酸化和滲透壓對不同狀態腸炎沙門氏菌生長的影響

石育嬌，董慶利,*，劉 弘*，曹翊婉，劉 箐

（1.上海理工大學醫療器械與食品學院，上海 200093；2.上海市疾病預防控制中心，上海 200336）

酸化和滲透壓對不同狀態腸炎沙門氏菌生長的影響

石育嬌1，董慶利1,*，劉 弘2,*，曹翊婉1，劉 箐1

（1.上海理工大學醫療器械與食品學院，上海 200093；2.上海市疾病預防控制中心，上海 200336）

為探討酸化和滲透壓對浮游態、分離態的腸炎沙門氏菌生長的影響，運用Baranyi模型、修正的平方根模型分別建立了浮游態、分離態的腸炎沙門氏菌生長的一級、二級模型；同時研究了吸附態的腸炎沙門氏菌在隨后不同環境下培養7 d后的生長情況。結果表明：在25 ℃條件下預培養72 h后，浮游態、分離態的腸炎沙門氏菌在隨后不同酸化和滲透壓環境中，于大多數條件下表現出了相似的生長情況（P≥0.05）；但是在pH 5.0+ 0.0 g/100 mL NaCl、pH 7.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 6.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 5.0+4.0 g/100 mL NaCl 4 組環境中，2 種狀態的腸炎沙門氏菌生長曲線、生長動力學參數均表現出顯著性的差異（P＜0.05）。同時在pH 5.0～7.0和NaCl含量0.0～4.0 g/100 mL的范圍內，建立的浮游態、分離態腸炎沙門氏菌一級、二級模型的決定系數R2較高，均方根誤差較??；模型參數Awmin、pHmin和模型評價指標準確因子、偏差因子均在可接受范圍內。且在25 ℃條件下預培養72 h后，吸附態的腸炎沙門氏菌的初始吸附量為（5.604±0.117）（lg（CFU/cm2））；在隨后不同的酸化和滲透壓環境下培養7 d后，隨著pH值的降低或NaCl含量的增加，吸附態的腸炎沙門氏菌吸附量逐漸減小。本研究可為理解并控制食品加工過程中不同生理狀態的腸炎沙門氏菌的生長提供理論依據。

酸化；滲透壓；腸炎沙門氏菌；生理狀態

在食品生產加工過程中，當生產線被致病菌污染后，致病菌可吸附于設備表面，尤其是一些難以清洗或消毒的地方，從而形成吸附態的細菌[1]。致病菌在設備表面上吸附較長時間后會形成菌膜，且很難從設備表面清除；同時形成的菌膜對殺菌劑等具有一定的耐受性，對食品安全存在潛在威脅[2-3]。由于食品與生產設備的表面會有直接或者間接的接觸，吸附于設備表面的致病菌還可進入食品，形成分離態的細菌，進而污染食品[4]。同時，以浮游態形式存在于食品中的致病菌（浮游態的細菌）也是食品污染的重要來源之一[5]。其中分離態和浮游態的細菌與吸附態的細菌相比，生長特性更快，對食品安全的威脅更大[6]。

關于酸化和滲透壓對沙門菌生長影響的研究較多，并建立了大量的一級、二級模型[7-9]。但已有研究中的菌株大多是以浮游態形式預培養的[9-10]，而以吸附態形式預培養的研究較少。且有研究表明，致病菌不同的預培養狀態會影響其應對隨后不同環境條件的行為[11]。Belessi等[6]建立了浮游態、分離態的單增李斯特菌在不同環境中的生長/不生長界面模型，發現浮游態、分離態的單增李斯特菌有不同生長界面。而浮游態、分離態的腸炎沙門氏菌在隨后不同環境中的生長情況缺少比較性的動力學研究。同時對食品加工設備表面上（如不銹鋼表面）的沙門氏菌主要集中于研究其在不同環境中菌膜形成情況[12-13]，而缺少對形成菌膜后的沙門菌在隨后不同環境中生長的研究。酸化和滲透壓是食品加工過程中常用到的技術，前期研究了酸化和滲透壓的不同處理順序對腸炎沙門氏菌失活的影響[14]；而酸化（不同pH值）和滲透壓（不同NaCl含量）對不同狀態的腸炎沙門氏菌生長的影響需要加強開展。

本研究旨在建立酸化和滲透壓對浮游態、分離態的腸炎沙門氏菌生長影響的預測模型；同時研究吸附態的腸炎沙門氏菌在隨后不同環境中培養7 d后的生長情況，從而模擬食品加工過程中不同生理狀態的腸炎沙門氏菌的生長過程，減少腸炎沙門氏菌污染食品事件的發生，為微生物風險評估工作提供參考，完善風險評估體系[15]。

1材料與方法

1.1 材料與試劑

腸炎沙門氏菌（Salmonella enteritis ATCC 13076）購于美國模式菌種保藏中心，于-80 ℃瓷珠菌種保藏管中保藏。

沙門菌選擇性（hektoen enteric agar，HE瓊脂）培養基、大豆酪蛋白瓊脂（tryptose soya agar，TSA）培養基、胰蛋白胨大豆肉湯（tryptose soya broth，TSB）培養基 青島海博生物技術有限公司；乳酸、氫氧化鈉、NaCl、丙酮、鹽酸（均為分析純） 國藥集團化學試劑有限公司。

1.2 儀器與設備

JJ500型電子天平 江蘇常熟市雙杰測試儀器廠；SW-CJ-1FD型無菌操作臺 江蘇蘇州安泰空氣技術有限公司；YXQ-LS-75S11型高壓滅菌鍋 上海博訊實業有限公司醫療設備廠；HWS-150型恒溫恒濕培養箱 上海比朗儀器有限公司恒溫恒濕培養箱；THZ-103B型恒溫培養搖床 上海一恒科學儀器有限公司；Avanti J-20XP型離心機 上海恪敏生物科技有限公司；XW-80A旋渦混合儀 上海精科實業有限公司。

1.3 方法

1.3.1 菌株與菌懸液制備

將保藏于-80 ℃瓷珠菌種保藏管中的腸炎沙門氏菌（ATCC 13076）劃線接種至TSA培養基上，置于（4.0± 0.5）℃冰箱中臨時保存。臨用前從TSA培養基上取一環菌苔，接種于100 mL的TSB培養基中，于37 ℃、110 r/min的搖床上培養至菌體達到穩定期（16～18 h）備用[15]。

1.3.2 腸炎沙門氏菌菌膜的形成

選用不銹鋼片（3 0 4奧氏體不銹鋼，50 mm×20 mm×0.8 mm，2B面）為腸炎沙門氏菌菌膜形成的介質。臨用前將不銹鋼片置于丙酮中浸泡一夜，以除去其表面上的食物碎片和油脂。然后將不銹鋼片置于5 mol/L鹽酸中浸泡15 min，再依次用洗滌劑、自來水、蒸餾水清洗，再于空氣中干燥1 h，最后在121 ℃條件下滅菌20 min。將無菌不銹鋼片置于裝有30 mL TSB培養基（pH 7.2，0.5 g/100 mL NaCl）的無菌離心管中，接種0.5 mL已制備的腸炎沙門氏菌菌懸液，于25 ℃條件下培養72 h。

1.3.3 3 種不同生理狀態的腸炎沙門氏菌的制備

在25 ℃條件下培養72 h后，用無菌鑷子取出不銹鋼片，分別用10 mL的0.85%無菌生理鹽水清洗其兩面，此時依然吸附于不銹鋼片上的細菌為吸附態的細菌。將清洗后的不銹鋼片置于另一無菌離心管中，加入30 mL無菌生理鹽水及20 顆無菌玻璃珠，于旋渦儀上渦旋3 min，再用10 mL無菌生理鹽水分別渦旋清洗2 次，從而得到分離態的細菌。從離心管中吸取10 mL菌懸液，于4 ℃、6 000 r/min條件下離心10 min，再用無菌生理鹽水清洗2 次，最后加入10 mL無菌生理鹽水制得浮游態的細菌。

1.3.4 實驗設計

采用二因素三水平的全析因設計，參考相關文獻[7,9,16]，pH值分別選取5.0、6.0、7.0，NaCl含量分別選取0.0、2.0、4.0 g/100 mL，同時選取pH 7.2+ 0.5 g/100 mL NaCl為對照組。通過添加乳酸、氫氧化鈉和NaCl得到不同水平的pH值和NaCl含量。

將浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌分別用無菌生理鹽水進行稀釋，制成105CFU/mL的接種液。然后接種于不同pH值和滲透壓的TSB培養基中，于25 ℃條件下培養，定時取樣，按GB 4789.2—2010《食品微生物學檢驗 菌落總數測定》[17]測定腸炎沙門氏菌菌落數。每種環境條件重復2 次。

將吸附態的細胞置于裝有30 mL不同pH值和滲透壓的TSB培養基中，于25 ℃條件下培養7 d。然后用渦流珠法[18]將不銹鋼片上的細菌分離下來，測定菌落總數。每種環境條件重復3 次以減小隨機誤差。

1.3.5 一級模型的建立

應用DMFit軟件擬合浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌分別在不同環境條件下的生長曲線，選用的Baranyi模型[19]如下：

式中：t為腸炎沙門氏菌的生長時間/h；yt、y0分別為腸炎沙門氏菌分別在t、0時刻菌體濃度（lg（CFU/mL））；ymax為最大菌體濃度（lg（CFU/mL））；μmax為最大比生長速率/h-1；λ為遲滯期/h。

1.3.6 二級模型的建立

應用Matlab R2014a軟件建立pH值、水分活度Aw與浮游態或分離態的腸炎沙門氏菌最大比生長率μmax之間的二級模型，Aw與NaCl含量的關系見文獻[20]。選用的平方根模型修正式[21]按式（4）計算。

式中：b為常數；Awmin為腸炎沙門氏菌生長的理論最小水分活度；pHmin為腸炎沙門氏菌生長的理論最小pH值。

1.3.7 模型的評價

一級模型的評價選用決定系數R2，二級模型的評定選用均方根誤差（root mean square error，RMSE）、準確因子（accuracy factor，Af）、偏差因子（bias factor，Bf）[22]，各評價參數分別按以下公式計算。

式中：Vo、Vp分別為觀測值、預測值；n為觀測值個數。

1.4 數據統計分析

應用DPS 7.05軟件和SPSS 17.0軟件，分別分析不同環境條件對3 種生理狀態的腸炎沙門氏菌生長影響的顯著性和生長動力學參數[23]的顯著性。

2 結果與分析

2.1 吸附態的腸炎沙門氏菌在不同環境條件下的生長情況

表1 吸附態的腸炎沙門氏菌在不同pH值和滲透壓環境下培養7 d后的數目Table1 The numbers of attached cells of Salmonella enteritisunder different pH and osmotic pressures after being cultivated for 7 days

吸附態的腸炎沙門氏菌在pH 7.2+0.5 g/100 mL NaCl環境中預培養72 h后的初始吸附量為（5.604±0.117）（lg（CFU/cm2））。由表1可知，在不同pH值和滲透壓環境下培養7 d后，吸附態的腸炎沙門氏菌數目與初始吸附量相比，在大多數環境條件下有顯著的降低（P＜0.05）；只有在pH 7.2+0.5 g/100 mL NaCl、pH 7.0+0.0 g/100 mL NaCl的環境下，吸附態的腸炎沙門氏菌的數目無顯著性變化（P≥0.05）。同時隨著pH值的降低或者NaCl含量的增加，吸附態的腸炎沙門氏菌細胞數目分別逐漸降低（P＜0.05）。

2.2 浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌在不同環境條件下的生長情況

2.2.1 浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的一級模型

圖1 浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌在不同酸化和滲透壓環境下的生長情況Fig.1 Growth rates of planktonic and detached cells of Salmonella enteritis under different acid and osmotic pressures

在大多數環境條件下，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌表現出相似的生長情況（P≥0.05，生長情況圖未列出）。但是如圖1所示，在pH 5.0+0.0 g/100 mL NaCl、pH 7.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 6.0+ 4.0 g/100 mL NaCl、pH 5.0+4.0 g/100 mL NaCl這4 組環境中，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的生長曲線之間表現出顯著性的差異（P＜0.05）。

表2 浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌在不同酸化和滲透壓環境下擬合Baranyi模型的動力學參數Table2 Kinetic parameters of the Baranyi model obtained for planktonic and detached cells of Salmonella enteritis under different acid and osmotic pressures

由表2可知，在各種環境條件下，一級模型的決定系數R2較高（R2＞0.9），表明Baranyi模型能很好地擬合浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌生長情況。由單因素方差分析可知：在pH 5.0+0.0 g/100 mL NaCl、pH 7.0+ 4.0 g/100 mL NaCl、pH 6.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 5.0+4.0 g/100 mL NaCl這4 組環境中，浮游態與分離態的腸炎沙門氏菌的生長動力學參數之間也表現出了顯著性差異（P＜0.05）。在pH 7.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 6.0+4.0 g/100 mL NaCl這2 種環境中，浮游態的腸炎沙門氏菌與分離態腸炎沙門氏菌相比，最大比生長率顯著較大（P＜0.05），遲滯期顯著較短（P＜0.05）。然而在pH 5.0+0.0 g/100 mL NaCl、pH 5.0+4.0 g/100 mL NaCl這2 種環境中，浮游態的腸炎沙門氏菌生長率均顯著小于分離態的腸炎沙門氏菌；同時在pH 5.0+0.0 g/100 mL NaCl環境中，浮游態的腸炎沙門氏菌的遲滯期顯著大于分離態的腸炎沙門氏菌，但是在p H 5.0+ 4.0 g/100 mL NaCl環境中，2 種狀態的腸炎沙門氏菌的遲滯期之間無顯著性差異（P≥0.05）。且在pH 7.0+ 4.0 g/100 mL NaCl、pH 6.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 5.0+4.0 g/100 mL NaCl這3 種環境中，浮游態和分離態腸炎沙門氏菌的最大細菌數目之間分別有顯著性差異（P＜0.05）。在其他環境中，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的生長曲線之間雖無顯著性差異，但是在pH 7.0+ 2.0 g/100 mL NaCl、pH 5.0+2.0 g/100 mL NaCl這2 種環境中，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的最大比生長率之間分別有顯著性差異（P＜0.05）；在對照組pH 7.2+ 0.5 g/100 mL NaCl、pH 6.0+2.0 g/100 mL NaCl環境中，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的最大細菌數目之間分別有顯著性差異（P＜0.05）。

在大多數環境中，隨著pH值的降低或者NaCl含量的增加，浮游態或分離態的腸炎沙門氏菌的遲滯期逐漸增大，最大比生長率逐漸減小。然而當pH值為5.0時，隨著NaCl含量的增加，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌最大比生長率均先增大后減小。

2.2.2 浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的二級模型

建立的浮游態或分離態的腸炎沙門氏菌的二級生長模型如下所示：

浮游態細菌：

浮游態或分離態腸炎沙門氏菌的μmax與pH值和Aw之間關系的平方根模型，具有較高的決定系數R2。浮游態腸炎沙門氏菌的理論Awmin、pHmin值分別為0.932、4.526；分離態腸炎沙門氏菌的理論Awmin、pHmin值分別為0.931、4.360。沙門氏菌可生長的環境范圍較廣，pH值范圍為4.0～9.0[24]，NaCl含量范圍為0～12 g/100 mL（Aw為0.919～1.000）[16]。模型參數Awmin、pHmin值均在可接受范圍內，說明修正的平方根模型具有較好的擬合度。

2.2.3 浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌二級模型的評價

表3 浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌二級模型的評價指標Table3 Evaluation indexes of the second-order model for planktonic and detached cells of Salmonella enteritis

環境因素的個數影響著Af的可接受范圍。當環境因素每增加一個變量時，準確因子Af將增加0.10～0.15個單位的可接受范圍[25]；本研究有pH值和NaCl含量這2個環境因素，所以Af的可接受范圍在1.0～1.3之間。有資料顯示，Bf的可接受范圍為0.52～1.34，或者0.75～1.25[26-27]。由表3可知，在pH 5.0～7.0和NaCl含量0.0～4.0 g/100 mL的范圍內，二級模型的RMSE均較小，Af和Bf均在可接受范圍內，說明模型能很好地預測酸化和滲透壓對浮游態或分離態的腸炎沙門氏菌最大比生長率的影響。

3 討 論

3.1 致病菌的吸附機理及參數的選擇

本研究表明，腸炎沙門氏菌可吸附于不銹鋼片表面并形成菌膜。當細菌受到來自外界環境的各種壓力時，細菌通過合成水合多聚物黏附在一些介質的表面，以附著的方式生長并形成菌膜，從而對抗外界不利的環境條件[28]。菌膜的形成是一個復雜的過程，與細菌表面的物理化學性質、吸附介質的表面、周圍介質的組成等有關[29]。不銹鋼是一種非生物介質表面，廣泛用于食品加工設備表面的制作[30]，且已有大量研究表明沙門氏菌可吸附于不銹鋼表面并形成菌膜[1,12-13]。有研究顯示沙門氏菌在玻璃、聚乙烯等材質上也可形成菌膜[31-32]。但是這些研究主要側重于沙門氏菌在不同材質上菌膜逐步形成的情況。而不銹鋼表面上菌膜的生長更符合實際加工環境，且研究已形成的菌膜在隨后不同環境下的生長情況是本研究的創新點之一。研究吸附態的細胞在隨后不同環境下生長7 d的情況，是因為7 d是食品腐敗變質的一個節點時間[33-34]。關于腸炎沙門氏菌在不銹鋼表面上生長的研究可為控制加工過程中腸炎沙門氏菌的生長提供借鑒。

3.2 浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌在不同環境條件下生長差異的分析

大多數條件下，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的生長曲線之間無顯著性差異，但是在pH 5.0+ 0.0 g/100 mL NaCl、pH 7.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 6.0+ 4.0 g/100 mL NaCl、pH 5.0+4.0 g/100 mL NaCl這4 組環境中，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的生長曲線、生長動力學參數之間表現出顯著性的差異。這種差異可能與微生物的生理歷史或者代謝歷史、細胞的變異性有關[35-36]。雖然浮游態和分離態的細菌在預培養過程中存在于一個體系，但是浮游態細胞一直在液體環境中以浮游形式生長；分離態的細胞是吸附于不銹鋼表面上以附著形式生長。有資料顯示，長期吸附于固體表面的吸附態的細菌與浮游態的細菌相比，對惡劣的環境、抗生素或殺菌劑等具有更高的耐受性；當細菌從不銹鋼表面分離下來后，細菌耐受性也會影響其在隨后環境的生長情況[6,11]。同時，細菌細胞本身的變異性也會影響微生物的生長情況。有研究表明：當生長環境越來越不利微生物生長時，細菌細胞的變異性也會逐漸變大[36]。而pH 5.0+ 0.0 g/100 mL NaCl、pH 7.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 6.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 5.0+4.0 g/100 mL NaCl這4 組環境屬于低酸或高鹽的環境，不利于細菌的生長。所以在低酸或高鹽環境下，浮游態和分離態腸炎沙門氏菌不同的生理歷史以及細菌細胞本身的變異性使2 種狀態的腸炎沙門氏菌表現出了不同的生長特性。

3.3 3 種生理狀態的腸炎沙門氏菌隨pH值或者NaCl含量變化的規律

在大多數環境下，隨著pH值的降低或NaCl含量的增加，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌的遲滯期逐漸增大，生長率逐漸減??；吸附態的腸炎沙門氏菌在培養7 d后的吸附量也逐漸減小。這是因為隨著pH值的降低，細胞膜的通透性、膜結構的穩定性、物質的溶解性或電離性逐漸降低，從而微生物對營養物質的吸收逐漸變弱[37]。同時隨著NaCl含量的增加，微生物生長環境的滲透壓逐漸變高；當細胞處于高滲透環境中，胞漿和胞膜分離會出現質壁分離的現象[38]。所以隨著pH值的降低或者NaCl含量的增加，微生物生長環境逐漸變得不利，從而引起了微生物的緩慢生長，浮游態或分離態的腸炎沙門氏菌的遲滯期均逐漸增大，生長率均逐漸減??；吸附態的沙門菌的數量也逐漸降低。然而當pH值為5.0時，隨著NaCl含量的增加，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌最大比生長率均先增大后減小。在pH 5.0的低酸環境中，隨著NaCl含量的增加，細菌生長環境越來越惡劣，細菌細胞本身的變異性越來越大[36]，所以可能出現最大生長率先略微增大后減小的情況。

3.4 二級模型的選擇與評價

本研究未對建立的模型進行驗證，是因為在pH 5.0～7.0及NaCl含量0.0～4.0 g/100 mL的實驗范圍內，建立的一級、二級模型的決定系數R2較高，RMSE較小，模型參數pHmin、Awmin及Af和Bf均在可接受范圍內，說明選取的Baranyi模型和修正的平方根模型具有較好的擬合度。

平方根模型廣泛用于研究最大比生長率與環境因子之間的關系，且有資料顯示Presser等[21]提出的修正的平方根模型能更好地用于建立微生物生長的二級模型[38]，所以本研究采用了修正的平方根模型。前期采用了傳統的平方根模型，擬合出的理論pHmin、Awmin（結果未列出）與腸炎沙門氏菌可生長的pH最小值、Aw最小值略有偏差[16-17]；而采用的響應面模型得到的各個評價指標雖然在可接受范圍內，但是沒有pH值和NaCl含量的交互項，不能很好地預測腸炎沙門氏菌的生長（結果未列出）。

4 結 論

研究了吸附態的腸炎沙門氏菌在隨后不同酸化和滲透壓環境下培養7 d后的生長情況。結果表明：大多數環境下培養7 d后，吸附態的腸炎沙門氏菌的菌體數目與初始吸附量相比，有顯著性降低（P＜0.05）。同時隨著pH值的降低或NaCl含量的增加，吸附態的腸炎沙門氏菌的菌體數目逐漸降低。

在大多數環境條件下，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌表現出相似的生長情況（P≥0.05）。但是在pH 5.0+ 0.0 g/100 mL NaCl、pH 7.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH 6.0+4.0 g/100 mL NaCl、pH5.0+4.0 g/100 mL NaCl這4 組環境中，浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌生長曲線之間、生長動力學參數之間均表現出顯著性的差異（P＜0.05）。

建立了浮游態和分離態的腸炎沙門氏菌在不同酸化和滲透壓環境下的一級、二級模型。在pH 5.0～7.0及NaCl含量0.0～4.0 g/100 mL的實驗范圍內，各個模型的決定系數R2較高，且二級模型的RMSE較小，Af和Bf都在可接受范圍內，表明模型具有良好的擬合度，能較好地預測浮游態和分離態腸炎沙門氏菌的生長情況。本研究建立的預測模型可為研究食品加工過程中（如飲料、牛奶等液態食品加工過程）不同狀態沙門菌的生長提供借鑒，從而為滅活和控制加工過程中的腸炎沙門氏菌提供理論依據。

[1] BAE Y M, BAEK S Y, LEE S Y. Resistance of pathogenic bacteria on the surface of stainless steel depending on attachment form and efficacy of chemical sanitizers[J]. International Journal of Food Microbiology, 2012, 153(3): 465-473. DOI:10.1016/ j.ijfoodmicro.2011.12.017.

[2] BROOKSL J D, FLINT S H. Biof i lms in the food industry: problems and potential solutions[J]. International Journal of Food Science and Technology, 2008, 43(12): 2163-2176. DOI:10.1111/j.1365-2621.2008.01839.x.

[3] CHAVANT P, MARTINIE B G, HEBRAUD M. Antimicrobial effects of sanitizers against planktonic and sessile Listeria monocytogenes cells according to the growth phase[J]. FEMS Microbiology Letters, 2004, 236(2): 241-248. DOI:10.1016/j.femsle.2004.05.040.

[4] KUSUMANINGRUM H D, RIBOLDI G, HAZELEGER W C, et al. Survival of foodborne pathogens on stainless steel surfaces and crosscontamination to foods[J]. International Journal of Food Microbiology, 2003, 85(3): 227-236. DOI:10.1016/S0168-1605(02)00540-8.

[5] SMET C, NORIEGA E, MIERLO J, et al. Influence of the growth morphology on the behavior of Salmonella typhimurium and Listeria monocytogenes under osmotic stress[J]. Food Research International, 2015, 77: 515-526. DOI:10.1016/j.foodres.2015.08.008.

[6] BELESSI C E A, GOUNADAKI A S, SCHVARTZMAN S, et al. Evaluation of growth/no growth interface of Listeria monocytogenes growing on stainless steel surfaces, detached from biof i lms or in suspension, in response to pH and NaCl[J]. International Journal of Food Microbiology, 2011, 145: S53-S60. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2010.10.031.

[7] PARK S Y, SEO K Y, HA S D. A response surface model based on absorbance data for the growth rates of Salmonella enterica serovar typhimurium as a function of temperature, NaCl, and pH[J]. Journal of Microbiology & Biotechnology, 2007, 17(4): 644-649.

[8] PIN C, AVENDA?O-PEREZ G, COSCIANI-CUNICO E, et al. Modelling Salmonella concentration throughout the pork supply chain by considering growth and survival in fl uctuating conditions of temperature, pH and aw[J]. International Journal of Food Microbiology, 2011, 145: S96-S102. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2010.09.025.

[9] LIANOU A, KOUTSOUMANIS K P. Effect of the growth environment on the strain variability of Salmonella enterica kinetic behavior[J]. Food Microbiology, 2011, 28(4): 828-837. DOI:10.1016/ j.fm.2010.04.006.

[10] THONGBAI B, GASALUCK P, WAITES W M. Morphological changes of temperature- and pH-stressed Salmonella following exposure to cetylpyridinium chloride and nisin[J]. LWT-Food Science and Technology, 2006, 39(10): 1180-1188. DOI:10.1016/ j.lwt.2005.07.020.

[11] POIMENIDOU S, BELESSI C A, GIAOURIS E D, et al. Listeria monocytogenes attachment to and detachment from stainless steel surfaces in a simulated dairy processing environment[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2009, 75(22): 7182-7188. DOI:10.1128/ AEM.01359-09.

[12] LIANOU A, KOUTSOUMANIS K P. Strain variability of the biof i lmforming ability of Salmonella enterica under various environmental conditions[J]. International Journal of Food Microbiology, 2012, 160(2): 171-178. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2012.10.002.

[13] NGUYEN H D N, YANG Y S, YUK H G. Biofilm formation of Salmonella typhimurium on stainless steel and acrylic surfaces as affected by temperature and pH level[J]. LWT-Food Science and Technology, 2014, 55(1): 383-388. DOI:10.1016/j.Lwt.2013.09.022.

[14] 董慶利, 石育嬌, 劉箐, 等. 酸化和NaCl的處理順序對腸炎沙門菌失活的影響[J]. 農業機械學報, 2016, 47(4): 201-208. DOI:10.6041/ j.Issn.1000-1298.2016.04.027.

[15] 彭國樑, 姚儉. 不確定性供應鏈風險的模糊綜合評判[J]. 上海理工大學學報, 2010, 32(4): 373-377.

[16] JAKOCIUNE D, BISGAARDA M, HERVE G, et al. Effects of environmental conditions on growth and survival of Salmonella in pasteurized whole egg[J]. International Journal of Food Microbiology, 2014, 184: 27-30. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2014.03.015.

[17] 衛生部. 食品微生物學檢驗 菌落總數測定: GB 4789.2—2010[S]. 北京: 中國標準出版社, 2010: 1-5.

[18] LINDSAY D, von HOLY A. Evaluation of dislodging methods for laboratory-grown bacterial biofilms[J]. Food Microbiology, 1997, 14(4): 383-390. DOI:10.1006/fmic.1997.0102.

[19] BARANYI J, ROBERTS T A. A dynamic approach to predicting bacterial growth in food[J]. International Journal of Food Microbiology, 1994, 23(3/4): 277-294. DOI:10.1016/0168-1605(94)90157-0.

[20] CHIRIFE J, RESNIK S L. Unsaturated solutions of sodium chloride as reference sources of water activity at various temperatures[J]. Journal of Food Science, 1984, 49(6): 1486-1488. DOI:10.1111/j.1365-2621.1984.tb12827.X.

[21] PRESSER K A, RATKOWSKY D A, ROSS T. Modelling the growth rate of Escherichia coli as a function of pH and lactic acid concentration[J]. Applied and Environmental Microbiology, 1997, 63(6): 2355-2360.

[22] 王軍, 董慶利, 丁甜. 預測微生物模型的評價方法[J]. 食品科學, 2011, 32(21): 268-272.

[23] PELEG M, CORRADINI M G. Microbial growth curves: what the models tell us and what they cannot[J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2011, 51(10): 917-945. DOI:10.1080/10408398. 2011.570463.

[24] OLAIMAT A N, HOLLEY R A. Effects of changes in pH and temperature on the inhibition of Salmonella and Listeria monocytogenes by allyl isothiocyanate[J]. Food Control, 2013, 34(2): 414-419. DOI:10.1016/j.foodcont.2013.05.014.

[25] ROSS T, TIENUNGOON S, DALGAARD P. Predictive modelling of the growth and survival of Listeria in fi shery products[J]. International Journal of Food Microbiology, 2000, 62(3): 231-245. DOI:10.1016/ S0168-1605(00)00340-8.

[26] MARTINEZ L, DIENANE D, CILLA I, et al. Effect of different concentrations of carbon dioxide and low concentration of carbon monoxide on the shelf-life of fresh pork sausages packaged in modif i ed atmosphere[J]. Meat Science, 2005, 71(3): 563-570. DOI:10.1016/ j.meatsci.2005.04.041.

[27] 李敏, 李耘, 韓北忠. 金華火腿中雜色曲霉的生長預測模型[J]. 食品與發酵工業, 2005, 31(11): 56-59. DOI:10.13995/j.cnki.11-1802/ ts.2005.11.014.

[28] DONLAN R M, COSTERTON J W. Biof i lms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms[J]. Clinical Microbiology Reviews, 2002, 15(2): 167-193. DOI:10.1128/CMR.15.2.167-193.2002.

[29] FRANK J F. Microbial attachment to food and food contact surfaces[J]. Advances in Food and Nutrition Research, 2001, 43: 319-370. DOI:10.1016/S1043-4526(01)43008-7.

[30] BOULANé-PETERMANN L. Processes of bioadhesion on stainless steel surfaces and cleanability: a review with special reference to the food industry[J]. Biofouling, 1996, 10(4): 275-300. DOI:10.1080/08927019609386287.

[31] ABDALLAH F B, LAGHA R, SAID K, et al. Detection of cell surface hydrophobicity, biofilm and fimbirae genes in Salmonella isolated from Tunisian clinical and poultry meat[J]. Iranian Journal of Public Health, 2014, 43(4): 423-431.

[32] YOON H, LEE J Y, SUK H J, et al. Modeling to predict growth/no growth boundaries and kinetic behavior of Salmonella on cutting board surfaces[J]. Journal of Food Protection, 2012, 75(12): 2116-2121. DOI:10.4315/0362-028X.JFP-12-094.

[33] 厲曙光. 營養與食品衛生學[M]. 上海: 復旦大學出版社, 2012: 233-237.

[34] 邱靜, 董慶利, 程飛. 氣調包裝冷卻豬肉中假單胞菌生長概率模型的構建[J]. 農業工程學報, 2012, 28(13): 257-262. DOI:10.3969/ j.issn.1002-6819.2012.13.041.

[35] PAN Y, BREIDT F, KATHARIOUS S. Resistance of Listeria monocytogenes biofilms to sanitizing agents in a simulated food processing environment[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2006, 72(12): 7711-7717. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2011.12.017.

[36] KOUTSOUMANIS K. A study on the variability in the growth limits of individual cells and its effect on the behavior of microbial populations[J]. International Journal of Food Microbiology, 2008, 128(1): 116-121. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2008.07.013.

[37] 周德慶. 微生物學教程[M]. 3版. 北京: 高等教育出版社, 2011: 164-165.

[38] THEYS T E, GEERAERD A H, VERHULST A, et al. Effect of pH, water activity and gel micro-structure, including oxygen prof i les and rheological characterization, on the growth kinetics of Salmonella typhimurium[J]. International Journal of Food Microbiology, 2008, 128(1): 67-77. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2008.06.031.

Effect of Acid and Osmotic Pressure on the Growth of Salmonella enteritis in Different States

SHI Yujiao1, DONG Qingli1,*, LIU Hong2,*, CAO Yiwan1, LIU Qing1
(1. School of Medical Instrument and Food Engineering, University of Shanghai for Science and Technology, Shanghai 200093, China; 2. Shanghai Municipal Center for Disease Control and Prevention, Shanghai 200336, China)

To explore the effect of acid and osmotic pressure on the growth of planktonic and detached cells of Salmonella enteritis, the Baranyi model and modif i ed square root model were used to simulate the growth of S. enteritis in the two states, respectively. The growth of attached cells cultivated for 7 days under different environments was studied as well. The experimental results demonstrated that both the planktonic and detached cells pre-cultivated at 25 ℃ for 72 h showed similar growth rates under most subsequent environmental conditions (P ≥ 0.05). However, the growth curves and growth kinetic parameters of both cells were significantly different (P ＜ 0.05) under four conditions including pH 5.0 + 0.0 g/100 mL NaCl, pH 7.0 + 4.0 g/100 mL NaCl, pH 6.0 + 4.0 g/100 mL NaCl, and pH 5.0 + 4.0 g/100 mL NaCl. Moreover, the fi rst- and second-order models showed high determination coeff i cient (R2) and low root mean square error, and the model parameters Awmin, pHmin, as well as the evaluation indicators accuracy factor (Af) and deviation factor (Bf) were within the acceptable range under the experimental conditions of pH 5.0–7.0 and NaCl concentration of 0.0–4.0 g/100 mL. The initial adsorbance quantity of attached cells cultivated at 25 ℃ for 72 h was (5.604 ± 0.117) (lg (CFU/cm2)), and the value reduced gradually with the decrease in pH value or the increase in NaCl concentration after subsequent cultivation for 7 days under different acid and osmotic pressures. Consequently, this research could provide a reference for understanding and controlling the growth of S. enteritis in different states during food processing.

acid; osmotic pressure; Salmonella enteritis; physiological states

=59,ebook=66

10.7506/spkx1002-6630-201704010

TS251. 5

A

1002-6630（2017）04-0058-07

2016-04-07

“十二五”國家科技支撐計劃項目（2015BAK36B04）；國家自然科學基金面上項目（31271896；31371776）；上海市科委長三角科技聯合攻關領域項目（15395810900）

石育嬌（1992—），女，碩士研究生，研究方向為預測微生物學與風險評估。E-mail：1282360775@ qq.com

*通信作者：董慶利（1979—），男，教授，博士，研究方向為預測微生物學與風險評估。E-mail：dongqingli@126.com

劉弘（1965—），男，主任醫師，碩士，研究方向為營養與食品衛生。E-mail：liuhong@scdc.sh.cn

石育嬌, 董慶利, 劉弘, 等. 酸化和滲透壓對不同狀態腸炎沙門氏菌生長的影響[J]. 食品科學, 2017, 38(4): 58-64.

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201704010. http://www.spkx.net.cn

SHI Yujiao, DONG Qingli, LIU Hong, et al. Effect of acid and osmotic pressure on the growth of Salmonella enteritis in different states[J]. Food Science, 2017, 38(4): 58-64. (in Chinese with English abstract) DOI:10.7506/spkx1002-6630-201704010. http://www.spkx.net.cn