厭氧消化過程穩定性與微生物群落的相關性

李 蕾,何 琴,馬 垚,趙小飛,瞿 莉,王小銘,彭緒亞(重慶大學三峽庫區生態環境教育部重點實驗室,重慶 400045)

厭氧消化過程穩定性與微生物群落的相關性

李 蕾,何 琴,馬 垚,趙小飛,瞿 莉,王小銘,彭緒亞*(重慶大學三峽庫區生態環境教育部重點實驗室,重慶 400045)

為探析厭氧消化過程穩定性與微生物群落的相關性,在餐廚垃圾厭氧消化反應器中引入負荷擾動以誘導不同的運行狀態,理化分析和高通量測序相結合用于研究各個狀態下的狀態參數響應及微生物群落動態.結果表明,均衡的群落結構保證了反應器的穩定運行,穩定狀態下反應器的甲烷產率和揮發性固體(VS)去除率分別高達(0.50±0.01) LC H4/gVS和(89.58±0.08)%.高負荷下產酸細菌(柔膜菌門、放線菌門)大量增殖,誘導互養脂肪酸降解菌(梭菌綱)的相對豐度劇增,然而與之互營的氫型產甲烷菌的豐度和活性卻下降了.產甲烷菌與互養脂肪酸降解菌的失衡導致它們不能有效的互養合作,從而引起揮發性脂肪酸(VFA)積累和過程失穩.積累的VFA和氨使比乙酸產甲烷活性(SAMA)和比產甲烷活性(SMA)分別下降 60.12%和 72.51%,進一步加劇了過程失穩.擾動停止后,盡管反應器恢復了原有運行條件和性能,但微生物群落達到了新的平衡.

餐廚垃圾；厭氧消化；過程穩定性；微生物群落；454高通量測序

我國餐廚垃圾產量逐年增加,處置不當會引發一系列環境衛生和食品安全問題.厭氧消化(AD)技術能在處理廢物的同時回收能源,被廣泛用于餐廚垃圾處理[1-2].然而AD系統在運行過程中易發生抑制、酸化、起泡等“過程不穩定”現象,在高負荷下運行時尤其顯著[3-5].鑒于AD系統是以微生物為主導的生化反應過程,研究微生物群落有助于優化系統性能,保證過程穩定性[6-9].近年來國內外很多研究探索了 AD系統中的微生

物群落,但大多只考慮了某一運行狀態下系統中的群落組成或其隨時間的演替[10-12].也有研究者將負荷擾動與微生物群落結合,但通常僅考慮了穩定運行階段下微生物群落隨負荷的演替[5,13].少量研究考慮了負荷擾動下穩定和失穩兩種運行狀態下的微生物群落動態.如 Polag等[14]研究了負荷高度波動的全規模反應器內總細菌、總古菌、甲烷八疊球菌科、甲烷鬃菌科等微生物的數量在不同運行階段的變化.Goux等[4]在甜菜漿厭氧消化系統中發現超負荷酸化后甲烷鬃菌被甲烷囊菌取代,乙酸型產甲烷途徑向氫型產甲烷轉移;細菌在擾動后也達到了新的平衡.Razaviarani等[15]研究了污水污泥與餐廚廢油聯合厭氧消化反應器在穩定和超負荷兩個運行階段下的微生物群落動態,發現兩種狀態下主導甲烷菌不同,且超負荷后pH、堿度、甲烷含量下降,VFA急劇上升.可見現有文獻主要研究不同運行狀態下 AD系統的狀態參數響應及微生物群落動態,甚至只關注了不同狀態下主導細菌或古菌的演替,鮮有人探析微生物的演替為什么會導致系統失穩,微生物群落結構和 AD過程穩定性之間有怎樣的相關性.

鑒于此,本研究在餐廚垃圾AD反應器內引入負荷擾動,誘導反應器產生穩定、失穩、恢復和重新穩定等不同運行狀態.采用454高通量測序分析不同運行狀態下微生物的群落動態,并與理化參數和微生物活性相結合,擬探析AD過程穩定性與微生物群落動態的相關性.

1 材料與方法

1.1 試驗裝置

試驗裝置為全自動的機械攪拌釜式反應器(BMR-A50U型,上海傲中),工作容積30L.頂部進料,側邊有上、中、下3個排料口,底部設有排渣口.恒溫調節器控制水浴加熱,保持溫度恒定在(36±1)℃.反應器頂部有攪拌電機,轉速 60rpm,每間隔2h攪拌1h.反應器配備了pH、ORP和溫度探頭,可實時在線監測相應參數.產生的氣體經干燥后,由紅外檢測器實時在線檢測氣體成分、流量及產氣總量.

1.2 實驗材料和運行方案

餐廚垃圾取自學校食堂,去除粗顆粒雜質如骨頭、塑料等后,用粉碎機粉碎至5mm以下.隨后分裝到4L的儲存袋中,于-18℃冰凍保存.臨用前一周置于 4℃冰箱中解凍.接種污泥取自常溫下運行的農村戶用沼氣池.餐廚垃圾和接種污泥的理化性質見表1.

表1 底物和接種污泥的理化特征Table 1 Physical and chemical characterization of substrate and seed sludge

運行初期一次性向反應器內投加上述種泥30L,并預孵化兩周.隨后反應器進行半連續式啟動,初始負荷為 3gVS/(L·d).運行過程中,反應器每天出料 200mL用于理化參數測定;每周集中排渣一次,以保證反應器有效容積.約一個月后,反應器pH值、甲烷產率和VS去除率達到穩定狀態(連續10d波動不大于10%),表明系統已成功啟動.

反應器成功啟動后,分為4個階段運行：第I階段(0～45d),反應器依然在 3gVS/(L·d)的負荷下穩定運行,稱為穩定運行期;第II階段(46～90d),向反應器內引入負荷擾動,以 1gVS/(L·d)為梯度,每隔15d提高一個負荷檔次,直至反應器運行失敗,稱為負荷擾動期;第 III階段(91～120d),停止進料以消耗積累的中間代謝產物,稱為恢復期;第 IV階段(121～150d)再次進料,但為避免突然進料對長期饑餓的系統造成過大的沖擊,首先分別在 1和2gVS/(L·d)的負荷下運行7d,觀察到反應器性能沒出現明顯惡化后,提高負荷至 3gVS/(L·d)運

行至穩定,此階段稱為重新穩定期.

1.3 比產甲烷活性試驗

取每個運行階段末期(45, 90, 120和150d)的污泥進行產甲烷活性實驗,分別以混合揮發性脂肪酸(50%乙酸, 25%丙酸和 25%丁酸)和乙酸為底物,來表征比產甲烷活性(SMA)和比乙酸產甲烷活性(SAMA)[16].實驗在總容積 500mL,有效容積400mL的反應瓶內進行,每個處理設置3個平行.種泥和底物的終濃度分別為 5gVSS/L和2.5g/L(乙酸) 或 1g/L (混合酸).基礎營養液占有效容積的20%.反應物添加完成后,向反應器內補充蒸餾水以達到有效容積,隨即擰緊橡膠塞,并向反應瓶內充 5min氮氣,以排空瓶內的氧氣,保證厭氧環境.密封后的玻璃瓶放入恒溫水浴鍋內進行發酵,發酵溫度保持在(36±1)oC.產生的甲烷通過排 NaOH溶液(3mol/L)法進行收集.計算微生物活性時,以累積甲烷產量對時間作圖,產氣曲線上直線段部分的斜率與污泥濃度的比即為SMA或 SAMA,以 mgCODCH4/(gVSS·d)表示.此外,各階段SMA和SAMA的顯著性差異采用SPSS軟件,基于鄧肯多重范圍檢驗進行單因素方差分析,顯著性水平0.05.

1.4 物化參數分析

pH值、產氣量和氣體成分進行在線檢測. TS和VS采用烘干法測定.總揮發性脂肪酸(VFA)和總堿度(TA)采用滴定法進行測定.總氨氮(TAN)采用標準方法測定.乙酸、丙酸等單個脂肪酸采用氣相色譜測定(Agilent 7890A,美國). C/N采用元素分析儀測定(Elementar VarioELⅢ元素分析儀,德國).蛋白質采用凱氏定氮法測定,脂肪采用索氏提取法測定.VS去除率和游離氨(FAN)的計算見前期研究[17].

1.5 微生物分析

在每個運行階段末期,從反應器中采集3個污泥樣品,每個樣0.3g;使用E.Z.N.A Soil DNA試劑盒,參照操作說明書進行基因組 DNA抽提.對所提取的DNA進行純化,隨后三份DNA混合后對其16S rRNA基因片段進行PCR擴增.細菌擴增引物為27F (5’-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3’)和 533R(5’-TTACCGCGGCTGCTGGCAC-3’);古菌擴增引物為 344F(5’-ACGGGGYGCAGCAGGCGCGA-3’)和915R (5’-GTGCTCCCCCGCCAATTCCT-3’).擴增后的產物經純化和定量,再送往上海美吉生物技術有限公司進行454高通量測序.所得原始核苷酸序列經分類、修剪和標準檢驗后劃分到操作分類單元(OTU)水平.基于 OTU的多樣性分析采用 Mothur軟件(Mothur v.1.30.1)進行.分類學水平的分析采用SILVA 數據庫軟件(http：//www.arb-silva.de).最終的核苷酸序列提交到 NCBI數據庫,登錄號為SRP065754.

2 結果和討論

2.1 系統效率和過程穩定性對擾動的響應

從圖1可知,I階段TAN和FAN都呈增加趨勢.據報道TAN和FAN濃度分別大于3000和100mg/L時會引起系統抑制[18],而該階段的TAN和FAN濃度分別小于1767mg/L和82mg/L,因此這兩個因子的抑制效果可以忽略.低負荷和無抑制使該階段具有良好的系統性能,其甲烷產率和VS去除率分別在(0.50±0.01)L CH4/gVS和(89.58±0.08)%,與前人的研究相近[19].狀態參數如VFA恒定在(2083±120)mg/L,小于其抑制閾值3000mg/L,pH也在最佳范圍以內,VFA/TA在0.2～0.35之間,VFAs以乙酸為主,丙酸保持在很低的水平,指示系統運行穩定.

II階段引入負荷擾動以誘導系統失穩.從圖1中可知,負荷從 3gVS/(L·d)提高到 5gVS/(L·d)時,VFA出現輕微上升,并伴隨著TA的輕微下降,這可能是FAN抑制引起的,因為FAN在67d超過了 100mg/L.然而狀態參數并沒有持續背離其原有水平,而是穩定在了新的濃度值,且系統效率并沒有受到影響.進一步提高負荷至 6gVS/ (L·d),TAN和FAN繼續增加,同時VFA也迅速從3100mg/L (82d)積累到9443mg/L(90d).此時,乙酸依然是最主導的VFA,但丙酸濃度上升了20倍,且丁酸和戊酸也出現了一定程度的積累(數據未顯示).積累的 VFAs消耗系統堿度,導致 pH下降,VFA/TA也上升至 0.79±0.22,指示系統失穩.此外甲烷含量、甲烷產率和VS去除率也出現不

同程度的降低.可見II階段末期所有指標都背離了其正常范圍,共同指示出AD過程惡化.高負荷下,酸的產生和消耗不匹配可能是過程失穩的主要原因;而氨氮的積累也許進一步加劇了AD過程失穩.

圖1 厭氧消化反應器運行性能Fig.1 Process performance of the anaerobic digester

超負荷后,降低運行負荷是進行過程恢復的最普遍的方式[7].結合本研究的嚴重酸化現象,在III階段,系統沒有投加任何負荷.從圖中可知,隨著“饑餓”時間的延長,積累的VFAs逐漸被消耗,甲烷含量慢慢回升.值得注意的是,甲烷含量不只是恢復到穩定期的水平,而是持續升高至明顯高于穩定期.這可能是因為,隨著 VFA被消耗,之前與VFA結合的HCO3-被釋放,系統中TA增高,而TA的升高反過來又導致微生物代謝產生的CO2更多地溶解在液相中,而溢出到氣相的CO2減少,進而導致氣相中甲烷含量增加.恢復期更高的堿度和pH印證了該推論.

隨著VFA降低到I階段的水平,反應器重新進料并逐步恢復I階段的運行條件.從圖1可知, IV階段運行穩定后,與I階段具有類似的運行效率.高的 TAN[(2810±53)mg/L]和 FAN[(134±18) mg/L]并沒有對該階段造成抑制,這可能是因為氨氮逐漸積累的過程中,微生物被馴化了. Yenigün等[20]曾報道,馴化后微生物對 FAN 和TAN 的耐受濃度分別可達 337～800mg/L和2800～6000mg/L.但IV階段的VFA和TA等較I階段稍高,這可能與微生物群落的轉移相關.

2.2 比產甲烷活性對擾動的響應

圖2 不同運行狀態下的SAMA和SMA變化Fig.2 Variations of SAMA and SMA during different operational stages

從圖 2可知,各階段的 SAMA在(0.109± 0.004)～(0.274±0.017)gCOD/(gVSS·d),與前人的研究結果相近[16,21].此外,每個階段的 SAMA都高于SMA.這可能是因為測定SMA采用的底物中,丙酸和丁酸不能直接被產甲烷菌利用,而要先被互養的產氫產乙酸菌轉化為乙酸和H2,再分別被乙酸型和氫型產甲烷菌降解.因此互養菌的活性直接影響了SMA的測定結果,更低的SMA也許預示著互養菌/氫型產甲烷菌活性不足[21].具體比較每一個運行階段可知,I階段具有最高的產甲烷活性,這與該階段穩定的運行性能是對應的.II階段SAMA和SMA分別下降了60.12%和72.51%,這可能是酸和氨積累導致的.而SMA更高程度的下降表明互養菌/氫型產甲烷活性在失穩過程中比乙酸型產甲烷活性受損更重.恢復階

段兩類活性都有所回升,其中SMA平均增加3.03倍,而SAMA上升了1.64倍,這也許意味著互養/氫型產甲烷途徑在系統中的作用增強了.IV階段的SAMA與III階段沒有顯著差異,但SMA則顯著上升,進一步表明互養/氫型產甲烷途徑的重要作用.此外,對比IV階段和I階段可知,盡管兩個階段都處于穩定狀態,但IV階段僅有SMA恢復到了I階段水平,SAMA則顯著低于I階段,這也許是該階段VFA更高的原因之一.

表2 不同運行階段樣品中微生物序列的統計分析Table 2 Statistics analysis of microbial sequences in samples retrieved from different operational stages

2.3 測序結果的統計分析

從表2可知,細菌和古菌樣品的文庫覆蓋率都在 99%以上,表明系統中大部分的微生物已被檢測到.此外,細菌豐富度和多樣性都高于古菌,這與早期研究一致[22].進一步對比每個運行狀態下的微生物生態學參數可知,細菌和古菌的各類參數均與過程穩定性沒有明顯相關性.可見,多樣性指數并不能很好地指示反應器運行狀態.Goux等[4]也有類似結論,他們指出微生物多樣性與反應器過程穩定性之間沒有明確相關性,群落結構才是決定微生物功能的重要因素.因此從群落結構演替的角度進一步分析失穩機理是必要的.

2.4 產甲烷菌群落動態

從圖 3可知,乙酸營養型的甲烷鬃菌(Methanothrix)、 氫 營 養 型 的 甲 烷 囊 菌(Methanoculleus)和甲烷螺菌(Methanospirillum)是系統內主要的甲烷菌屬.此外混合營養型的甲烷八疊球菌(Methanosarcina)也檢測到了,但其豐度一直很低.具體而言,I階段甲烷鬃菌是系統內最主導的甲烷菌,相對豐度為 46.97%;氫型產甲烷菌中甲烷螺菌主導,具有 35.35%的豐度,甲烷囊菌次之,占 9.89%.可見,該階段具備“甲烷鬃菌主導,乙酸營養型和氫營養型產甲烷菌共存”的均衡古菌群落特征[6,23],這可能是該階段性能穩定的原因之一.

II階段酸和氨的積累大幅度地削弱了SAMA,但甲烷鬃菌的相對豐度卻增加至58.47%.其他研究者同樣報道過甲烷菌豐度與活性不成比例的現象[24-25].前期研究中,作者也詳細闡述了這種異常的可能原因[1].相應的,該階段總氫型產甲烷菌的豐度從 45.27%下降至 37.68%,這會降低 H2消耗效率.此外,主導的氫型產甲烷菌由甲烷螺菌向甲烷囊菌轉移.據報道[25],甲烷囊菌比甲烷螺菌具有更高的H2親和力,因此這種演替會進一步降低H2消耗速率.這與該階段SMA的大幅下降是一致的.

圖3 甲烷菌群落在屬水平的動態演替Fig.3 Dynamics of methanogens at the genus level

III階段甲烷鬃菌豐度基本不變,甲烷螺菌豐度下降,而甲烷囊菌豐度繼續升高,且在 IV階段成為系統中最主導的甲烷菌.甲烷囊菌取代甲烷螺菌成為主導氫型產甲烷菌可能與甲烷囊菌具有更高的氨氮耐受限值有關[26].此外甲烷囊菌在特定的途徑上有更多的基因含量,有些會直接參與生物產甲烷過程,如它們可以采用乙醇和大量的二級醇作為電子供體來產甲烷[26],這些特征使得它們在不同的生長環境中存活更具優勢.因此,

綜合來看,超負荷過程中,酸和氨積累導致主導產甲烷菌呈現出了乙酸營養型的甲烷鬃菌向氫營養型的甲烷囊菌轉移的趨勢;而主導氫型產甲烷菌呈現出甲烷螺菌向甲烷囊菌轉移的趨勢.其他研究者在有擾動和無擾動的厭氧消化反應器中都曾觀察到類似現象[8,11,13,27].

2.5 細菌群落動態

圖4 細菌群落在門水平的動態演替Fig.4 Dynamics of bacterial communities at the phylum level

由圖4和表3可知,擬桿菌門(Bacteroidetes)、厚壁菌門(Firmicutes)、綠彎菌門(Chloroflexi)、螺旋菌門(Spirochaetae)、互養菌門(Synergistete)、熱袍菌門(Thermotogae)、柔膜菌門(Tenericutes)和放線菌門(Actinobacteria)是反應器內的主導細菌門(至少在一個樣品中相對豐度大于1%).這與Guo等[5]及 Jang等[13]在餐廚垃圾厭氧消化系統中檢測到的優勢微生物是類似的.其中,擬桿菌門和厚壁菌門是眾所周知的持久性微生物,能在AD過程中產生各種代謝酶,主要參與水解和酸化階段.如擬桿菌門的Bacteroides屬發酵膳食纖維產生乙酸[28];而Petrimonas屬發酵糖類,主要代謝產物為乙酸和丙酸; vadinBC27 和Proteiniphilum屬則是蛋白質或氨基酸降解菌[5].厚壁菌門的梭菌綱(Clostridia)除水解酸化外,還涉及產氫產乙酸和乙酸氧化.如其代表屬Syntrophomonas可與氫型產甲烷菌互營將各種有機酸轉化為 H2和乙酸[28];另一代表屬Syntrophaceticus則為乙酸氧化菌,可將乙酸分解為 H2和 CO2[29].互養菌門也涉及酸化和乙酸氧化[6,13],Carballa等[6]和 Jang等[13]指出它們的存在代表了系統良好的耗乙酸性能.螺旋菌門的代表屬 Spirochaeta具有葡萄糖利用活性[5];Treponema則包含同型產乙酸微生物,可轉化H2和CO2為乙酸[30].熱袍菌門以060F05-B-SD-P93為代表屬,能產生胞外聚合物,形成聚集體以增大氫傳遞效率.厭氧反應器中柔膜菌門微生物似乎主要參與酸化階段,可為乙酸型產甲烷菌提供乙酸[31].放線菌門據報道也參與酸化過程,能降解餐廚垃圾為 VFA,且放線菌門的有些微生物會產生丙酸[13].

表3 細菌在綱和屬水平上的分布表(僅列出了至少在一個樣品內相對豐度大于1.0%的屬)Table 3 Taxonomic compositions of bacterial communities at the class and genus levels

對比各階段細菌的演替動態可知,失穩過程中產酸的柔膜菌門和放線菌門豐度急劇增加.

Guo等[5]曾在超負荷的餐廚垃圾厭氧消化系統中觀察到柔膜菌門增加的現象,而 Regueiro等[7]及Jang等[13]觀察到超負荷時放線菌門的相對豐度增大.產酸菌的豐度增加也許是造成該階段高VFA產量的主要原因.高的VFA產率誘導了系統內互養脂肪酸降解菌的增殖.從表3可知,該階段梭菌綱豐度急劇增加.然而,梭菌綱也是著名的氫生產者,它們的增加代表它們向系統內釋放了更多的 H2[22].與此矛盾的是,互營的氫型產甲烷菌豐度和活性在該階段顯著下降.這種壓力下,同型產乙酸的 Treponema屬作為耗氫微生物出現.據報道,同型產乙酸菌一般在低溫下被觀察到,在中或高溫下,由于它們產能低于氫型產甲烷菌,通常不具有競爭優勢[32].然而,Wang等[30]觀察到在有H2流入的中溫污泥AD反應器內,Treponema和氫型產甲烷菌共存. Siriwongrungson等[32]在丁酸高溫AD反應器中發現,同型產乙酸能在產甲烷途徑被抑制的情況下,充當替代耗氫途徑.可見,在H2產量急劇增加而耗氫效率急劇下降的II階段,Treponema作為耗氫的替代微生物出現是可以理解的,這甚至可能是AD自我優化的表現形式.然而,這種自我優化并沒能阻止其失穩,這是因為盡管Treponema將多余的H2轉化為了乙酸,乙酸型產甲烷菌的活性卻也受到了影響,它們同樣無法消耗過多的乙酸,最終導致了VFA積累.

恢復和重新穩定過程中,梭菌綱豐度進一步增加,反應器中積累的 VFA卻逐漸被消耗.這一方面是因為放線菌門和柔膜菌門等產酸菌豐度下降,VFA產量下降了;另一方面是由于系統的SMA增加,使氫的產生和消耗之間達到了平衡.與此同時,細菌也向著產氫菌的方向轉移.如發酵碳水化合物的Bacteroides和Petrimonas屬的豐度在擾動后被Gelria和060F05-B-SD-P93屬部分取代,而后兩者均能降解碳水化合物產氫. Treponema屬的豐度在后兩個運行階段逐漸下降,而與之具有相反功能的Syntrophaceticus屬豐度增加,氧化乙酸為氫.微生物的這些演替也許都暗示著擾動后反應器內出現了產甲烷途徑的轉移,這與其活性的變化規律是一致的.另外,盡管 I和IV階段的性能類似,對比兩階段的微生物群落可知,細菌和古菌群落都發生了明顯的變化,擾動后群落達到了新的平衡.類似現象在Luo等[33]及Goux等[4]的研究中也曾被報道過.這也許預示著微生物存在高度的功能冗余.

3 結論

3.1 穩定運行階段反應器中甲烷鬃菌主導,乙酸營養型和氫營養型產甲烷菌共存,水解、酸化和產氫產乙酸菌等微生物均衡生長,反應器運行穩定,甲烷產率和 VS去除率分別在(0.50±0.01) LCH4/gVS和(89.58±0.08)%,各項狀態參數均在閾值以下,無中間代謝產物積累.

3.2 高負荷下產酸的柔膜菌門和放線菌門微生物急劇繁殖造成高VFA產率,是系統失穩的第一個原因.高VFA產率誘導互養脂肪酸降解菌大量生長,導致系統 H2產量增加;但互營的氫型產甲烷菌豐度和活性均下降,造成 H2消耗速率下降,產氫細菌和耗氫甲烷菌的代謝失衡是系統失穩的第二個原因.此外,VFA和氨積累使SAMA下降60.12%;且引起主導氫型甲烷菌從甲烷螺菌轉為甲烷囊菌,導致SMA下降72.51%,甲烷菌的低代謝活性是系統失穩的又一個原因.

3.3 重新穩定階段反應器雖然恢復了原有運行條件和性能,但微生物達到了新的平衡.細菌向產氫菌方向轉移;產甲烷途徑呈現出乙酸營養型向氫營養型產甲烷轉移的趨勢,氫型產甲烷菌豐度和活性均上升.這表明微生物應對擾動時呈現出高度的功能冗余.

[1] Li L, He Q, Ma Y, et al. Dynamics of microbial community in a mesophilic anaerobic digester treating food waste： Relationship between community structure and process stability [J]. Biores. Technol., 2015,189：113-120.

[2] 尹福斌,李子富,王冬泠,等.加堿預處理對致病微生物去除效果及動力學研究 [J]. 中國環境科學, 2015,35(1)：196-203.

[3] 彭緒亞,洪俊華,賈傳興,等.磷酸酯酶活性對餐廚垃圾單相厭氧消化抑制的預警作用 [J]. 中國環境科學, 2012,32(3)：541-546.

[4] Goux X, Calusinska M, Lemaigre S, et al. Microbial community dynamics in replicate anaerobic digesters exposed sequentially to increasing organic loading rate, acidosis, and process recovery [J]. Biotechnol. Biofuels, 2015,8(1)：1-18.

[5] Guo X, Wang C, Sun F, et al. A comparison of microbial

characteristics between the thermophilic and mesophilic anaerobic digesters exposed to elevated food waste loadings [J]. Biores. Technol., 2014,152：420-428.

[6] Carballa M, Regueiro L, Lema J M. Microbial management of anaerobic digestion： exploiting the microbiome-functionality nexus [J]. Curr. Opin. Biotech., 2015,33：103-111.

[7] Regueiro L, Lema J M, Carballa M. Key microbial communities steering the functioning of anaerobic digesters during hydraulic and organic overloading shocks [J]. Biores. Technol., 2015, 197：208-216.

[8] 劉 陽,彭永臻,韓玉偉,等.游離氨對熱水解聯合中溫厭氧消化處理剩余污泥的影響 [J]. 中國環境科學, 2015,35(9)：2650-2657.

[9] 何 強,孫興福,艾海男,等.兩相一體式污泥濃縮消化反應器運行效能及其微生物特性 [J]. 中國環境科學, 2012,32(11)：2039-2046.

[10] Karakashev D, Batstone D J, Angelidaki I. Influence of environmental conditions on methanogenic compositions in anaerobic biogas reactors [J]. Appl. Environ. Microb., 2005,71(1)：331-338.

[11] Williams J, Williams H, Dinsdale R, et al. Monitoring methanogenic population dynamics in a full-scale anaerobic digester to facilitate operational management [J]. Biores. Technol., 2013,140：234-242.

[12] Cho S, Im W, Kim D, et al. Dry anaerobic digestion of food waste under mesophilic conditions： Performance and methanogenic community analysis [J]. Biores. Technol., 2013,131：210- 217.

[13] Jang H M, Kim J H, Ha J H, et al. Bacterial and methanogenic archaeal communities during the single-stage anaerobic digestion of highstrength food wastewater [J]. Biores. Technol., 2014,165：174-182.

[14] Polag D, May T, Müller L, et al. Online monitoring of stable carbon isotopes of methane in anaerobic digestion as a new tool for early warning of process instability [J]. Biores. Technol., 2015,197：161-170.

[15] Razaviarani V, Buchanan I D. Reactor performance and microbial community dynamics during anaerobic co-digestion of municipal wastewater sludge with restaurant grease waste at steady state and overloading stages [J]. Biores. Technol., 2014,172：232-240.

[16] Regueiro L, Veiga P, Figueroa M, et al. Relationship between microbial activity and microbial community structure in six full-scale anaerobic digesters [J]. Microbiol. Res., 2012,167(10)：581-589.

[17] 唐 波,李 蕾,何 琴,等.總氨氮在餐廚垃圾厭氧消化系統中的積累及其抑制作用 [J]. 環境科學學報, 2016,(1)：210-216.

[18] Heo N H, Park S C, Kang H. Effects of mixture ratio and hydraulic retention time on single-stage anaerobic co-digestion of food waste and waste activated sludge [J]. J. Environ. Sci. Heal. A., 2004,39(7)：1739-1756.

[19] Nagao N, Tajima N, Kawai M, et al. Maximum organic loading rate for the single-stage wet anaerobic digestion of food waste [J]. Biores. Technol., 2012,118：210-218.

[20] Yenigün O, Demirel B. Ammonia inhibition in anaerobic digestion： A review [J]. Process Biochem., 2013,48(5/6)：901-911.

[21] Palatsi J, Illa J, Prenafeta-Boldú F X, et al. Long-chain fatty acids inhibition and adaptation process in anaerobic thermophilic digestion： Batch tests, microbial community structure and mathematical modelling [J]. Biores. Technol., 2010,101(7)：2243-2251.

[22] Kim S, Bae J, Choi O, et al. A pilot scale two-stage anaerobic digester treating food waste leachate (FWL)： Performance and microbial structure analysis using pyrosequencing [J]. Process Biochem., 2014,49(2)：301-308.

[23] Lerm S, Kleyb?cker A, Miethling-Graff R, et al. Archaeal community composition affects the function of anaerobic co-digesters in response to organic overload [J]. Waste Manage., 2012,32(3)：389-399.

[24] Schauer-Gimenez A E, Zitomer D H, Maki J S, et al. Bioaugmentation for improved recovery of anaerobic digesters after toxicant exposure [J]. Water Res., 2010,44(12)：3555-3564.

[25] Shigematsu T, Era S, Mizuno Y, et al. Microbial community of a mesophilic propionate-degrading methanogenic consortium in chemostat cultivation analyzed based on 16S rRNA and acetate kinase genes [J]. Appl. Microbiol. Biot., 2006,72(2)：401-415.

[26] Franke-Whittle I H, Walter A, Ebner C, et al. Investigation into the effect of high concentrations of volatile fatty acids in anaerobic digestion on methanogenic communities [J]. Waste Manage., 2014,34(11)：2080-2089.

[27] Lerm S, Kleyb?cker A, Miethling-Graff R, et al. Archaeal community composition affects the function of anaerobic co-digesters in response to organic overload [J]. Waste Manage., 2012,32(3)：389-399.

[28] Li A, Chu Y N, Wang X, et al. A pyrosequencing-based metagenomic study of methane-producing microbial community in solid-state biogas reactor [J]. Biotechnol. Biofuels, 2013,6(1)：3.

[29] Ziganshin A M, Liebetrau J, Pr?ter J, et al. Microbial community structure and dynamics during anaerobic digestion of various agricultural waste materials [J]. Appl. Microbiol. Biot., 2013, 97(11)：5161-5174.

[30] Wang W, Xie L, Luo G, et al. Performance and microbial community analysis of the anaerobic reactor with coke oven gas biomethanation and in situ biogas upgrading [J]. Biores. Technol., 2013,146：234-239.

[31] Wirth R, Kovács E, Maróti G, et al. Characterization of a biogasproducing microbial community by short-read next generation DNA sequencing [J]. Biotechnol. Biofuels, 2012,5(1)： 41.

[32] Siriwongrungson V, Zeng R J, Angelidaki I. Homoacetogenesis as the alternative pathway for H2sink during thermophilic anaerobic degradation of butyrate under suppressed methanogenesis [J]. Water Res., 2007,41(18)：4204-4210.

[33] Luo G, De Francisci D, Kougias P G, et al. New steady-state microbial community compositions and process performances in biogas reactors induced by temperature disturbances [J]. Biotechnol. Biofuels, 2015,8(1)：1-10.

Investigation on the relationship between process stability and microbial community in anaerobic digestion.

LI Lei, HE Qin, MA Yao, ZHAO Xiao-fei, QU Li, WANG Xiao-ming, PENG Xu-ya*(Key Laboratory of Three Gorges Reservoir Region’s Eco-Environment, Ministry of Education, Chongqing University, Chongqing 400045, China). China Environmental Science, 2016,36(11)：3397～3404

To explore the relationship between process stability and microbial community in anaerobic digestion, organic loading rate (OLR) disturbances were introduced into an anaerobic digester treating food waste (FW) to induce different process stages. Physico-chemical analysis along with the 454-pyrosequencing microbial technique were performed to monitor the responses of state parameters as well as the dynamics of microbial community. Results showed that balanced community structure ensured the stable operation of the digester. Under steady-state conditions, the methane yield reached (0.50±0.01) LCH4/gVS and volatile solids (VS) removal rate reached (89.58±0.08) %. Under high OLR conditions, the relative abundance of acid-producing bacteria (phyla Tenericutes and Actinobacteria) increased dramatically, which induced the proliferation of syntrophic fatty acid degrading bacteria (class Clostridia), while the abundance and activity of syntrophic hydrogenotrophic methanogens decreased. The imbalance relationship between methanogens and syntrophic fatty acid degrading bacteria caused their inefficient syntrophy, eventually resulting in volatile fatty acid (VFA) accumulation and process deterioration. Moreover, the accumulated VFA and ammonia reduced the specific acetoclastic methanogenic activity (SAMA) and specific methanogenic activity (SMA) by 60.12% and 72.51%, respectively, which further deteriorated the digestion process. Although the digester afterwards recovered to its original operational conditions and process performance, the microbial community profile changed and achieved new steady-state conditions.

food waste；anaerobic digestion；process stability；microbial community；454-pyrosequencing

X705

A

1000-6923(2016)11-3397-08

李 蕾(1989-),女,江西宜春人,重慶大學博士研究生,研究方向為固體廢物污染控制與資源化.發表論文10余篇.

2016-04-22

國家“十一五”科技支撐計劃(2010BAC67B01)

* 責任作者, 教授, xypeng33@126.com