深松對烏拉爾甘草根際土壤養分以及微生物群落功能多樣性的影響

張志政,馬 淼,張旭龍

石河子大學生命科學學院,石河子 832003

深松對烏拉爾甘草根際土壤養分以及微生物群落功能多樣性的影響

張志政,馬 淼*,張旭龍

石河子大學生命科學學院,石河子 832003

通過大田試驗和室內分析相結合,研究了深松對烏拉爾甘草根際土壤養分和微生物群落功能多樣性的影響,以期為烏拉爾甘草人工種植地土壤耕作措施優化和土壤環境改良提供依據。結果表明,與未深松(常規耕作)處理相比,深松處理對烏拉爾甘草根際土壤0—20 cm耕層土壤養分含量無顯著性影響,可顯著提高烏拉爾甘草根際土壤20—40 cm耕層有機質、全氮、全磷和全鉀的含量,分別提高了60.8%、65.3%、48.9%和86.8%；明顯增加了0—20 cm和20—40 cm耕層細菌、真菌和放線菌的數量(P<0.05),3種類型的微生物數量均呈現出上層大于下層,深松大于未深松的變化趨勢。在156 h的微生物溫育期內,深松處理下不同土層的平均顏色變化率(AWCD)均顯著高于未深松處理,并顯著提高了AWCD的利用率(72 h,P<0.05),較未深松分別提高了35.5%和130.8%。與未深松處理相比,深松處理顯著提高了土壤微生物的多樣性指數(H、S、D)。主成分分析(PCA)表明,深松優化了烏拉爾甘草根際土壤微生物的群落組成；聚合物、羧酸類化合物、氨基酸和碳水化合物是深松處理下根際土壤微生物利用的主要碳源。總而言之,深松處理顯著提高烏拉爾甘草根際土壤養分含量、微生物數量和微生物多樣性指數,改變了微生物群落功能多樣性,造成這種差異的主要原因可能是深松改變了土壤耕層結構,改善了微生物的生存環境。因此,深松對烏拉爾甘草人工種植地土壤質量的改良有積極作用。

深松；烏拉爾甘草；土壤理化性質；土壤微生物；Biolog

烏拉爾甘草(Glycyrrhizauralensis)為豆科(Leguminosae)甘草屬(Glycyrrhiza)多年生草本植物[1],素有“藥中國老”和“十方九草”的美稱[2],是新疆道地性藥材之一。由于常年掠奪性的采挖致使野生甘草資源瀕臨枯竭,大力發展甘草的人工種植,提高栽培甘草的產量和品質是解決目前國際市場甘草供不應求的唯一方案。

土壤微生物是土壤生態系統中極其重要和最為活躍的部分[3- 4],它能夠靈敏、及時、準確地反映土壤質量的變化狀況,揭示土壤肥力及土壤改良狀況,是土壤質量最重要的衡量指標之一[5- 6]。土壤耕作在改變土壤結構的同時,常會對土壤微生物群落產生影響,因此通過研究土壤微生物來探討耕作方式對土壤生態系統的影響已成為國內外學者研究的熱點問題[7- 8]。

土壤深松技術被視為土壤保護性耕作技術之一,是現代農業增產的一項根本性技術[9]。有研究表明,深松可以降低土壤容重[10- 11],增強土壤通透性[12- 13],增加土壤微生物數量和土壤酶活性[14- 16]。土壤深松由于改變了土壤物理結構,引起土壤水、肥、氣、熱等變化,進而影響土壤微生物學特性[17- 19]。因此,利用土壤深松技術改善土壤質量對植物生長和農業生產具有重要意義。

目前,關于深松對植物根際土壤理化性質和微生物多樣性的影響方面的研究僅限于小麥與玉米等常規作物[20- 21],而關于深松對甘草根際土壤理化性質和微生物多樣性影響的研究尚未見報道。本文探討了深松對烏拉爾甘草根際土壤養分,微生物數量和微生物群落多樣性的影響,旨在為改善烏拉爾甘草人工種植環境土壤耕層結構和提高土壤肥力提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 研究區概況

研究區位于新疆奎屯前山鎮,地處準噶爾盆地西南緣的奎屯河沖積平原。屬于典型的大陸性北溫帶干旱氣候,夏熱冬寒,日照時間長,降水稀少,蒸發量大。全年日照總時數2620 h,多年平均降水量160 mm,多年平均蒸發量1657 mm。土壤類型為灰漠土,主要發育在黃土狀母質上。土壤質地為砂質壤土,土壤容重為1.25 g/cm3,pH為7.4。

選土壤條件一致的地塊作為試驗區,試驗區面積200 m2,長20 m,寬10 m。采用隨機區組設計,在試驗區內隨機選4 m×4 m的樣地10個,按600 kg/hm2和150 kg/hm2的劑量各施磷酸氫二銨和硫酸鉀,均勻施撒作為底肥。隨機選其中5個樣地作為對照(常規耕作)，標記為W，撒施化肥后淺松(淺松犁型號：1L-225)，耕深20 cm，余下的5個樣地為深松處理，標記為S，撒施化肥后深松(深松犁型號：ISQ-320)，耕深40—50cm。對照未深松處理與深松處理均由大馬力配套不同耕作犁完成，于播種前進行耕犁。于2015年4月10日膜下播種,膜寬125 cm,膜距55 cm,一膜6行播種,行距20 cm,穴距10 cm,每穴3—5粒種子,出苗后每穴留兩苗,膜下滴灌,每月給水1次,每次給水6—8 h,除底肥外不再施肥。除松土深度不同外,其余管理措施均相同。

1.2 樣品采集

2015年9月采用5點取樣法采集深松區與對照組烏拉爾甘草根際土樣,以烏拉爾甘草主根0—5 cm范圍內取土,每樣點取距地表0—20 cm和20—40 cm土壤樣品。深松區土樣標記為S0—20和S20—40；未經過深松處理的對照區標記為W0—20和W20—40。每個樣品采土3次作為重復,取土500 g組成混合樣品。將土樣去除細根和雜物,碾碎,過1 mm篩并混勻,部分土樣風干后測定土樣理化性質,另一部分土壤樣品立即進行相關的微生物測定。

1.3 測定方法

1.3.1 土壤理化性質測定

土壤理化指標測定方法參照鮑士旦的《土壤農化分析》[22],其中有機質的含量測定采用重鉻酸鉀容量法；全氮含量測定采用H2SO4消煮-凱氏定氮法[凱氏自動定氮儀：美國海能(Hanon)儀器有限公司(K9840)]；全磷含量測定采用濃H2SO4-HClO4消煮-鉬銻抗比色法測定；全鉀含量測定采用NaOH熔融-火焰光度計法測定。

1.3.2 土壤微生物數量測定方法

土壤微生物數量采用平板計數法測定,細菌采用牛肉膏蛋白胨瓊脂(BPA)培養基,37℃培養；真菌采用馬鈴薯葡萄糖瓊脂(PDA)培養基(加入30 mg/L鏈霉素抑制細菌生長),28℃培養；放線菌采用高氏1號瓊脂(GA)培養基(加入50 μg /L 重鉻酸鉀抑制雜菌),28℃培養。每個土樣(微生物類群)預設3個濃度梯度,每個濃度梯度3次重復,選取最適計數濃度取其平均數進行計算作為該土樣的微生物數量。

1.3.3 土壤微生物功能多樣性分析

微生物群落功能多樣性采用 Biolog(Biolog-Eco PlateTM)方法進行分析。稱取相當于10 g烘干土的鮮土加入到已裝有100 mL滅菌的0.85%生理鹽水三角瓶中,室溫震蕩60 min,然后用0.85%生理鹽水稀釋至1000倍液,再震蕩30 min,吸取稀釋液接種到生態板(ECO板)中,每孔加150 μL。將接種好的微平板置于25℃的恒溫培養箱中避光培養,每隔12 h在Biolog EmaxTM讀數器上讀取波長590 nm下的光密度值,持續156 h。用31個孔的平均顏色變化率(AWCD)表示微生物代謝的整體活性。計算Shannon物種豐富度指數(H),Shannon均勻度指數(E),Shannon優勢度指數(D),碳源利用豐富度指數(S),具體計算公式如下[22- 24]：

AWCD =∑(Ci-Ri) /n

式中,Ci為每個孔的光密度值,Ri為對照孔的光密度值,n=31,為ECO板的孔數。

H=-∑Pi(lnPi)

式中,Pi= (Ci-Ri) / ∑(Ci-Ri)。

D=1-∑(Pi)2

式中,S=被利用碳源的總數

1.4 數據處理

對深松處理組和對照組不同土層數據進行單因素方差分析,用培養72 h的光密度值進行主成分分析(PCA)。數據處理采用軟件Excel 2003和SPSS 18.0完成。

2 結果與分析

2.1 深松處理對烏拉爾甘草根際土壤養分的影響

土壤有機質及土壤全氮、全磷、全鉀的含量作為土壤肥力的主要指標,能夠表征土壤的肥力狀況。由表1可知,深松與未深松不同土層單位土壤體積中有機質、全氮、全磷和全鉀的含量存在著不同程度的差異。S0—20與W0—20相比,有機質、全氮和全磷含量無顯著性差異,但深松處理組土樣中全鉀含量顯著提高了82.5%；與W20—40相比,S20—40土樣中的有機質、全氮、全磷和全鉀的含量均有顯著提高(P<0.05),分別提高了60.8%、65.3%、48.9%和86.8%。

表1 深松處理對土壤養分的影響

S：深松區 subsoiling block；W：未深松區 non-subsoiling block；S0—20：深松區0—20 cm土層 0—20 cm soil layer of subsoiling block；W0—20：未深松區0—20 cm土層 0—20 cm soil layer of non-subsoiling block；S20—40：深松區20—40 cm土層 20—40 cm soil layer of subsoiling block；W20—40：未深松區20—40 cm土層 0—20 cm soil layer of non-subsoiling block；同列不同字母表示處理間差異顯著(P<0.05)

2.2 深松處理對烏拉爾甘草根際土壤微生物數量的影響

土壤微生物數量直接影響土壤的生物化學活性及土壤養分的組成與轉化,是評價土壤肥力的重要指標之一。土壤微生物的三大類群(細菌、放線菌和真菌)是構成土壤微生物的主要生物類群,其數量變化通常能反映出土壤生物活性水平,顯示土壤中物質代謝的旺盛程度[23]。由表2可見,深松處理顯著提高了土壤中細菌、真菌和放線菌的數量,較未深松具有顯著性差異(P<0.05)。S0—20樣品中的細菌、真菌和放線菌的數量較W0—20分別提高了25.1%、33.3%和38.6%；S20—40樣品中的細菌、真菌和放線菌的數量較W20—40分別提高了177.1%、98.4%和48.0%。3種類型的微生物數量均呈現出上層大于下層,深松大于未深松的變化趨勢。

表2 深松處理對土壤微生物數量的影響

同列不同字母表示處理間差異顯著(P<0.05)

2.3 深松處理對烏拉爾甘草根際土壤微生物AWCD的影響

圖1 AWCD 隨溫育時間的變化Fig.1 AWCD changes with incubation time S：深松區 subsoiling block；W：未深松區 non-subsoiling block；S0—20：深松區0—20 cm土層 0—20 cm soil layer of subsoiling block；W0—20：未深松區0—20 cm土層 0—20 cm soil layer of non-subsoiling block；S20—40：深松區20—40 cm土層 20—40 cm soil layer of subsoiling block；W20—40：未深松區20—40 cm土層 0—20 cm soil layer of non-subsoiling block；同列不同字母表示處理間差異顯著(P<0.05)

AWCD是表征土壤微生物對總體碳源的利用能力,反映其生物活性的一個重要指標[24- 25]。31種碳源的AWCD變化如圖1所示,隨著溫育時間的延長,AWCD逐漸升高,在0—12 h時,S0—20、W0—20、S20—40、W20—40 cm的AWCD值均為零,在12 h均開始利用單一碳源進行代謝。S0—20、W0—20和S20—40在36 h進入對數增長期；而W20—40在48 h進入對數增長期。各處理在144 h時均趨于穩定。不同土壤樣品微生物平均光密度值隨時間變化均呈近“S”形曲線,符合微生物利用基質的一般生長曲線規律。與W0—20和W20—40相比,S0—20和S20—40的溫育72 h微生物代謝活性顯著提高了35.5%和130.8%(P<0.05)。

2.4深松處理對烏拉爾甘草根際土壤微生物多樣性指數的影響

Shannon多樣性指數可以從不同側面反映土壤微生物群落功能多樣性,是目前應用最廣泛的群落多樣性指數之一[26]。通常把顏色變化孔數作為根際微生物群落功能多樣性的豐富度[27- 28]。由圖2可見,土壤微生物對碳源利用的Shannon多樣性指數(H、D)和碳源利用豐富度指數(S)的變化表現出類似的規律：S0—20最高而W20—40最低,S0—20與W0—20無顯著性差異,而S20—40的H、D、S值顯著地高于W20—40,分別提高了15.0%、4.6%和95.6%；Shannon均勻度指數(E)以W20—40最大,且與其他土樣間均具有顯著性差異(P<0.05)。

圖2 深松處理對土壤微生物群落多樣性指數的影響Fig.2 Effects of subsoiling on soil microbial diversity index

2.5 微生物碳源利用的主成分分析

對培養72 h的31種碳源利用情況進行主成分分析,共提取3個主成分：第一主成分(PC1)、第二主成分(PC2)和第三主成分(PC3),分別可以解釋所有變量的54.666%、23.972%和21.362%。3個主成分累積方差貢獻率達到100%,可以全面地反映31個變量的特征,并據其得分來表征微生物群落碳源代謝特征。從表3可看出,深松與未深松的4個不同土層中,S0—20在PC1得分最高,W0—20在PC2上得分最高,S20—40在PC3上得分最高。

因子載荷反映了主成分與碳源利用的相關程度,因子載荷絕對值越接近于1,表示該碳源對主成分的影響越大。與第一主成分相關性較高的碳源有23個(表4),主要包括酚酸類化合物：4-羥基苯甲酸；胺類化合物：腐胺；聚合物：吐溫40、吐溫80和α-環式糊精；氨基酸：L-精氨酸、L-天冬酰胺酸、L-絲氨酸、L-蘇氨酸和甘氨酰-L-谷氨酸；羧酸類化合物：丙酮酸甲脂、D-半乳糖醛酸、γ-羥基丁酸、D-葡萄胺酸、衣康酸和α-丁酮酸；碳水化合物：β-甲基-D-葡萄糖苷、D-半乳糖內酯、I-赤藻糖醇、D-甘露醇、N-乙酰基-D-葡萄胺、葡萄糖- 1-磷酸鹽和D,L-α-甘油。與第二主成分相關性較高的碳源有8個,主要包括酚酸類化合物：2-羥基苯甲酸；胺類化合物：苯乙基胺；氨基酸：L-苯基丙氨酸；羧酸類化合物：衣康酸和α-丁酮酸；碳水化合物：D-甘露醇、N-乙酰基-D-葡萄胺和D-纖維二糖。與第三主成分相關性較高的碳源有6個,主要包括聚合物：肝糖；羧酸類化合物：D-蘋果酸；碳水化合物：β-甲基D-葡萄糖苷、D-木糖、I-赤藻糖醇和α-D-乳糖。綜合表3和表4可知,聚合物、羧酸類化合物、氨基酸和碳水化合物是深松處理下根際土壤微生物利用的主要碳源。

表3 主成分得分及貢獻率

表4 31種碳源的因子載荷(|r|>0.6)

3 討論

土壤有機質是評價土壤質量的一個重要指標,它不僅能增強土壤的保肥和供肥能力,提高土壤養分的有效性,而且可促進土壤團粒結構的形成,改善土壤的透水性、蓄水能力及通氣性,增強土壤的緩沖性等[29]。有研究報道,深松處理有助于有機質向下層分布[30]；謝迎新[31]等研究指出,深松處理對表層有機碳含量影響較小,可明顯增加下層土壤有機碳含量。本研究表明,深松處理對0—20 cm土層土壤有機質含量影響不顯著,但能夠顯著增加20—40 cm土層有機質的積累,這與謝迎新等人的研究結果是一致的。其原因可能是深松打破了犁底層,降低了土壤容重,同時也為下耕層土壤微生物營造了良好的生長環境,從而促進了下耕層有機質的積累。

土壤全氮、全磷和全鉀的含量是反映土壤長期肥力水平的重要指標。本研究表明,深松處理可顯著增加20—40 cm土層中的全氮、全磷和全鉀含量,但對0—20 cm土層影響較小；除全磷外,全氮和全鉀含量都是上層高于下層,表現出上肥下瘦的特點。這與何騰兵[32]等人的研究結果相一致。其原因可能是深松加深了土壤耕層,改變了土壤結構,使富集在表層的養分部分下移,增加了下層土壤養分的積累,但是由于烏拉爾甘草側根多分布于20—40 cm,可充分吸收下層養分,從而造成上肥下瘦的特點。另一方面可能是由于深松主要改變了20—40 cm耕層結構,使得深松處理與未深松處理烏拉爾甘草20—40 cm根系生長分布格局不同,其固氮能力也有所差異,這可能也是造成耕層全氮含量差異顯著的原因之一。有研究表明,烏拉爾甘草具有吸收富集礦質元素的習性[33],這可能是造成對不同營養元素吸收利用有所差異的主要原因。

微生物作為土壤和植物兩者之間極其重要的紐帶,推動著土壤有機質和土壤養分的轉化與循環,是評價土壤肥力的重要指標之一,其數量受土壤環境和土壤耕作措施影響[34]。本研究結果表明,土壤微生物數量隨土壤深度的增加而顯著減少；深松處理能夠顯著增加土壤微生物數量,且對20—40 cm土層影響尤為顯著,其主要原因可能是深松改善了耕層下部土壤的物理結構,影響耕層下部土壤養分的積累,營造了一個較適宜微生物繁殖的土壤環境,進而影響20 cm以下耕層的土壤微生物數量[13]。梁金鳳等[35]研究證明,深松可以降低土壤容重,增加土壤孔隙度,有利于土壤氣體交換,提高細菌、放線菌和微生物的總體數量,改善深層土壤的微生態環境,進而有利于培肥地力。

光密度平均顏色變化率AWCD反應土壤微生物利用總碳源的能力和代謝活性的大小,AWCD越大,其代謝活性越強。本研究中,在0—24 h時微生物處于適應期階段,在24 h之后,微生物逐漸進入對數增長期,并在144 h后基本進入穩定期,不同土壤樣品微生物平均光密度值隨時間變化均呈近“S”形曲線,符合微生物利用基質生長的一般規律[36]。在整個溫育期內,深松處理不同土層的AWCD都高于未深松的土壤樣品,即S0—20>W0—20,S20—40>W20—40。

碳源代謝的多樣性指數分析可以準確地反映微生物群落功能多樣性的變化,Shannon指數能客觀地反映物種的豐富度和均勻度,微孔中能被利用的碳源越多,利用強度越大,則Shannon指數也越大[26]。Shannon多樣性指數(H、D、E)和碳源利用豐富度指數(S)是表示群落多樣性的最常用指標。本研究表明,深松處理0—20 cm和20—40 cm土層的土壤微生物Shannon 多樣性指數(H、D)和碳源利用豐富度指數(S)分別顯著高于未深松處理0—20 cm和20—40 cm土層,表明深松使土壤微生物群落多樣性增加,其原因可能是因為深松改變了耕層土壤結構,從而改善了土壤微生物的生存環境。Lupwayi等[37]研究發現,保護性耕作有利于提高土壤微生物多樣性,這與本研究的結果是一致的。W20—40的Shannon均勻度指數(E)均大于其他3個土層,且S0—20的均勻度指數最小,與其余3種指數變化趨勢不一致,這可能是某些微生物傾向于利用烏拉爾甘草根系分泌物和其植物殘體而引起的,這與羅希茜[38]等人的研究結果相似。

主成分分析表明深松處理對烏拉爾甘草根際土壤微生物的碳源利用能力影響顯著,使烏拉爾甘草根際土壤微生物群落代謝特征發生改變。S0—20在PC1得分最高,W0—20在PC2上得分最高,S20—40在PC3上得分最高,其中S0—20和W0—20在PC2上有較大分異,S20—40與W20—40在PC3上有較大分異,表明深松改變了其根際微生物群落功能多樣性,而這種改變是由根際微生物對PC2和PC3上相關系數較高的碳源的差異利用所引起的,這與孟慶杰[39]等的研究結果相一致。

土壤深松被視為土壤保護性耕作技術之一,是農業生產過程中的重要技術措施。深松可以改善耕層土壤的物理結構,從而改善土壤微生物的生存微環境,對土壤養分的積累和土壤微生物多樣性的提高有著極為重要的影響[40- 44]。深松處理可以顯著提高烏拉爾甘草20—40 cm耕層土壤養分的積累,顯著增加其土壤中的微生物數量,對其AWCD和土壤微生物多樣性指數(H、D、E)都有顯著提高,改善了土壤微生物功能,優化了微生物群落結構。因此,對烏拉爾甘草地進行深松耕作可有效改善土壤質量,提高土壤肥力,值得大力推廣。

[1] 中國科學院中國植物志編輯委員會. 中國植物志. 北京: 科學出版社, 1998.

[2] Dong Y Y, Gao W Y, Zhang J Z, Zuo B M, Huang L Q. Quantification of four active ingredients and fingerprint analysis of Licorice (GlycyrrhizauralensisFisch.) after spaceflight by HPLC-DAD. Research on Chemical Intermediates, 2012, 38(8): 1719- 1731.

[3] Abbott L K, Murphy D V. Soil Biological Fertility: A Key to Sustainable Land Use in Agriculture. Netherlands: Kluwer Academic Publishers, 2003.

[4] 朱丹, 張磊, 韋澤秀, 劉曉燕, 周志峰, 代先祝, 王曉鋒, 夏志強, 吳先勤, 蔚建軍, 付莉. 菌肥對青稞根際土壤理化性質以及微生物群落的影響. 土壤學報, 2014, 51(3): 627- 637.

[5] 劉占鋒, 傅伯杰, 劉國華, 朱永官. 土壤質量與土壤質量指標及其評價. 生態學報, 2006, 26(3): 901- 913.

[6] 張心昱, 陳利頂, 傅伯杰, 李琪, 齊鑫, 馬巖. 農田生態系統不同土地利用方式與管理措施對土壤質量的影響. 應用生態學報, 2007, 18(2): 303- 309.

[7] Carpenter-Boggs L, Stahl P D, Lindstrom M J, Schumacher T E. Soil microbial properties under permanent grass, conventional tillage, and no-till management in South Dakota. Soil and Tillage Research, 2003, 71(1): 15- 23.

[8] 姬艷艷, 張貴龍, 張瑞, 劉玉升, 楊殿林, 王彩靈. 耕作方式對農田土壤微生物功能多樣性的影響. 中國農學通報, 2013, 29(6): 117- 123.

[9] 張麗, 張中東, 郭正宇, 宮帥, 王若男, 陶洪斌, 王璞. 深松耕作和秸稈還田對農田土壤物理特性的影響. 水土保持通報, 2015, 35(1): 102- 106, 117- 117.

[10] Laddha K C, Totawat K L. Effects of deep tillage under rainfed agriculture on production of sorghum (SorghumbiocolorL. Moench) intercropped with green gram (VignaradiataL. Wilczek) in western India. Soil and Tillage Research, 1997, 43(3/4): 241- 250.

[11] 何潤兵, 李傳友, 王明武. 深松對土壤理化性質和冬小麥生長特性的影響. 中國農機化學報, 2014, 35(2): 119- 122.

[12] Heuer H, Tomanová O, Koch H J, M?rl?nder B. Subsoil properties and cereal growth as affected by a single pass of heavy machinery and two tillage systems on a Luvisol. Journal of Plant Nutrition and Soil Science, 2008, 171(4): 580- 590.

[13] Lampurlanés J, Cantero-Martínez C. Soil bulk density and penetration resistance under different tillage and crop management systems and their relationship with barley root growth. Agronomy Journal, 2003, 95(3): 526- 536.

[14] 楊江山, 張恩和, 黃高寶, 張仁陟. 保護性耕作對麥藥輪作土壤酶活性和微生物數量的影響. 生態學報, 2010, 30(3): 824- 829.

[15] Piovanelli C, Gamba C, Brandi G, Simoncini S, Batistoni E. Tillage choices affect biochemical properties in the soil profile. Soil and Tillage Research, 2006, 90(1/2): 84- 92.

[16] Ji B Y, Hu H, Zhao Y L, Mu X Y, Liu K, Li C H. Effects of deep tillage and straw returning on soil microorganism and enzyme activities. The Scientific World Journal, 2014, 2014: 451493.

[17] 王群, 尹飛, 郝四平, 李潮海. 下層土壤容重對玉米根際土壤微生物數量及微生物量碳、氮的影響. 生態學報, 2009, 29(6): 3096- 3104.

[18] 張彬, 何紅波, 白震, 劉寧, 丁雪麗, 解宏圖, 張旭東. 保護性耕作對土壤微生物特性和酶活性的影響. 土壤通報, 2010, 41(1): 230- 236.

[19] 黃國勤, 楊濱娟, 王淑彬, 黃小洋, 張兆飛, 姚珍, 黃祿星, 趙其國. 稻田實行保護性耕作對水稻產量、土壤理化及生物學性狀的影響. 生態學報, 2015, 35(4): 1225- 1234.

[20] 王蕓, 李增嘉, 韓賓, 史忠強, 寧堂原, 江曉東, 鄭延海, 白美, 趙建波. 保護性耕作對土壤微生物量及活性的影響. 生態學報, 2007, 27(8): 3384- 3390.

[21] Wingeyer A B, Walters D T, Drijber R A, Olk D C, Arkebauer T J, Verma S B, Wedin D A, Francis C A. Fall conservation deep tillage stabilizes maize residues into soil organic matter. Soil Science Society of America Journal, 2012, 76(6): 2154- 2163.

[22] 鮑士旦. 土壤農化分析. 北京: 中國農業出版社, 2000.

[23] 趙亞麗, 郭海斌, 薛志偉, 穆心愿, 李潮海. 耕作方式與秸稈還田對土壤微生物數量、酶活性及作物產量的影響. 應用生態學報, 2015, 26(6): 1785- 1792.

[24] Weber K P, Grove J A, Gehder M, Anderson W A, Legge R L. Data transformations in the analysis of community-level substrate utilization data from microplates. Journal of Microbiological Methods, 2007, 69(3): 461- 469.

[25] 周德平, 褚長彬, 范潔群, 姜震方, 吳淑杭. 不同種植年限設施蘆筍土壤微生物群落結構與功能研究. 土壤, 2014, 46(6): 1076- 1082.

[26] Larkin R P. Characterization of soil microbial communities under different potato cropping systems by microbial population dynamics, substrate utilization, and fatty acid profiles. Soil Biology and Biochemistry, 2003, 35(11): 1451- 1466.

[27] Choi K H, Dobbs F C. Comparison of two kinds of Biolog microplates (GN and ECO) in their ability to distinguish among aquatic microbial communities. Journal of Microbiological Methods, 1999, 36(3): 203- 213.

[28] 閔偉, 侯振安, 冶軍, 馬麗娟, 曹志, 羅慧蘭. 長期咸水滴灌棉田土壤微生物活性及群落功能多樣性. 生態學雜志, 2014, 33(11): 2950- 2958.

[29] 王蕓. 保護性耕作對麥田土壤微生物特性及理化性狀的影響[D]. 泰安: 山東農業大學, 2007.

[30] 冀保毅. 深耕與秸稈還田的土壤改良效果及其作物增產效應研究[D]. 鄭州: 河南農業大學, 2013.

[31] 謝迎新, 靳海洋, 孟慶陽, 王永華, 王晨陽, 賀德先, 郭天財. 深耕改善砂姜黑土理化性狀提高小麥產量. 農業工程學報, 2015, 31(10): 167- 173.

[32] 何騰兵, 樊博, 李博, 張麗敏, 鄧冬冬, 楊柳, 張佩, 李官平. 保護性耕作對喀斯特山區旱地土壤理化性質的影響. 水土保持學報, 2014, 28(4): 163- 167.

[33] 陸嘉惠. 三種藥用甘草耐鹽性及耐鹽機制研究[D]. 石河子: 石河子大學, 2014.

[34] 郭曉霞, 劉景輝, 張星杰, 李立軍, 趙寶平, Acharya S N. 免耕對旱作燕麥田耕層土壤微生物生物量碳、氮、磷的影響. 土壤學報, 2012, 49(3): 575- 582.

[35] 梁金鳳, 齊慶振, 賈小紅, 宮少俊, 黃元仿. 不同耕作方式對土壤性質與玉米生長的影響研究. 生態環境學報, 2010, 19(4): 945- 950.

[36] 沈萍. 微生物學. 北京: 高等教育出版社, 2000.

[37] Lupwayi N Z, Monreal M A, Clayton G W, Grant C A, Johnston A M, Rice W A. Soil microbial biomass and diversity respond to tillage and sulphur fertilizers. Canadian Journal of Soil Science, 2001, 81(5): 577- 589.

[38] 羅希茜, 郝曉暉, 陳濤, 鄧嬋娟, 吳金水, 胡榮桂. 長期不同施肥對稻田土壤微生物群落功能多樣性的影響. 生態學報, 2009, 29(2): 740- 748.

[39] 孟慶杰, 許艷麗, 李春杰, 韓曉增, 裴希超. 不同植被覆蓋對黑土微生物功能多樣性的影響. 生態學雜志, 2008, 27(7): 1134- 1140.

[40] 何進, 李洪文, 高煥文. 中國北方保護性耕作條件下深松效應與經濟效益研究. 農業工程學報, 2006, 22(10): 62- 67.

[41] 路怡青, 朱安寧, 張佳寶, 陳效民, 舒馨. 免耕和秸稈還田對小麥生長期內土壤酶活性的影響. 生態與農村環境學報, 2013, 29(3): 329- 334.

[42] Govaerts B, Mezzalama M, Unno Y, Sayre K D, Luna-Guido M, Vanherck K, Dendooven L, Deckers J. Influence of tillage, residue management, and crop rotation on soil microbial biomass and catabolic diversity. Applied Soil Ecology, 2007, 37(1/2): 18- 30.

[43] Helgason B L, Walley F L, Germida J J. Fungal and bacterial abundance in long-term no-till and intensive-till soils of the Northern Great Plains. Soil Science Society of America Journal, 2009, 73(1): 120- 127.

[44] Spedding T A, Hamel C, Mehuys G R, Madramootoo C A. Soil microbial dynamics in maize-growing soil under different tillage and residue management systems. Soil Biology and Biochemistry, 2004, 36(3): 499- 512.

EffectofsubsoilingonsoilnutrientandmicrobefunctionaldiversityofGlycyrrhizauralensisrhizospheres

ZHANG Zhizheng, MA Miao*, ZHANG Xulong

CollegeofLifeScience,ShiheziUniversity,Xinjiang832003,China

As a fundamental soil component, soil microorganisms can sensitively, timeously, and accurately reflect the status of the change of soil quality and reveal the condition of soil fertility and improvement, which are important indicators of soil quality. At present, subsoiling technology is considered a soil conservation-tillage technology, which can change the soil structure and influence the soil microbial community. Therefore, the effect of tillage methods on microbes in soil ecosystems is being well studied globally. However, little is known about effect of subsoiling on soil nutrients and the functional diversity of microbial communities in rhizosphere soil ofGlycyrrhizauralensis. The purpose of this study was to provide the basis for improving tillage practices and soil environmental condition of licorice. Compared to conventional methods, Biolog technology can effectively provide useful information on soil microbial community functional diversity. Therefore, in this study, two treatments, including rotary tillage (CK) and subsoiling, were conducted in licorice planting land. Using field experiments and laboratory analysis, the effect of subsoiling on soil nutrients and the functional diversity of microbial communities in rhizosphere soil ofG.uralensiswas determined. The results showed that the effect of subsoiling on soil nutrients in the 0—20 cm depth of rhizosphere soil ofG.uralensiswas not significant, but greatly improved the total nitrogen (TN), phosphorus (TP), and potassium (TK) contents in the 20—40 cm depth of rhizosphere soil ofG.uralensis(which increased by 60.8, 65.3, 48.9, and 86.8%, respectively). Meanwhile, the number and abundance of bacteria, fungi, and actinomycetes within the 0—20 and 20—40 cm depths of rhizosphere soil ofG.uralensiswas significantly increased (P< 0.05). The quantity of three types of microorganisms present in the upper layer was greater than in the lower layer, and was greater in the subsoiling than non-subsoiling. After 156 h of microbial incubation, Average Well Color Development (AWCD) of different soil layers of subsoiling treatments were obviously higher than those of non-subsoiling treatments, and subsoiling treatment significantly improved the utilization of AWCD (72 h,P< 0.05), by 35.5 and 130.8% in the upper and lower soil layers, respectively. Compared with the non-subsoiling treatment, subsoiling significantly increased the microbial diversity index (such as the Shannon Index (H), Substrate Richness Index (S), and Simpson′s Dominance Index (D)). A principal component analysis (PCA) showed that subsoiling treatment could optimize microbial community composition in licorice rhizosphere soil; polymers, carboxylic acids, amino acids, and carbohydrates were primary carbon sources of rhizosphere soil microbes in subsoiling areas. Overall, the nutrient content of soil, the number of microbes, and the microbial community diversity index were obviously improved by subsoiling in licorice rhizosphere soil, and the microbial community functional diversity was changed. The arable layer soil structure was enhanced, and therefore the survival of microorganisms was improved by subsoiling. Therefore, subsoiling treatment could effectively improve the quality of rhizosphere soil ofG.uralensis.

subsoiling;Glycyrrhizauralensis; soil physical and chemical property; soil microorganism; Biolog

國家自然科學基金資助項目(31360047);石河子大學重大科技攻關資助項目(gxjs2012-zdgg06-04)

2016- 05- 09; < class="emphasis_bold">網絡出版日期

日期:2017- 03- 22

10.5846/stxb201605090893

*通訊作者Corresponding author.E-mail: mamiaogg@126.com

張志政,馬淼,張旭龍.深松對烏拉爾甘草根際土壤養分以及微生物群落功能多樣性的影響.生態學報,2017,37(15):5137- 5145.

Zhang Z Z, Ma M, Zhang X L.Effect of subsoiling on soil nutrient and microbe functional diversity ofGlycyrrhizauralensisrhizospheres.Acta Ecologica Sinica,2017,37(15):5137- 5145.