populustrichocarpa(Torr. & Gray)[J].Science, 2006, 313(5 793): 1 596-1 604.
[23]DAI X, HU Q, CAI Q,etal. The willow genome and divergent evolution from poplar after the common genome duplication[J].CellResearch, 2014, 24(10): 1 274-1 277.
[24]SERRANO L, TORRE J D L, MACCIONI R B,etal. Involvement of the carboxyl-terminal domain of tubulin in the regulation of its assembly[J].ProceedingsoftheNationalAcademyofSciences, 1984, 81(19): 5 989-5 993.
[25]SACKETT D L, BHATTACHARYYA B, WOLFF J. Tubulin subunit carboxyl termini determine polymerization efficiency[J].JournalofBiologicalChemistry, 1985, 260(260): 43-45.
[26]NOGALES E, WOLF S G, DOWNING K H. Structure of the alpha beta tubulin dimer by electron crystallography[J].Nature, 1998, 391(6 663): 89-106.
[27]CIFERRI C, PASQUALATO S, SCREPANTI E,etal. Implications for kinetochore-microtubule attachment from the structure of an engineered Ndc80 complex[J].Cell, 2008, 133(3): 427-439.
[28]WESTERMANN S, AVILA-SAKAR A, WANG H W,etal. Formation of a dynamic kinetochore-microtubule interface through assembly of the Dam1 ring complex[J].MolecularCell, 2005, 17(2): 277-290.
[29]MICHAEL N, SUSANNE B, MICHAL W,etal. Microtubules accelerate the kinase activity of Aurora-B by a reduction in dimensionality[J].PlosOne, 2014, 9(2): e86786.
[30]MARYA P K, SYED Z, FRAYLICH P E,etal. Kinesin and tau bind to distinct sites on microtubules[J].JournalofCellScience, 1994, 107(1): 339-344.
[31]BROUHARD G J, STEAR J H, NOETZEL T L,etal. XMAP215 is a processive microtubule polymerase[J].Cell, 2008, 132(1): 79-88.
[32]MARIJA Z, STEAR J H, HYMAN A A. EB1 recognizes the nucleotide state of tubulin in the microtubule lattice[J].PlosOne, 2009, 4(10): e7585.
[33]GUPTA K K, JOYCE M V, SLABBEKOORN A R,etal. Probing Interactions between CLIP-170, EB1, and Microtubules[J].JournalofMolecularBiology, 2010, 395(5): 1 049-1 062.
(編輯:宋亞珍)
Cloning and Sequence Analysis of β-Tubulin Gene Families in Willows
SUI Jinkai1, RAO Guodong1, 2, ZHANG Jianguo1, 2 *
(1 Research Institute of Forestry, Chinese Academy of Forestry, Key Laboratory of Tree Breeding and Cultivation, State Forestry Administration, Beijing 100091, China; 2 Collaborative Innovation Center of Sustainable Forestry in Southern China, Nanjing Forestry University, Nanjing 210037, China)
Abstract:In this study, β-tubulin genes of Salix matsudana Koidz. and S. matsudana var. tortusoa (Vilm.)Rehd. were cloned and identified. The sequence similarity, phylogeny, chromosomal localization and expression patterns were further analyzed. The result showed that each willow contained 20 β-tubulin genes, and each gene shared more than 74.0% and 86.6% nucleotide and amino acid sequence similarity with one another in each willow species. There was over 85.8% amino acid sequence similarity of the β-tubulin between the two willows. While the amino acid sequence similarity among Salix and other plants were larger than 81.5%. In the phylogenetic analysis, β-tubulin proteins formed four classes, and it was presumed that Salix β-tubulin gene families had undergone salicoid duplication and tandem duplication events combined with the study of chromosomal location of poplar β-tubulin. However, TUB11 and TUB12 were possibly derived from segmental duplication or replicative transposition. The expression pattern analysis showed a tissue specificity of β-tubulin genes in willows, and a section of duplicated-gene pairs showed different expression patterns in tested tissues. High degree of sequence similarity, evolutionary expansion and of members and expression pattern diversity of Salix β-tubulin gene families might confer flexibility in cell division and growth which is of important significance to the development and growth habit of perennial woody plants.
Key words:willow; β-tubulin; phylogenetic; sequence similarity; expression pattern
文章編號:1000-4025(2016)05-0902-08
doi:10.7606/j.issn.1000-4025.2016.05.0902
收稿日期:2015-10-12;修改稿收到日期:2016-04-25
基金項目:國家自然科學基金青年項目(31400569)
作者簡介:睢金凱(1985-),男,博士,主要從事人工林定向培育研究。E-mail: suijinkai@163.com *通信作者:張建國,博士,研究員,博士生導師,主要從事森林培育研究。E-mail: rgd@caf.ac.cn
中圖分類號:Q785;Q786
文獻標志碼:A