河蜆多糖分離純化及抗氧化、抗腫瘤活性研究

趙 琪 趙 利 楊玉孌 - 陳麗麗 - 袁美蘭 - 白春清 -

(1. 江西科技師范大學生命科學學院，江西 南昌 330013；2. 國家淡水魚加工技術研發分中心〔南昌〕，江西 南昌 330013)

河蜆多糖分離純化及抗氧化、抗腫瘤活性研究

趙 琪1ZHAOQi1趙 利1ZHAOLi1楊玉孌1YANGYu-luan1陳麗麗1CHENLi-li1袁美蘭1YUANMei-lan1白春清1BAIChun-qing1

(1. 江西科技師范大學生命科學學院，江西 南昌 330013；2. 國家淡水魚加工技術研發分中心〔南昌〕，江西 南昌 330013)

采用DEAE-52纖維素色譜法和SephadexTMG-100葡聚糖凝膠色譜法對河蜆多糖進行分離純化，獲得CFP-1和CFP-2兩個純化組分，并對兩組分進行紫外光譜和紅外光譜掃描，結果表明：兩組分中沒有蛋白質和核酸，并證明它們是多糖類物質。液相色譜分析得到CFP-1和CFP-2的平均相對分子質量分別為1 172，3 627 kD。對河蜆多糖的抗腫瘤、抗氧化活性研究結果表明：CFP-1對人肝癌細胞(HepG-2)抑制作用較CFP-2明顯，作用48 h時，CFP-1對人肝癌細胞的抑制活性IC50值為0.24 mg/mL；而在抗氧化活性方面CFP-2優于CFP-1。

河蜆；多糖；分離純化；抗氧化

多糖參與生物體內各項生理活動，是生命有機體不可缺少的重要成分[1-2]。有機體中的多糖大多與其它大分子物質聚合在一起，其提取方法主要有水提法、堿提法、氯化鈉溶液提取法、酶提取法等[3-4]。為了得到單一的多糖組分需要進行純化，多糖的分級純化方法有沉淀法、鹽析法、柱層析法等[5]。近年來，人們相繼發現了多糖具有抗腫瘤、抗氧化等活性[6-7]。目前關于研究貝類多糖的抗腫瘤作用的報道特別多。范秀萍等[8]研究發現，從珠母貝中提取的多糖對體外腫瘤細胞的生長具有顯著的抑制作用。胡健饒等[9]發現，從三角帆蚌中提取的多糖對HepA癌細胞的增殖具有明顯的抑制作用。貝類多糖對腫瘤細胞的抑制作用可能是具有細胞毒性作用，抑制了腫瘤細胞DNA的合成[10]。多糖的抗氧化活性可能是對腫瘤細胞抑制作用的機理之一。惡性腫瘤患者血液或組織中的脂質過氧化物含量增高，而過氧化氫酶活性和超氧化物歧化酶的活性明顯下降，DNA被活性氧持續氧化損傷而不能得到有效修復導致細胞癌變。

河蜆(Corbiculafluminea)又稱為黃蜆，是一種淡水類貝殼，在中國的江河湖泊中分布廣泛，天然資源十分豐富。本試驗擬研究DEAE-52纖維素柱以及葡聚糖凝膠SephadexTMG-100對河蜆多糖的分離純化效果；河蜆多糖對體外培養的人肝癌HeGp-2細胞活性的抑制效果，通過研究河蜆多糖對DPPH·、·OH、O2-·的清除率以及對鐵離子的還原力，建立體外抗氧化模型來評價河蜆多糖的抗氧化活性，為更好地了解河蜆多糖的抗氧化和抗腫瘤性提供依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

河蜆：殼長1.5～2.5 cm，采自鄱陽湖水域的鮮活河蜆。

DEAE-52纖維素、葡聚糖凝膠SephadexTMG-100：北京索萊寶科技有限公司；

1,1-二苯基-2-三硝基苯肼(1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl radical，DPPH)：純度 > 97%,美國Sigma公司；

三吡啶吖嗪：純度 > 98%，美國Sigma公司；

鄰菲羅啉：分析純，國藥集團化學試劑有限公司；

其它試劑：分析純，南康市華億化工有限公司；

人肝癌HeGp-2細胞：南昌大學第一附屬醫院。

1.2 儀器與設備

全自動部分收集器：DBS型，上海滬西儀器有限公司；

電腦定時恒流泵：DHL-B型，上海滬西儀器有限公司；

層析柱：φ 2.5 cm×60 cm，上海華美實驗儀器廠；

高效液相色譜儀：1100series型，美國Agilent公司；

紅外光譜儀：L-8900型，日本日立公司；

全自動酶標儀：Mode 680型，美國Bio-rad公司。

1.3 試驗方法

1.3.1 河蜆粗多糖的提取 取新鮮的河蜆吐沙48 h(每12 h換一次清水)，取肉、勻漿。取河蜆漿于酶反應器中進行水解，水解所用的酶為堿性蛋白酶Alcalase，條件為水解溫度50 ℃，加酶量2%，底物濃度2%，起始pH為8.5，水解得到河蜆酶解液[11]。河蜆酶解液流經大孔吸附樹脂層析柱，達到穿透點后，用去離子水沖洗至電導率與純水相當，此流出液經減壓濃縮、冷凍干燥得河蜆粗多糖粉末。

1.3.2 河蜆多糖的分離純化

(1) DEAE-52纖維素凝膠的預處理[12]：稱取100 g DEAE-52纖維素凝膠，先用大量蒸餾水浸泡24 h使其充分溶脹后，用堿液—酸液—堿液依次浸泡。每一次換浸泡液之前用大量蒸餾水洗反復沖洗至中性后再浸泡，浸泡所用酸液和堿液濃度為0.5 mol/L的鹽酸溶液和氫氧化鈉溶液，浸泡時間為0.5 h，體積為1 500 mL。

(2) DEAE-52纖維素色譜柱法分離：稱取60 mg河蜆粗多糖溶于3 mL蒸餾水中，緩慢加入層析柱中，然后打開層析柱下端止水夾使多糖溶液進入柱填料內，再緩慢加入3 mL蒸餾水，隨后打開恒流泵用濃度分別為0.0，0.1，0.2，0.3 mol/L的NaCl溶液進行梯度洗脫，流速為1.0 mL/min，5 mL自動收集1管，每梯度共收集50管[13]。用苯酚—硫酸法[14]檢測各管在490 nm處吸光值，繪制DEAE-52纖維素色譜柱的洗脫曲線。收集峰值處的多糖溶液，經減壓濃縮、蒸餾水透析、冷凍干燥得到粗多糖。

(3) SephadexTMG-100葡聚糖凝膠色譜柱的分離：SephadexTMG-100凝膠干粉100 g加入大量蒸餾水浸泡12 h后，進行濕法裝柱，平衡備用[15]。取河蜆粗多糖20 mg，溶于5 mL蒸餾水中，從上端緩慢加入凝膠柱中，以蒸餾水洗脫，流速0.2 mL/min，每4 mL自動收集1管，用苯酚—硫酸法檢測各管多糖溶液在490 nm處的吸光度值，繪制SephadexTMG-100凝膠色譜柱洗脫曲線。收集主峰的部分多糖溶液，蒸餾水透析2 d，45 ℃減壓濃縮冷凍干燥即得多糖純化產品。

1.3.3 河蜆多糖的紫外掃描圖譜 用紫外可見分光光度計對濃度為0.5 mg/mL的河蜆多糖溶液進行掃描，波長范圍為200～400 nm。

1.3.4 河蜆多糖的紅外掃描圖譜 用溴化鉀壓片法來測河蜆多糖的紅外圖譜。

1.3.5 河蜆多糖分子量的測定以及純度鑒定

(1) 分子量標準曲線的制作：用流動相將已知分子量的標準多糖配制成1.0 mg/mL的標準溶液，并用0.45 μm的濾膜進行過濾，采用Agilent 1100series型高效液相色譜儀進行分析，色譜柱為PL aquagel-OH MIXED 8 μm，以靜態光散射檢測器和示差檢測器進行檢測。具體操作條件：檢測器及柱溫均為25 ℃，流動相為濃度為0.1 mol/L的NaNO3的磷酸鹽緩沖液，流速為0.8 mL/min，進樣體積為20 μL。

(2) 樣品多糖平均分子量的測定：稱取多糖樣品配制1.0 mg/mL 溶液，測定方法同標準品的測定，并計算出多糖樣品的平均分子量，鑒定其純度。

1.3.6 河蜆多糖的抗氧化活性研究

(1) DPPH自由基清除率的測定：參照Li等[16]的方法。分別向試管中加入經過純化的不同質量分數的河蜆多糖CFP-1、CFP-2，然后再加入0.1 mmol/L DPPH溶液各2 mL，漩渦振蕩混勻，在暗室中反應30 min，測波長517 nm處的吸光度值，并計算清除率。

(1)

式中：

K——DPPH自由基清除率，%；

A1——樣品的吸光值；

A0——以水代替河蜆提取液的對照試驗的吸光值；

A2——以無水乙醇代替DPPH溶液的樣品干擾試驗的吸光值。

(2) 羥自由基(·OH)清除率的測定：參照文獻[17]，在10mL試管中依次加入鄰二氮菲(5mmol/L)1.0mL，PBS緩沖液(0.2mol/LpH7.4)2.0mL，1.0mL純化的河蜆多糖CFP-1、CFP-2，H2O2(0.1mL/100mL)1.0mL，37 ℃水浴1h。用紫外-可見分光光度計測波長536nm處的吸光度值，并計算清除率。

(2)

式中：

K——·OH清除率，%；

A0——雙蒸水代替樣品的空白對照試驗的吸光值；

A1——樣品的吸光值；

A2——雙蒸水代替除樣品以外的物質的干擾實驗的吸光值。

(3) 鐵離子還原力的測定：將0.02mol/L的氯化鐵溶液、0.3mol/L，pH3.7的醋酸鹽緩沖液和0.01mol/L的三吡啶吖嗪溶液，用0.04mol/L的鹽酸溶液配制，以1∶10∶1的比例混合均勻，即可獲得FRAP試劑。

FeSO4標準曲線的繪制：分別取1.0mmol/L硫酸亞鐵溶液0.00，0.10，0.20，0.30，0.40，0.50，0.60mL，按順序加入雙蒸水2.0，1.9，1.8，1.7，1.6，1.5，1.4mL再加入10.0mLFRAP試劑。搖勻，37 ℃反應10min，測定其在波長593nm處的吸光度值，繪制標準曲線。

樣品的測定：10mLFRAP溶液中加入2mL樣品(純化的河蜆多糖CFP-1、CFP-2)，搖勻，37 ℃反應10min后，593nm記錄吸光度值，以蒸餾水代替河蜆多糖溶液做空白對照，A1為樣品的吸光度，A2為以蒸餾水代替氯化鐵溶液做干擾試驗吸光度，以每毫克樣品達到相同吸光度(A1-A2)時所需FeSO4的微摩爾數表示樣品的抗氧化能力。

(4) 超氧陰離子自由基(O2-·)清除率的測定：按表2加入樣品和試劑，迅速混勻，倒入比色皿中，在420nm波長處測定鄰苯三酚的自氧化速率(0～5min)，計算對O2-·的清除率：

(3)

式中：

SA——超氧陰離子自由基(O2-·)清除率，%；

V0——對照管吸光度隨時間的變化率，%；

VS——樣品管吸光度隨時間的變化率，%。

pH=8.2Tri—HCl緩沖液(0.1mol/L)用2mmol/LEDTA配制；鄰苯三酚(60mmol/L)用10mmol/LHCl配制。

表1 超氧陰離子自由基清除活性測定加樣表Table 1 Determination of superoxide anion radicalscavenging activity mL

1.3.7 河蜆多糖的抗腫瘤活性研究

(1) 腫瘤細胞的復蘇：采用快速融化法。一般要求在20 s內完全融化，以避免水分滲入細胞內再結晶對細胞造成損害[18]。將無菌RPMI-1640完全培養基(含10%胎牛血清)置入37 ℃、5%的CO2培養箱中，放置 30 min；取出凍存管后迅速放入 37 ℃水浴鍋中復溫，輕輕振動融化，待凍存管中融化90%左右時取出；在無菌操作臺中用75%的乙醇消毒凍存管后開啟，用移液器吸出細胞懸液注入離心管，并滴加10倍左右的 RPMI-1640 培養基，混勻后1 000 r/min 離心 5 min，棄去培養液；用無菌的RPMI-1640 完全培養基重新配成細胞懸液，并轉移至細胞培養瓶中，計數并檢查細胞活力，然后置于CO2培養箱中靜置培養。

(2) 細胞的傳代與培養：以無菌操作，打開瓶口過火后，用移液槍輕輕吸去上層培養液；用2 mL無菌PBS緩沖液洗滌2次，加入胰蛋白酶800 μL，放入CO2培養箱中進行消化。待貼壁細胞如流沙狀脫落時(約2～3 min)加入RPMI-1640完全培養基4 mL終止消化，用吸管輕輕吹打制成均勻的細胞懸液。將細胞懸液分置于3個培養瓶中，分別加入5 mL RPMI-1640 完全培養基輕輕混勻置于培養箱中培養[19]。

(3) 抗腫瘤活性的測定：采用MTT法[20-21]。培養人肝癌HepG-2細胞至對數生長期，經胰酶消化后加入培養液終止消化，離心后去除上清液，加入適量的培養基調節細胞濃度為1×105個/mL。在96孔培養板中接種細胞懸液100 μL，待細胞貼壁后(一般需要6 h)加多糖溶液100 μL；每組設6個復孔；置于CO2培養箱中培養24 h或48 h后取出做MTT檢測，試驗方法為：每孔加入5.0 mg/mL MTT溶液(以PBS配制，并用0.22 μm濾膜過濾除菌)20 μL，繼續培養4 h后棄去上清液，每孔加入150 μL 二甲基亞砜，低速振蕩10 min后，用酶標儀于492 nm處測吸光度，重復3次，取平均值，并按式(4)計算不同濃度純化河蜆多糖CFP-1、CFP-2對人肝癌HepG-2腫瘤細胞的抑制率。繪制抑制率與多糖濃度關系曲線。

(4)

式中：

A——抑制率，%；

OD1——樣品的吸光值；

OD2——對照試驗的吸光值。

1.3.8 數據分析及作圖 試驗數據用SPSS13.0分析，Origin8.0作圖。

2 結果與分析

2.1 河蜆多糖的分離及純化

2.1.1DEAE-52纖維素色譜柱的初步分離 由圖1可知，經不同濃度NaCl溶液梯度洗脫，以苯酚—硫酸法示蹤檢測到2個主要洗脫峰，得到河蜆粗多糖2個主要組分并命名，分別是以蒸餾水洗脫得到的CFP-1和以0.1mol/LNaCl溶液洗脫所得CFP-2。合并相同組分經減壓濃縮、蒸餾水透析、冷凍干燥之后得到CFP-1和CFP-2 2個多糖產品，之后再通過凝膠層析柱進行更進一步的純化。

圖1 DEAE-52纖維素色譜柱的梯度洗脫曲線Figure 1 Gradient elution curve of DEAE-52 cellulosechromatography column

2.1.2SephadexTMG-100葡聚糖凝膠色譜柱的分離 葡聚糖G-100凝膠柱對CFP-1和CFP-2的洗脫曲線見圖2，3，經葡聚糖G-100凝膠柱分離CFP-1和CFP-2兩組分的洗脫峰都為單一峰且峰型對稱性良好。收集合并相同組分，經減壓濃縮、蒸餾水透析、冷凍干燥得到棉絮狀的純化多糖CFP-1和CFP-2。

圖2 CFP-1流經 SephadexTM G-100 柱洗脫曲線Figure 2 CFP-1 SephadexTM G-100 column elution curves

圖3 CFP-2流經 SephadexTM G-100 柱洗脫曲線Figure 3 CFP-2 SephadexTM G-100 column elution curves

2.2 河蜆多糖的紫外掃描圖譜分析

由圖4可知，粗多糖和分離純化的2個多糖組分在200nm附近都有一大的吸收峰；該吸收峰為多糖的特征吸收峰，在260～280nm處，粗多糖有吸收峰，而經分離純化的多糖CFP-1和CFP-2均沒有此峰，說明經分離純化的多糖組分已無蛋白質和核酸。

2.3 河蜆多糖的紅外掃描圖譜

圖5、6為河蜆多糖CFP-1、CFP-2的紅外光譜圖。在圖5，6中，3 370nm-1左右處2種組分都出現了明顯的吸收峰，在3 700～3 100nm-1處出現的吸收帶是羥基的O—H伸縮振動；2 928nm-12種組分都都出現了明顯吸收峰，在3 000～2 800nm-1處出現的吸收峰是由烷基的C—H伸縮振動引起的，由此可知CFP-1和CFP-2含有多糖類物質的特征基團。在1 700～1 600nm-1處2種組分出現的強吸收峰可能是羧基的C═O非對稱伸縮振動引起的，也可能是氨基的N—H變角振動引起的，1 400～1 300nm-1處2種組分都出現了強吸收峰是羧基的C═O對稱伸縮振動，說明這2種河蜆多糖組分都含有羧基基團；在1 200～900nm-1處2種組分都出現一組強的吸收峰，它是由羥基(O—H)的變角振動和吡喃糖環中醚鍵(C—O—C)的伸縮振動引起[22]。CFP-1在840nm-1處的吸收峰表明該多糖含有a-型糖苷鍵[23]。

圖4 河蜆多糖的紫外吸收圖譜Figure 4 UV absorbance spectra of polysaccharides ofCobicula fluminea

圖5 河蜆多糖純化組分CFP-1傅立葉變換紅外光譜圖

Figure5IsolationandPurificationcomponentsCFP-1ofFourierTransformInfraredspectrumfromCorbicula flumineaPolysaccharide

圖6 河蜆多糖純化組分CFP-2傅立葉變換紅外光譜圖

Figure 6 Isolation and Purification components CFP-2 of Fourier Transform Infrared spectrum fromCorbiculaflumineaPolysaccharide

2.4 河蜆多糖的分子量測定及純度鑒定

由圖7可知，經DEAE-52纖維素柱和sephadexTMG-100凝膠柱純化后的多糖組分CFP-1經2種檢測器得到的結果顯示，出現且峰型尖銳對稱性好的單一峰，與凝膠色譜圖結果相吻合，說明河蜆粗多糖經兩步柱層析分離純化后得到的多糖CFP-1分子量相對均一。由圖8可知，靜態光散射檢測器檢測結果顯示有一個峰形尖銳且對稱的峰，而示差檢測器檢測結果顯示有多個峰，說明河蜆多糖CFP-2中還含有一定的其他物質。經計算河蜆多糖CFP-1與CFP-2的平均相對分子質量分別為1 172，3 627 kD。

a為示差檢測器對CFP-1的檢測結果，b為靜態光散射檢測器對CFP-1的檢測結果

圖7 河蜆多糖純化組分CFP-1的高效液相色譜圖

Figure 7 Isolation and Purification components CFP-1 of High performance liquid chromatography fromCorbiculaflumineaPolysaccharide

a為示差檢測器對CFP-2的檢測結果，b為靜態光散射檢測器對CFP-2的檢測結果

圖8 河蜆多糖純化組分CFP-2的高效液相色譜圖

Figure 8 Isolation and Purification components CFP-2 of High performance liquid chromatography fromCorbiculaflumineaPolysaccharide

2.5 河蜆多糖的體外抗氧化活性分析

2.5.1 對DPPH自由基的清除率 由圖9可知，隨著河蜆多糖濃度的增大，河蜆多糖CFP-2對DPPH·的清除率顯著增大，CFP-1對DPPH·的清除能力增加緩慢，當濃度為3 mg/mL時，CFP-2對DPPH·的清除率為52.04%，CFP-1對DPPH·的清除率為16.60%，所以CFP-2表現出了更強的清除DPPH·活性。顯著性分析結果顯示CFP-1濃度升高到2.5 mg/mL之后，清除率的變化不顯著；CFP-2在各濃度條件下對DPPH·的清除率變化均顯著。

圖9 河蜆多糖對DPPH自由基的清除作用Figure 9 Scavenging effect of Polysaccharide from Corbicula fluminea on DPPH Free Radical

2.5.2 對羥自由基的清除率 由圖10可知，隨著河蜆多糖濃度的增大，CFP-1對·OH的清除率減小，CFP-2對·OH的清除率增大，當CFP-1濃度為0.5 mg/mL時，對·OH的清除率為27.81%，當濃度增大為3 mg/mL時，對·OH的清除率下降到15.63%；當CFP-2 濃度為0.5 mg/mL時，對·OH的清除率為16.88%，當濃度增大為3 mg/mL時，對·OH的清除率增大到63.75%。由此可知，對比2種多糖對·OH的清除率，結果顯示CFP-2表現出更強的活性，顯著性分析結果顯示CFP-2在各濃度條件下對·OH的清除率變化均顯著。

圖10 河蜆多糖對·OH的清除作用Figure 10 Scavenging effect of Polysaccharides fromCorbicula fluminea on Hydroxyl radical

2.5.3 對鐵離子的還原力 由圖11可知，隨著河蜆多糖濃度的增大，CFP-2吸光度明顯增大，而CFP-1吸光度變化緩慢，說明CFP-2對鐵離子還原力強于CFP-1。當多糖濃度為3 mg/mL時，CFP-1和CFP-2的FRAP值分別為24.64，65.24 μmol/mg。顯著性分析結果顯示CFP-2在各濃度條件下對鐵離子還原力的變化均顯著。

圖11 河蜆多糖的鐵離子還原力Figure 11 Reducing power of Corbicula flumineaPolysaccharide

2.5.4 對超氧陰離子自由基的清除率 由圖12可知，河蜆多糖CFP-1和CFP-2對O2-·的清除能力都隨著濃度的增大呈增大趨勢。CFP-2 對O2-·的清除率增加緩慢，CFP-1 對O2-·的清除率增加明顯，當CFP-2濃度為0.5 mg/mL時，對O2-·的清除率為0.32%，當濃度為3 mg/mL時，對O2-·的清除率增加到2.86%；當濃度為0.5 mg/mL時，CFP-1對O2-·的清除率為1.59%，當濃度為3 mg/mL時，CFP-1對O2-·的清除率增大到16.19%。由此可知，CFP-1 對O2-·的清除活性高于CFP-2。但試驗結果顯示2種多糖對O2-·的清除活性都較弱。

圖12 河蜆多糖對O2-·的清除作用

Figure 12 Scavenging effect of Polysaccharides fromCorbiculaflumineaon Superoxide anion

2.6 河蜆多糖的體外抗腫瘤活性分析

由圖13可知，加藥培養 24 h和48 h后，河蜆多糖CFP-1對體外培養的人肝癌HeGp-2細胞生長都有一定的抑制作用，當河蜆多糖CFP-1濃度為0.2 mg/mL時，作用24 h抑制不明顯，作用48 h其抑制率達到44.17%，表現出了較強的體外抑瘤活性。

圖13 CFP-1對體外培養的HeGp-2細胞的生長抑制作用Figure 13 Effect of CFP-1 on proliferation of HeGp-2 cells

由圖14可知，加藥培養 24 h和48 h后，河蜆多糖CFP-2對體外培養的人肝癌HeGp-2細胞生長都有一定的抑制作用，當河蜆多糖CFP-2濃度為0.2 mg/mL時，作用24 h抑制不明顯，作用48 h其抑制率達到37.56%，比CFP-1的抗腫瘤活性稍弱。

3 結論

通過DEAE-52纖維素色譜法，獲得河蜆粗多糖2個初步分離組分，再利用SephadexTMG-100葡聚糖凝膠色譜法對初步分離的2個組分進行進一步純化，得到CFP-1和CFP-2 2個組分。經計算得到河蜆多糖CFP-1與CFP-2的平均相對分子質量分別為1 172，3 627 kD。對河蜆粗多糖、CFP-1、CFP-2的紫外光譜掃描得出經分離純化的多糖組分已無蛋白質和核酸。對其進行紅外掃描得出CFP-1和CFP-2均為多糖類物質。河蜆多糖對人肝癌細胞HepG-2抑制結果表明：CFP-1對人肝癌細胞HepG-2抑制作用效果顯著；純化多糖CFP-1和CFP-2都具一定的抗氧化能力，在對DPPH·、·OH、O2-·的清除率以及鐵離子還原力方面，CFP-2的抗氧化活性均優于CFP-1。

圖14 CFP-2對體外培養的HeGp-2細胞的生長抑制作用Figure 14 Effect of CFP-2 on proliferation of HeGp-2 cells

本試驗對河蜆多糖的分離純化，得到了2種純化產品CFP-1和CFP-2，并對其純度、分子量、抗腫瘤活性和抗氧化活性進行了研究，但是對2種多糖的結構特征等還不是很了解，可以進行進一步的試驗研究，對其它可能存在的一些性質也可以進行試驗分析。

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收稿日期：2017-01-22

Study onisolation, antioxidation and anti-tumor activites of polysaccharide inCorbiculafluminea

(1.CollegeofLifeScience,JiangxiScienceandTechnologyNormalUniversity,Nanchang,Jiangxi330013,China;2.NationalR&DBranchCenterforFreshwaterFishProcessing,Nanchang,Jiangxi330013,China)

CFP-1 and CFP-2 were purified fromCorbiculaflumineaby DEAE-52 cellulose anion-exchange chromatography and SephadexTMG-100 gel-filfration chromatography. The molecule structure was analyzed by ultraviolet spectrum scanning and infraned spectrum. Ultraviolet spectrum showed that CFP-1 and CFP-2 contained little DNA and protein, and infraned spectrum showed that both of them were polysaccharides. Purity of CFP-1 and CFP-2 was further confirmed by using HPLC, they were homogenous with a molecular weight of 1 172 kD and 3 627 kD. The result showed that CFP-1 could significantly inhibit proliferation of HepG-2 than CFP-2. with theIC50value of 0.24 mg/mL after 48 h treating. In addition, radical scavenging tests revealed that CFP-2 showed significant function of antioxidation activity.

Corbiculafluminea; polysaccharide; separation and purification; antioxidation activity

10.13652/j.issn.1003-5788.2017.04.025

福建省中青年教師教育科研項目(編號：JA15390)；泉州市科技計劃項目(編號：2015Z135)；福建省大學生創新創業訓練計劃項目(編號：201510399041)

陳洪彬(1989-)，男，泉州師范學院講師，在讀博士研究生。E-mail:yummyway@qq.com

2017—02—16

基金項目：湖南省林業廳項目(編號：XLK201664，XKL201735)；湖南省科技重大專項(編號：2016NK1001)；湖南省大學生研究性學習和創新性實驗計劃(編號：XJT2016﹝283﹞-254)

鐘海雁(1963-)，男，中南林業科技大學教授，博士。 E-mail: zhonghaiyan631210@126.com

作者簡介：包莉圓，女，中南林業科技大學在讀碩士研究生。