煙酰胺腺嘌呤二核苷酸(NAD)合成途徑和水稻葉片早衰

陳平 吳立文 王忠偉 張宇,2 郭龍彪,*

(1中國水稻研究所, 杭州 310006;2廣西瑞特種子有限責任公司, 南寧 530003;*通訊聯系人, E-mail: guolongbiao@caas.cn)

煙酰胺腺嘌呤二核苷酸(NAD)合成途徑和水稻葉片早衰

陳平1吳立文1王忠偉1張宇1,2郭龍彪1,*

(1中國水稻研究所, 杭州 310006;2廣西瑞特種子有限責任公司, 南寧 530003;*通訊聯系人, E-mail: guolongbiao@caas.cn)

葉片是植物進行光合作用的主要場所，其衰老由內源遺傳發育信號和外界環境脅迫所啟動，是一個非常復雜有序的調控過程。煙酰胺腺嘌呤二核苷酸(nicotinamide adenine dinucleotide, NAD)是脫氫酶的輔酶，在糖酵解、糖異生、三羧酸循環以及呼吸鏈等代謝中發揮著不可替代的作用。最新研究表明，水稻NAD生物合成參與調控沉默信息調控因子Sirtuins的生物活性、組蛋白H3K9去乙酰化、植物激素茉莉酸(JA)和葉片衰老。本文綜述了有關水稻葉片衰老的細胞生理特征、Sirtuins酶活、NAD生物合成以及水稻早衰的OsSRT1-NAD調控途徑和OsSRT1-MeOH-JA調控途徑，以期闡明水稻葉片衰老的分子機理及其調控途徑，為高產育種提供相應的理論參考。

水稻；葉片衰老；NAD合成途徑；茉莉酸；正沉默信息調控因子

植物自然衰老是伴隨著年齡增長而發生的細胞程序化死亡過程[1-3]，葉片衰老是最常見的現象之一，它受內外因素的共同調控。內部因素主要包括植物生長發育過程中遺傳因子和內源激素的改變。目前,已報道的水稻葉片衰老相關基因超過132個[4]，其中與葉片持綠、早衰相關基因40余個，圖位克隆的葉片早衰功能基因21個。這些基因主要參與調控葉綠體發育與葉綠素降解、蛋白質合成與降解及轉運、細胞程序性死亡以及激素調控途徑。內源激素如細胞分裂素、生長素、赤霉素有延遲葉片衰老作用，而乙烯、脫落酸、茉莉酸及其衍生物、水楊酸、油菜素內酯促進葉片衰老，這些內源激素之間協同拮抗，共同調控了植物葉片的衰老[5]。外部因素包括各種外界因子、機械損傷以及病原菌的侵害等非生物和生物所造成的脅迫[6-8]。在植物衰老過程中，細胞結構、激素水平、生理生化代謝以及基因表達等都發生變化，過程極其復雜。早期的營養脅迫假說、激素平衡假說以及程序性細胞死亡理論等在一定程度上對衰老機理作出了較為合理的解釋[9]。

最新研究發現，煙酰胺腺嘌呤二核苷酸NAD(nicotinamide adenine dinucleotide)的生物合成參與調控水稻葉片衰老[10-11]。NAD及其相應的還原型態(NADH)，即我們通常所說的輔酶Ⅰ，是生物體內細胞能量代謝所必需的小分子化合物。NAD+/NADH是電子載體，參與糖酵解、糖異生、三羧酸循環以及細胞呼吸鏈中各種酶促氧化還原反應[12-14]。NAD(P)(H)的生物合成途徑，包括起始合成途徑(the de novo pathway)和補救途徑(the salvage pathway)[15,16]，影響生物的信號轉導、發育調控和抗逆性。NAD+/NADH比例(NAD水平)直接控制著細胞的節律、衰老、抗性和細胞保護作用等重大生命過程。細胞內聯系代謝與衰老過程的酶是依賴NAD的去乙酰化酶Sirtuins(又稱正沉默信息調控因子)。其去乙酰化酶活性對NAD水平的依賴，能夠傳遞到細胞內影響代謝速率，從而延長細胞壽命。在水稻中，Wu等[11]最先發現NAD生物合成基因(OsNaPRT1)參與調控了NAD合成途徑、Sirtuins酶活、組蛋白H3K9去乙酰化表觀遺傳和葉片早衰。最近，Fang等[10]揭示了水稻茉莉酸(jasmonic acid，JA)含量的控制基因OsPME1，參與調控Sirtuins酶活、去乙酰化，負調控水稻葉片衰老。

本文綜述了有關植物葉片衰老細胞的生理特征、NAD生物合成、Sirtuins酶活以及水稻早衰的OsSRT1-NAD和OsSRT1-MeOH-JA調控途徑的最新研究進展，以期闡明植物葉片衰老的分子機理及其調控途徑，同時為水稻高產育種提供相應的參考。

1 葉片衰老的發育過程和特征

植物從生根發芽開始，在其生長發育的各個階段中均伴隨著各種器官的衰老和死亡。葉片從形成到發育成熟，直至衰老死亡，是一個不可避免的自然現象[7]。葉片衰老表現出有序的細胞結構變化和生理生化方面的變化(圖1)，主要表現為：葉綠素的降解、葉綠體結構的改變與解體、液泡的解體、細胞質膜和液泡膜的解體、核酸和蛋白含量的降低與降解、營養物質的轉移等，最終導致葉肉細胞的死亡和葉片功能的喪失[6-7,17-18]。發育引起的葉片自然衰老是一個漸進有序而又極其復雜的調控過程，涉及一系列內外因素的協同響應，而活性氧ROS或糖被認為是衰老的信號因子[19]。

細胞結構變化：葉片衰老過程中細胞結構變化最初發生在葉綠體上，由于葉綠素的降解快于合成，葉片在形態上表現為黃化。葉片的變化表現為氣孔導度降低、蒸騰速率下降、光合速率降低、葉片的運輸能力下降、葉片中淀粉積累、葉片對光能的利用率下降[9,20]。而與基因表達相關的線粒體和細胞核結構會一直保持完整，直到衰老。葉片衰老至最后階段時，液泡會崩裂，染色質會濃縮，原生質膜的完整性缺失導致細胞內平衡破壞，最終細胞死亡。

圖1 植物葉片衰老過程Fig. 1. Leaf senescence process in plant.

生理生化典型特征：葉片衰老的生理生化典型特征表現為核酸含量降低，蛋白質含量下降，膜脂過氧化程度加重和細胞保護酶活性下降，光合作用功能衰退、細胞內部激素平衡破壞。RNA不斷降解，但DNA含量和脫氧核糖核酸酶(DNase)活性無明顯變化。所有細胞中多核糖體和核糖體的含量降低，rRNA和tRNA的合成也降低，內肽酶和氨肽酶活性明顯上升。葉片衰老時，細胞內自由基產生及清除的動態平衡被破壞，自由基不斷積累，從而加劇細胞膜脂過氧化。部分小分子抗氧化物及保護酶系統的數量和活性明顯降低，如超氧化物歧化酶、抗壞血酸過氧化物酶、過氧化氫酶和谷胱甘肽過氧化物酶含量以及抗壞血酸、谷胱甘肽、甘露醇和類黃酮含量減少，作為細胞膜脂氧化產物的丙二醛(MDA)含量增加[6]。呼吸速率在葉片衰老初始階段快速下降，然后急劇上升，隨之迅速下降。

2 NAD生物合成途徑

NAD和NADP是細胞代謝途徑中多種酶的輔酶，參與細胞很多代謝反應。NADH或更準確地說NADH+H+是NAD的還原形式。NAD是脫氫酶的輔酶，如乙醇脫氫酶，用于氧化乙醇。中間產物會將脫下的氫傳遞給NAD，使其變為還原態NADH+H+。NADP為煙酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(簡稱：輔酶Ⅱ)，是另一種極為重要的核苷酸類輔酶，它是NAD中與腺嘌呤相連的核糖環系2′-位的磷酸化衍生物，參與多種合成代謝反應，如脂類、脂肪酸和核苷酸的合成。這些反應中需要NADPH作為氫供體，NADPH是NADP+的還原形式。植物葉綠體中，光合作用光反應電子傳遞鏈的最后一步即是以NADP+為原料，經過鐵氧還蛋白-NADP+還原酶的催化而產生NADPH。產生的NADPH接下來在碳反應(暗反應)中被用于二氧化碳的同化。因此，NAD與NADP實際上是通過氧化和還原型的轉換來為生物提供能量，從而實現其輔酶功能。

NAD起始合成途徑和補償途徑：鑒于NAD(P)能夠通過初級和次級代謝精確調控細胞內的動態平衡，所有組織合成NAD(P)都需要經過一個以色氨酸或者天冬氨酸為起始物的起始合成過程，植物以天冬氨酸為起始物[15]。先由其氧化酶和喹啉酸合成酶將天冬氨酸和二羥基丙酮催化生成喹啉酸，而后喹啉酸在喹啉酸磷酸核糖轉移酶的催化作用下生成NaMN(煙酸單核苷酸)，NaMN在NMNAT(煙酰胺單核苷酸腺苷酰基轉移酶)的作用下生成NaAD(煙酸腺嘌呤二核苷酸)，NaAD在NAD合成酶的催化下最終生成NAD(圖2)。

除了氧化還原反應，NAD還是ADP-核糖、多聚ADP核糖基化、蛋白質脫乙酰作用等反應的底物，在這些反應中，NAD被分解得到煙酰胺(NIM)，被稱為NAD補償途徑或再循環途徑。NAD和NADP是植物機體中的電子傳輸和代謝進程所需的基本輔助因子，能夠調控代謝酶類的相關功能[22]。NAD用于呼吸作用中ATP的產生，而NADP則應用于還原性的生物合成反應中。在逆境下，胞質中會通過磷酸戊糖途徑生成NADP的還原型(NADPH)，參與調控鈣調蛋白的NADK的活性和ROS活性氧含量。

3 依賴NAD的Sirtuins酶活

正沉默信息調控因子Sirtuins屬于去乙酰化酶家族Ⅲ類蛋白，是唯一的組蛋白去乙酰化酶(deactyalses, HDACs)，高度保守。Sirtuins蛋白含有一個保守的NAD結合和催化結構域，又稱為Sirtuin核心域，但在N-末端和C-末端結構域存在差異。它們有特殊的底物，存在于各類細胞器中。Sirtuins酶活需要NAD激活，共同參與早衰和老化相關病害的新陳代謝活動。由于NAD是酶促反應必需的，所以，Sirtuins活性直接與細胞內的新陳代謝關聯。Sirtuins脫乙酰化反應分兩步驟。

第一，在乙酰化賴氨酸(Acetyl-lysine)參與下，Sirtuins切割NAD，產生煙酰胺(NAM)和含羰基碳的ADP-核糖；第二，通過脫乙酰作用，將Acetyllysine的乙酰基轉移到ADP-核糖上，同時與酶緊連的醋酸進攻羰基碳產生O-acetyl-ADP核糖[23]。Sirtuins就是經過這樣的一個過程將Acetyl-lysine的乙酰基轉移到相關蛋白中使其乙酰化，從而激活相關蛋白的活性，調控相關生理過程(圖2-B)。

有趣的是，生成的煙酰胺是一種Sirtuins的內源性抑制劑，通過NAD補救途徑，煙酰胺磷酸核糖轉移酶(Nampt)將煙酰胺轉化為煙酰胺單核苷酸(NMN)，隨后，煙酰胺單核苷酸腺苷酰轉移酶(NMNAT)再將NMN轉化為NAD(圖2)。NAD和它的合成途徑中的一些衍生物能夠調控復雜的細胞內進程，如通過NAD依賴的去乙酰化作用調控基因的轉錄活性[24-27]。NAD會被沉默信息調控因子Sir2和多聚ADP核糖聚合酶分解為煙酰胺。沉默信息調控因子Sir2家族酶類是NAD依賴的組蛋白去乙酰化酶，能夠沉默染色質上的關鍵基因位點[28,29]。除此之外，NAD還參與營養脅迫的生物合成和生物鐘周期調控[30]。

圖2 植物中NAD的代謝途徑[21]Fig. 2. Metabolism of NAD in plants[21].

Sir2家族蛋白分為四大類，植物中已發現的Sir2蛋白較少，擬南芥中發現有兩個Sir2類蛋白編碼基因(命名為AtSRT1和AtSRT2)分別屬于Sir2蛋白家族四大類中的兩類[31]。水稻中同樣也發現了兩個Sir2類基因(OsSRT1和OsSRT2)，分別屬于第四類和第二類，通過序列分析，比對擬南芥和水稻中的兩個Sir2家族基因，發現AtSRT1和OsSRT1屬于同一個組蛋白去乙酰化酶家族并且表現出很高的序列相似性，但是AtSRT2與OsSRT1的序列相比，則表現出高度的差異性，說明兩者可能行使完全不同的功能[31](圖3)。已有的研究表明擬南芥AtSRT2顯示出通過抑制水楊酸的生物合成在植物基礎防御病原體PstDC3000中發揮負面作用，感染病原菌后，AtSRT2的表達水平則會下降[32]；而敲除AtSRT2能夠增強植物對PstDC3000的抗性以及提高PR1等病原相關抗性基因的表達水平。此外，研究人員發現，AtSRT2能夠通過調控組蛋白H4K8位點的乙酰化水平調控鹽脅迫下的種子萌發過程，主要通過減少鹽脅迫下植物DNA的損傷以及NAD+的積累行使基因功能[33]。在水稻中，已有研究表明OsSRT1通過直接去乙酰化組蛋白H3亞基上第9位的賴氨酸位點，抑制轉座子類、代謝類和細胞凋亡類基因的表達[34-35]。煙酰胺無論是在體內還是體外的環境，都能有效地抑制SIRT1介導的p53蛋白的去乙酰化過程，影響Sir2蛋白的酶活性, 從而調控細胞的衰老進程[36]。

4 水稻早衰的OsSRT1-NAD調控途徑

大部分生物體都是通過補償途徑，再利用NAD分解形成的煙酰胺去合成新的NAD，以維持體內NAD的平衡[37]。之前已有報道NAD合成途徑中的一些關鍵基因在生物學方面的重要性，包括NMNAT、AtNIC1、NADK2等[16,38-39]。在擬南芥中，早衰基因onset-of-leaf-death5(old5)編碼喹啉酸合成酶，參與調控NAD生物合成、SIR2蛋白酶活、ROS含量和SAGs基因表達，該基因突變后導致早期老化[16,40]。Liu等[41]報道了水稻中9 個與NADPH氧化酶基因同源的基因Rice respiratory burst oxidase homolog(Osrboh)，它們參與調控ROS活性氧含量和細胞死亡。Wu等[11]利用一個水稻葉片早衰相關的葉尖枯突變體lts1(leaf tip senescence 1)，借助圖位克隆的手段分離了LTS1基因，該基因編碼NAD補償合成途徑中的一個關鍵限速酶——煙酸磷酸核糖轉移酶(OsNaPRT1)。揭示了水稻早衰的OsSRT1-NAD調控途徑，闡明了異常的煙酸轉化為煙酸單核苷酸的過程和如何加速水稻葉片的衰老過程。OsNaPRT1的突變體葉片葉肉細胞中積累大量淀粉粒，同時表現出明顯的DNA片段化和過氧化氫產物的積累；葉片中煙酸和煙酰胺的含量較野生型明顯增多，而NAD含量減少，煙酰胺的積累抑制了去乙酰化酶OsSRTs基因的表達，導致了組蛋白H3K9位乙酰化水平的上升；OsSRTs基因的表達量下調誘導了衰老相關基因(SAGs)的轉錄激活，使衰老相關基因的表達量出現不同程度的上調，從而啟動植株葉片的過早衰老，最終導致了葉尖枯萎的表型(圖3)。

水稻中包含兩個SIR2家族編碼基因：OsSRT1(Os04g0271000)和OsSRT2(Os12g0179800)，且這兩個基因分屬于SIR2家族的兩個不同分類[31]。NAD補償合成途徑的擾亂，導致水稻植株中煙酰胺含量增加和總NAD含量減少。研究發現，降低植株體內煙酰胺含量能有效提高OsSRT1和OsSRT2基因表達量。Huang等[34]報道水稻中OsSRT1主要作用于組蛋白H3K9位點的去乙酰化，參與淀粉積累、抑制轉座子和細胞凋亡相關基因的表達；水稻SIR2類基因能維持基因組穩定性和避免植物細胞生長過程中DNA的損傷[35,42]。Wu等[11]通過OsNaPRT1基因的圖位克隆和NAD合成途徑分析，也證實了OsSRT1和OsSRT2基因表達的下調能夠影響水稻組蛋白H3K9位點去乙酰化和衰老相關基因的表達量，最終導致了水稻葉片細胞的衰老。水稻早衰的OsSRT1-NAD調控途徑中的關鍵限速基因的克隆和功能解析有利于探究一種新的延緩水稻葉片衰老的方法，進而為水稻增產提供新思路。

5 水稻早衰的OsSRT1-MeOH-JA調控途徑

茉莉酸類物質(JAs)廣泛存在于多種植物體內，是一種來源于亞麻酸的氧化脂類植物激素，由丙二烯氧化物合酶(AOS)、丙二烯氧化物酶(AOC)、OPDA reductases(OPR)和acyl CoA oxidases(ACX)等酶催化合成，可以作為一個oxylipin信號分子。茉莉酸甲酯 (methyl jasmonate，MeJA)和茉莉酸異亮氨酸 (jasmonoyl-isoleucine，JA-Ile)由茉莉酸羧基甲基轉移酶(JMT)和jasmonoyl異亮氨酸共軛合成酶(JAR)催化茉莉酸獲得[44-45]。茉莉酸及其衍生物是第一個被證實的促進衰老的激素[43]。在擬南芥茉莉酸受體coi1突變體中過表達COI1基因，能恢復黑暗誘導引起的葉片衰老，證實JA通過依賴COI1的途徑抑制二磷酸核酮糖羧化酶活化酶(rubisco activase, RCA)表達, 進而誘導葉片的衰老[46]。擬南芥中堿性螺螺旋-環-螺旋((bHLH)轉錄因因子IIIe亞組組的MYC2、MYYC3和MYCC4和IIId亞組的bHLH003、bHLH13、bbHLH14之間間的拮抗作用用可以調控JAA誘導的葉片衰衰老[47]。miRR319通過對對TCP(Teossinte branched/Cyycloidea/PCFF)轉錄因子以及NAP(NAC-llike activatedd by AP3/PI)家家族的調控改改變植物葉片內內JA含量和AABA含量，從從而正調控植植物葉片的衰老老過程[48-50]。水稻葉片衰衰老負調控因因子OsDOS是一一個CCCH類類型的鋅指蛋蛋白[51]，通過過調控發育信號號和茉莉酸信號通路的整合合，延緩水稻稻葉片衰老的發發生。

圖3 OsSRT1和OsSRT2蛋白保守序列對比分析Fig. 3. Comparative analysis of conserved sequences of OsSRT1 and OsSRT2 proteins.

最新的的研究表明，甲甲醇-茉莉酸級級聯反應及其其表觀遺傳調控控對水稻葉片的衰老起著重重要作用。在在葉片衰老過程程中，其他各各種代謝產物物發生系列反反應，包括甲醇的的積累[52]。在在葉片中，甲醇醇主要來源于于果膠的去甲基基化，這個過程程被果膠甲基基轉移酶(PMMTs)、果膠甲酯酶酶(PMEs)和果果膠甲酯酶抑抑制劑(PMEIs)協同控制[52-544]。甲醇可以以作為一種信信號分子在植植物-草食動物相相互作用中起起作用，從而提提高產量和促促進成熟。Fang等[10]對國內外221份水稻稻種質中的茉茉莉酸含量變化化進行了代謝謝組學分析研究，隨后基于于該數據進行了了全基因組關聯分析，獲得得了控制茉莉莉酸含量量的候選基因因OsPME1和和OsTSD2，后續的基因因沉默默和超表達研研究表明甲醇醇-茉莉酸級級聯反應途徑徑在調調控水稻葉片片衰老中發揮揮重要作用。并揭示了OsSSRT1通過組組蛋白H3K9去去乙酰化來降降低OsPME1轉錄錄水平，抑制甲醇-茉莉酸酸代謝生物合合成基因的表表達。。綜上，水稻稻OsSRT1通通過表觀遺傳傳修飾負調控控甲醇醇-茉莉酸合成成基因的表達達，進而負調調控水稻葉片片衰老老。水稻OsSRT1-甲醇-茉茉莉酸調控途途徑和表觀遺遺傳調調控衰老的生生物學途徑如如圖4所示。

6 展望

NAD通過過起始合成途途徑和補償途途徑兩個途徑徑參與與生物的重要要生命活動，是重要的調調控因子，除除了在在氧化還原反反應、能量代代謝、信號傳傳導過程中，發揮揮著重要的作作用外，還作為為ADP-核糖糖、多聚ADPP核糖糖基化、蛋白白質脫乙酰作作用等反應的的底物，能夠夠調控控代謝酶類的的相關功能[222]。在逆境環環境下，通過過磷酸酸戊糖途徑生生成的NADDPH，參與調調控鈣調蛋白NAADK的活性和和ROS活性氧氧含量。NADPH還通過過參與與ABA相關關的生理過程程、氣孔運動動以及生物和和非生生物逆境來調調控衰老[13-155]。大量研究究證實NADD參與了水稻生長發育、葉綠體發育和脅迫反應[30,55]，PI3K調控NADPH氧化酶活性影響種子發芽[41]。水稻體內NAD合成途徑受阻導致其葉部提前衰老，對這一途徑中關鍵限速基因的克隆和功能解析有利于探究一種新的延緩水稻葉片衰老的方法。因此，調控NAD合成途徑關鍵基因的表達應該是未來提高水稻產量的一個有效策略。

圖4 水稻早早衰的NAD、JJA和SRT1調控途徑Fig. 4. Regulaation pathwayss of NAD, JA aand SRT1 invoolved in leaf sennescence in ricce.

葉片衰老是一個極其復雜的過程，大量研究表明外界環境因子，內源激素、遺傳因子和表觀遺傳等因素對水稻葉片衰老都會有影響，有的還涉及多層次的基因調控網絡[42,56,57]。近幾年，越來越多的研究發現表觀遺傳修飾也參與葉片衰老的調控，包括乙酰化、甲基化和染色質結構修飾，表觀調控突變體的衰老變異，以及衰老葉片SAGs組蛋白修飾的衰老特異改變等。特別是水稻SIR2家族蛋白的乙酰化，參與調控葉片衰老。但由于葉片衰老機理的復雜性，水稻葉片衰老表觀遺傳研究還剛剛起步，SIR2如何延遲衰老、保持適當持綠和增產之間的分子機制，以及特異表觀遺傳因子和調控網絡還有待深入研究。

雖然在農作物生產中，早衰水稻品種每天可減少產量2%。雜交稻多數組合存在早衰現象，早衰與其庫源矛盾較大、根系活力低，供N量、葉綠素、可溶性蛋白質含量及SOD活性降低有關[8]。所以，選育抗早衰水稻品種具有重要的實踐意義。隨著現代生物信息學和蛋白質組學等技術的不斷發展和進步，作物衰老的分子機理越來越明晰，我們能更好地利用和改善植物葉片衰老，比如外源噴施負調控因子細胞分裂素和生長素、通過基因工程定點激活衰老負相關因子和抑制衰老正相關因子等延長農作物的生長期，延緩葉片衰老。適當增加JA，既能影響ABA含量和葉片衰老，又能增強農作物對外部環境脅迫的響應能力，增加水稻產量。我們也可利用衰老頻度檢測水稻衰老過程[58]、導入持綠基因或SIR2長壽因子[59]延長功能葉片持綠期以提高作物產量，為抗衰老作物品種的遺傳改良提供新思路。例如,我們了解了水稻早衰的OsSRT1-NAD調控途徑，通過相關基因表達和底物生成物的含量變化,可以適當提前或推遲水稻熟期，控制早衰，達到增產目的。針對這一特點，我們可以根據生產需求采取以下措施。在水稻后期，適當增加水稻長壽因子OsSRTs含量或煙酰胺含量，可以抑制組蛋白H3K9位乙酰化和衰老相關基因(SAGs)的表達，適當延緩水稻葉片的衰老；相反，如果水稻后期產生貪青現象，就要適當減少水稻植株內OsSRTs含量，增加H3K9位乙酰化，促使葉片中的養分及時地運輸到籽粒，達到增產的效果。類似地，生產中，也可通過調節水稻植株內茉莉酸含量，調節減緩衰老時間，確保水稻增產的效果。

[1] Gan S, Amasino R M. Making sense of senescence (molecular genetic regulation and manipulation of leaf senescence). Plant Physiol, 1997, 113(2): 313-319.

[2] Noodén L D. The phenomena of senescence and aging. Senescence & Aging in Plants, 1988, 1-50.

[3] Noodén L D. 12-Whole plant senescence. Senescence & Aging in Plants, 1988, 3(3): 391-439.

[4] 趙春德, 張迎信, 劉群恩, 余寧, 朱愛科, 程式華, 曹立勇. 水稻葉片衰老分子機制研究進展. 分子植物育種, 2015, 13(3): 680-688. 2008, 30(5): 757-765. Zhao C D, Zhang Y X, Liu Q E, Yu N, Zhu A K, Cheng S H, Cao L Y. Research advance on molecular regulation mechanism of leaf senescence in rice. Mol Plant Breeding, 2015, 13(3): 680-688. (in Chinese with English abstract)

[5] 段娜, 賈玉奎, 徐軍, 陳海玲, 孫鵬. 植物內源激素研究進展. 中國農學通報, 2015, 31(2): 159-165. Duan N, Jia Y K, Xu J, Chen H L, Sun P. Research progress on plant endogenous hormone. Chin Agric Sci Bull, 2015, 13(3): 680-688. (in Chinese with English abstract)

[6] Guo Y F, Gan S S. Leaf senescence: Signals, execution, and regulation. Curr Top Dev Biol, 2005, 71: 83-112.

[7] Lim P O, Kim H J, Nam H G. Leaf senescence. Annu Rev Plant Biol, 2007, 58: 115-136.

[8] Gregersen P L, Culetic A, Boschian L, Krupinska K. Plant senescence and crop productivity. Plant Mol Biol, 2013, 82(6): 603-622.

[9] 孫玉瑩, 畢京翠, 趙志超, 程治軍, 萬建民. 作物葉片衰老研究進展. 作物雜志, 2013(4): 11-19. Sun Y Y, Bi Y C, Zhao Z C, Chen Z J, Wan J M. The advancement on leaf senescence in crops. Crops, 2013, (4): 11-19. (in Chinese)

[10] Fang C, Zhang H, Wan J, Wu Y, Li K, Jin C, Chen W, Wang S, Wang W, Zhang H, Zhang P, Zhang F, Qu L, Liu X, Zhou D X, Luo J. Control of leaf senescence by a MeOH-Jasmonates cascade that is epigenetically regulated by OsSRT1 in rice. Mol Plant, 2016, 9(10): 1366-1378.

[11] Wu L , Ren D , Hu S, Li G, Dong G, Jiang L, Hu X, Ye W, Cui Y, Zhu L, Hu J, Zhang G, Gao Z, Zeng D, Qian Q,Guo L. Mutation of OsNaPRT1 in the NAD salvage pathway leads to withered leaf tips in rice. Plant Physiol, 2016, 171(2): 1085-1098.

[12] Berger F, Ramirez-Hernandez M H, Ziegler M. The new life of a centenarian: signalling functions of NAD(P). Trends Biochem Sci, 2004, 29(3): 111-118.

[13] Hunt L, Lerner F, Ziegler M. NAD-new roles in signalling and gene regulation in plants. New Phytol, 2004, 163(1): 31-44.

[14] Noctor G, Queval G, Gakiere B. NAD(P) synthesis and pyridine nucleotide cycling in plants and their potential importance in stress conditions. J Exp Bot, 2006, 57(8): 1603-1620.

[15] Katoh A, Uenohara K, Akita M, Hashimoto T. Early steps in the biosynthesis of NAD in Arabidopsis start with aspartate and occur in the plastid. Plant Physiol, 2006, 141(3): 851-857.

[16] Wang G D, Pichersky E. Nicotinamidase participates in the salvage pathway of NAD biosynthesis in Arabidopsis. Plant J, 2007, 49(6): 1020-1029.

[17] Buchananwollaston V. The molecular biology of leaf senescence. J Exp Bot, 1997, 48(307): 181-199.

[18] Gan S. Mitotic and postmitotic senescence in plants. Sci Aging Knowl Environ, 2003, 2003(38): 7.

[19] Zhang H, Zhou C. Signal transduction in leaf senescence. Plant Mol Biol, 2013, 82(6): 539-545.

[20] Rao Y, Yang Y, Xu J, Li X, Leng Y, Dai L, Huang L, Shao G, Ren D, Hu J, Guo L, Pan J, Zeng D. EARLY SENESCENCE1 encodes a SCAR-LIKE PROTEIN2 that affects water loss in rice. Plant Physiol, 2015, 169(2): 1225-1239.

[21] Joakim R, Anders W. Nicotinate O-glucosylation is an evolutionarily metabolic trait important for seed germination under stress conditions in Arabidopsis thaliana. Plant Cell, 2015, 27(7): 1907-1924.

[22] Ziegler M. New functions of a long-known molecule. Eur J Biochem, 2000, 267(6): 1550-1564.

[23] Tanner K G, Landry J, Sternglanz R, Denu J M. Silent information regulator 2 family of NAD-dependent histone/protein deacetylases generates a unique product, 1-O-acetyl-ADP-ribose. Proc Natl Acad Sci USA, 2000, 97(26): 14178-14182.

[24] Imai S, Armstrong C M, Kaeberlein M, Guarente L. Transcriptional silencing and longevity protein Sir2 is an NAD+-dependent histone deacetylase. Nature, 2000, 403(6771): 795-800.

[25] North B J, Marshall B L, Borra M T, Denu J M, Verdin E. The human Sir2 ortholog, SIRT2, is an NAD+-dependent tubulin deacetylase. Mol Cell, 2003, 11(2): 437-444.

[26] Sánchez J P, Duque P, Chua N H. ABA activates ADPR cyclase and cADPR induces a subset of ABA-responsive genes in Arabidopsis. Plant J, 2004, 38(3): 381-395.

[27] De Block M, Verduyn C, De Brouwer D, Cornelissen M. Poly(ADP-ribose) polymerase in plants affects energy homeostasis, cell death and stress tolerance. Plant J, 2005, 41(1): 95-106.

[28] Frye R. Phylogenetic classification of prokaryotic and eukaryotic Sir2-like proteins. Biochem Bioph Res Co, 2000, 273(2): 793-798.

[29] Moazed D. Enzymatic activities of Sir2 and chromatin silencing. Curr Opin Cell Biol, 2001, 13(2): 232-238.

[30] Sakuraba Y, Rahman M L, Cho S H, Kim Y S, Koh H J, Yoo S C, Paek N C. The rice faded green leaf locus encodes protochlorophyllide oxidoreductase B and is essential for chlorophyll synthesis under high light conditions. Plant J, 2013, 74(1): 122-133.

[31] Pandey R, Müller A, Napoli C A, Selinger D A, Pikaard C S, Richards E J, Bender J, Mount D W, Jorgensen R A. Analysis of histone acetyltransferase and histone deacetylase families of Arabidopsis thaliana suggests functional diversification of chromatin modification among multicellular eukaryotes. Nucleic Acids Res, 2002, 30(23): 5036-5055.

[32] Wang C, Gao F, Wu J, Dai J, Wei C, Li Y. Arabidopsis putative deacetylase AtSRT2 regulates basal defense by suppressing PAD4, EDS5 and SID2 expression. Plant Cell Physiol, 2010, 51(8): 1291-1299.

[33] 鐘理. 擬南芥組蛋白去乙酰化酶基因家族分析及AtSRT2在鹽脅迫下調控種子萌發的分子機制. 北京：中國農業科學院, 2015. Zhong L. Analysis of histone deacetylase gene families in Arabidopsis thaliana and the molecular mechanism of AtSRT2 controlling seed germination under salt stress. Beijing: Chinese Academy of Agricultural Sciences, 2015. (in Chinese with English abstract)

[34] Huang L, Zhou D X. Down-regulation of a SILENT INFORMATION REGULATOR2-related histone deacetylase gene, OsSRT1, induces DNA fragmentation and cell death in rice. Plant Physiol, 2007, 144(3): 1508-1519.

[35] Zhong X, Zhang H, Zhao Y, Sun Q, Hu Y, Peng H, Zhou D. The rice NAD+-dependent histone deacetylase OsSRT1 targets preferentially to stress- and metabolism-related genes and transposable elements. PLoS ONE, 2013, 8(6): e66807.

[36] Schmidt M T, Smith B C, Jackson M D, Denu J M. Coenzyme specificity of Sir2 protein deacetylases: Implications for physiological regulation. J Biol Chem, 2004, 279(38): 40122-40129.

[37] Ashihara H, Stasolla C, Yin Y, Loukanina N, Thorpe T A. De novo and salvage biosynthetic pathways of pyridine nucleotides and nicotinic acid conjugates in cultured plant cells. Plant Sci, 2005, 169(1): 107-114.

[38] Hashida S N, Takahashi H, Kawai-Yamada M, Uchimiya H. Arabidopsis thaliana nicotinate/nicotinamide mononucleotide adenyltransferase (AtNMNAT) is required for pollen tube growth. Plant J, 2007, 49(4): 694-703.

[39] Hashida S N, Hideyuki, Uchimiya H. The role of NAD biosynthesis in plant development and stress responses. Ann Bot, 2009, 103(6): 819-824.

[40] Schippers J H M, Nunes-Nesi A, Apetrei R, Hille J, Fernie A R, Dijkwel P P. The Arabidopsis onset of leaf death5 mutation of quinolinate synthase affects nicotinamide adenine dinucleotide biosynthesis and causes early ageing. Plant Cell, 2008, 20(10): 2909-2925. [41] Liu J, Zhou J, Xing D. Phosphatidylinositol 3-kinase plays a vital role in regulation of rice seed vigor via altering NADPH oxidase activity. PLoS ONE, 2012, 7(3): e33817.

[42] Huang Q N, Shi Y F, Zhang X B, Song L X, Feng B H, Wang H M, Xu X, Li X H, Guo D, Wu J L. Single base substitution in OsCDC48 is responsible for premature senescence and death phenotype in rice. J Integr Plant Biol, 2016, 58(1): 12-28.

[43] Ueda J, Kato J. Isolation and identification of a senescence-promoting substance from wormwood (Artemisia absinthium L.). Plant Physiol, 1980, 66(2): 246-249.

[44] Kim J H, Woo H R, Kim J, Lim P O, Lee I C, Choi S H, Hwang D, Nam H G. Trifurcate feed-forward regulation of age-dependent cell death involving miR164 in Arabidopsis. Science, 2009, 323(5917): 1053-1057.

[45] Wakuta S, Suzuki E, Saburi W, Matsuura H, Nabeta K, Imai R, Matsui H. OsJAR1 and OsJAR2 are jasmonyl-L-isoleucine synthases involved in wound- and pathogen-induced jasmonic acid signalling. Biochem Bioph Res Commun, 2011, 409(4): 634-639.

[46] Shan X Y, Wang J X, Chua L L, Jiang D A, Peng W, Xie D X. The role of Arabidopsis Rubisco activase in jasmonate-induced leaf senescence. Plant Physiol, 2011, 155(2): 751-764.

[47] Qi T, Wang J, Huang H, Liu B, Gao H, Liu Y, Song S, Xie D. Regulation of jasmonate-induced leaf senescence by antagonism between bHLH subgroup IIIe and IIId factors in Arabidopsis. Plant Cell, 2015, 27(6): 1634-1649.

[48] Zhou Y, Huang W, Liu L, Chen T, Zhou F, Lin Y. Identification and functional characterization of a rice NAC gene involved in the regulation of leaf senescence. BMC Plant Biol, 2013, 13(1): 1-13.

[49] Liang C Z, Wang Y Q, Zhu Y N, Tang J Y, Hu B, Liu L C, Ou S J, Wu H K, Sun X H, Chu J F, Chu C C. OsNAP connects abscisic acid and leaf senescence by fine-tuning abscisic acid biosynthesis and directly targeting senescence-associated genes in rice. Proc Natl Acad Sci USA, 2014, 111(27): 10013-10018.

[50] Chen X, Wang Y, Lv B, Li J, Luo L, Lu S, Zhang X, Ma H, Ming F. The NAC family transcription factor OsNAP confers abiotic stress response through the ABA pathway. Plant Cell Physiol, 2014, 55(3): 604-619.

[51] Kong Z, Li M, Yang W, Xu W, Xue Y. A novel nuclear-localized CCCH-type zinc finger protein, OsDOS, is involved in delaying leaf senescence in rice. Plant Physiol, 2006, 141(4): 1376-1388.

[52] Kang K, Park S, Natsagdorj U, Kim Y S, Back K. Methanol is an endogenous elicitor molecule for the synthesis of tryptophan and tryptophan-derived secondary metabolites upon senescence of detached rice leaves. Plant J, 2011, 66(2): 247-257.

[53] Krupková E, Immerzeel P, Pauly M, Schmülling T. The TUMOROUS SHOOT DEVELOPMENT2 gene of Arabidopsis encoding a putative methyltransferase is required for cell adhesion and co-ordinated plant development. Plant J, 2007, 50(4): 735-750.

[54] K?rner E, von Dahl C C, Bonaventure G, Baldwin I T. Pectin methylesterase NaPME1 contributes to the emission of methanol during insect herbivory and to the elicitation of defence responses in Nicotiana attenuata. J Exp Bot, 2009, 60(9): 2631-2640.

[55] Brachmann C B, Sherman J M, Devine S E, Cameron E E, Pillus L, Boeke J D. The SIR2 gene family, conserved from bacteria to humans, functions in silencing, cell cycle progression, and chromosome stability. Gene Dev, 1995, 9(23): 2888-2902.

[56] Sun F, Qi W W, Qian X Y, Wang K J, Yang M F, Dong X X, Yang J S. Investigating the role of OsPDCD5, a homolog of the mammalian PDCD5, in programmed cell death by inducible expression in rice. Plant Mol Biol Rep, 2012, 30(1): 87-98.

[57] Singh S, Giri M K, Singh P K, Siddiqui A, Nandi A K. Down-regulation of OsSAG12-1 results in enhanced senescence and pathogen-induced cell death in transgenic rice plants. J Biosciences, 2013, 38(3): 583-592.

[58] 李木英, 石慶華, 鄭偉, 潘曉華, 譚雪明. 雜交稻后期葉片早衰特征及其與葉片N含量和根系活力關系初探.江西農業大學學報, 2008, 30(5): 757-765. Li M Y, Shi Q H, Zheng W, Pan X H, Tan X M. A preliminary study on relationship between leaf premature senescence characteristic and leaf N content, root activity in hybrid rice during grain filling stage. Acta Agric Univ Jiangxi, 2008, 30(5): 757-765.

[59] Lin S J, Defossez P A, Guarente L. Requirement of NAD and SIR2 for life-span extension by calorie restriction in Saccharomyces cerevisiae. Science, 2000, 289(5487): 2126-2128.

Nicotinamide Adenine Dinucleotide(NAD) Biosynthesis Pathway and Leaf Senescence in Rice

CHEN Ping1, WU Liwen1, WANG Zhongwei1, ZHANG Yu1,2, GUO Longbiao1,*
(1China National Rice Research Institute, Hangzhou 310006, China;2Guangxi Rate Seed Co. Ltd, Nanning 530003, China;*Corresponding author, E-mail: guolongbiao@caas.cn)

Leaf is an important photosynthetic organ in rice, and its senescence is initiated by the endogenous genetic and developmental signals and the external environmental stress. Regulation of leaf senescence is a very complicated and delicate process in plants. NAD (nicotinamide adenine dinucleotide), a coenzyme of dehydrogenase, plays an irreplaceable role in glycolysis, gluconeogenesis, Krebs cycle, respiratory chain and other metabolism. The latest researches showed that the NAD biosynthesis in rice is involved in the regulation of the enzyme activity of silencing gene Sirtuins, histone H3K9 deacetylation, plant hormone jasmonic acid (JA) and leaf senescence. This paper highlights cell physiological characteristics, enzyme activity of Sirtuins, NAD biosynthesis of plant leaf senescence, and the OsSRT1-NAD and OsSRT1-MeOH-JA regulation pathways of leaf senescence in rice. It is beneficial to elucidation of the molecular mechanism and regulation pathways of leaf senescence, and application of high yield breeding in rice.

Oryza sativa; leaf senescence; NAD biosynthesis pathway; jasmonic acid; silent information regulator

Q755； S511.01

A

1001-7216(2017)05-0447-10

2017-03-08；修改稿收到日期：2017-06-06。

國家自然科學基金資助項目(31461143014); 國家科技支撐計劃資助項目(2015BAD01B02-2); 中國博士后科學基金資助項目(2016T90155)。