大豆分離蛋白與寡糖靜電相互作用及復合物乳化性的分析

樊雪靜，劉紅玉*，遲玉杰

（東北農業大學食品學院，黑龍江 哈爾濱 150030）

大豆分離蛋白（soybean protein isolate，SPI）是天然乳化劑可以吸附在油水界面防止液滴的聚集，起到穩定乳狀液的作用，常應用于食品加工業。但應用蛋白質作為乳化劑時易受到溶液的pH值、離子強度等外界環境的影響，不利于提高乳狀液的穩定性[1]。當pH值達到等電點（約為4.8）時[2]，由于靜電排斥作用，液面蛋白質吸附層將減少而引起絮凝現象[3]。而酒水飲料大多數呈現酸性，從而限制了SPI在食品行業的應用。

研究表明，帶相反電荷的蛋白質與糖類在離子強度較低（0.4 mol/L）的條件下由于靜電吸引可以形成靜電復合物，改變SPI表面帶電情況，使之快速吸附到界面降低界面張力[4]，提高乳化能力[5]。Grigoriev等[6]也證實了靜電復合物在酸性條件下仍然有較強的功能，因為糖改變了復合物表面電荷與界面層厚度，增加液滴的親水性和空間排斥力，從而改善乳狀液的穩定性，且蛋白質與糖靜電復合物的制備過程與糖基化反應相比，更為廉價與便捷，故可廣泛應用于生產實踐。由于蛋白質和糖在不同的pH值條件下會形成可溶性、液態凝聚性和不溶性3 種類型的復合物，且存在明顯的轉化區，一般利用濁度法鑒定蛋白質與糖的相互作用關鍵點pH值，并進行強度分析[7]。目前，利用蛋白質與果膠、卡拉膠、阿拉伯膠等為代表的陰離子多糖的相互作用研究復合物在乳狀液中的應用已有一些報道[8-10]。但有關蛋白質與具有生理活性的非還原性寡糖相互作用構建新型食品體系的研究鮮見報道。寡糖（水蘇糖和棉子糖）具有調節血脂、增加機體對礦物質的吸收、預防肝損傷、改善過敏性皮炎的功效，常用于保健食品和制藥領域[11]。為此，通過控制蛋白質與糖形成復合物的結構，開發新型功能性食品配料，探究蛋白質與陰離子寡糖形成的可溶性靜電復合物對蛋白質乳化性的影響，研制具有保健功效的天然乳化劑。

本研究將通過激光共聚焦顯微技術、Zeta電位和濁度的測定研究SPI與寡糖（棉子糖和水蘇糖）之間的靜電復合過程及相行為，闡述其作用機理，確定SPI與寡糖相互作用形成可溶性靜電復合物的條件，為蛋白質與寡糖混合體系的復合提供進一步的理論補充；內源熒光色譜法分析得出SPI與寡糖的相互作用程度；研究不同pH值條件下復合體系的乳化性及乳化穩定性。為提高和擴展蛋白質-寡糖體系的功能提供依據，拓寬兩者的應用范圍。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

SPI、大豆寡糖（純度＞98%） 鄭州春信生物科技有限公司；大豆油（食品級） 哈爾濱九三集團；十二烷基硫酸鈉（sodium dodecyl sulfate，SDS，分析純）美國Sigma公司；羅丹明B（分析純） 天津市致遠化學試劑有限公司。

1.2 儀器與設備

ALC-310.3電子分析天平、pHS-3C精密pH計 北京賽多利斯儀器系統有限公司；DK-98-II電熱恒溫水浴鍋天津市泰斯特儀器有限公司；恒溫磁力攪拌器 常州國華電器有限公司；BME100L高剪切混合乳化機 啟東市長江機電有限公司；721分光光度計 上海元析儀器有限公司；TCS SP2激光共聚焦顯微鏡 德國Leica公司；F-4500熒光分光光度計 日本日立公司；Nano-ZS粒度電位分析儀 英國Malvern公司；GL-21M離心機上海市離心機械研究所。

1.3 方法

1.3.1 樣品溶液的制備

準確稱取100 g SPI、7.5 g寡糖分別溶于2 000 mL和1 000 mL蒸餾水中，配制成SPI質量濃度為5 g/100 mL、寡糖質量濃度為0.75 g/100 mL的儲液，在室溫下磁力攪拌3 h使可溶物充分溶解后放入4 ℃冰箱中水化過夜。取60 mL SPI儲液與40 mL寡糖儲液充分混合，得到SPI質量濃度為3 g/100 mL、寡糖為0.3 g/100 mL的SPI-寡糖復合溶液。取60 mL SPI儲液稀釋至100 mL得到3 g/100 mL的SPI溶液。調節SPI溶液、SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖復合溶液pH值分別為3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0和10.0，并將樣品溶液于90 ℃水浴鍋中加熱處理0.5 h。加熱后劇烈振蕩樣品并迅速使其冷卻至室溫，得到不同pH值條件下的樣品溶液[12]。

1.3.2 緩沖液的配制

配制0.1 mol/L的pH 3.0～6.0的檸檬酸-磷酸二氫鈉緩沖液、pH 7.0～9.0的Tris-HCl緩沖液、pH 10.0的甘氨酸-HCl緩沖液。

1.3.3 Zeta電位的測定

分別取100 μL不同pH值處理的樣品溶液用對應pH值緩沖液（0.1 mol/L）稀釋50 倍，利用馬爾文粒度電位分析儀對溶液中粒子所帶電荷量進行測定。

1.3.4 SPI與SPI-寡糖復合體系的微觀結構觀察

采用激光共聚焦顯微鏡觀測樣品溶液的微觀結構。采用袁楊[12]的方法，稍作改進。觀測前，分別取各樣品溶液1 mL稀釋6 倍，得到SPI質量濃度為0.5 g/100 mL的樣液，然后在新鮮配制的樣品溶液中加入20 μL 0.2%的羅丹明B熒光染料，用于標記蛋白質，樣品充分混勻。取20 μL樣品于載玻片，蓋好蓋玻片，確保樣品中沒有起泡，采用×40物鏡觀測。

1.3.5 濁度的滴定分析

將不同pH值條件下的樣品倒入比色皿中，以蒸餾水作空白，利用分光光度計測定樣品在600 nm波長處的吸光度。

1.3.6 內源熒光光譜分析

參照Tang Chuanhe等[13]的方法，稍作改進。分別取100 μL不同pH值的樣品用對應pH值的緩沖液（0.1 mol/L）稀釋5 0 倍，激發波長為2 8 0 n m，發射波長為300～500 nm，狹縫寬度均為5 nm，電壓為700 mV。

1.3.7 溶解度的測定

將SPI溶液及SPI-寡糖復合溶液靜置數分鐘，待沉淀完全后取其上清液10 mL于4 000 r/min離心20 min，吸取5 mL上清液，采用Folin-酚法[14]測定上清液中蛋白質含量，按式（1）計算其溶解度：

1.3.8 乳化性及乳化穩定性的測定

采用Pearce等[15]的方法并稍加改進。取不同pH值條件處理的樣品溶液與其1/4體積的大豆油混合，10 000 r/min均質1 min后，分別在均質0、10 min時取樣200 μL，用0.1 g/100 mL SDS溶液稀釋50 倍，以SDS溶液為空白，測定500 nm波長處的吸光度，以0 min的吸光度（A0）表示乳化性，10 min內的乳化穩定性按式（2）計算：

式中：A0為0 min的吸光度；ΔT為時間差/min；ΔA為ΔT內的吸光度差值。

1.4 數據統計

每個樣品進行3 次重復實驗，通過SPSS 22.0軟件對數據進行處理分析，采用Origin 8.0軟件作圖，顯著性水平為P＜0.05。

2 結果與分析

2.1 不同pH值條件對復合體系相行為及Zeta電位的影響

表1 不同pH值條件下SPI、SPI-水蘇糖、SPI-棉子糖復合溶液相行為Table1 Phase behavior of SPI, and SPI-stachyose and SPI-raf fi nose mixtures as a function of pH

圖1 pH值對SPI溶液、SPI-水蘇糖、SPI-棉子糖復合溶液Zeta電位的影響Fig.1 Effect of pH on Zeta potential of SPI, and SPI-stachyose and SPI-raff i nose mixed solution

由表1可知，SPI與寡糖復合物水溶液在不同pH值條件下分別表現出澄清、半透明、渾濁、部分相分離和完全相分離5 種相行為。在pH 3.0～10.0范圍內，寡糖溶液呈澄清透明狀態，較為穩定；SPI溶液則由半透明狀態逐漸出現部分相分離，隨后至完全相分離（pH 5.0），再逐漸變為半透明狀態；SPI-水蘇糖、SPI-棉子糖2 種復合溶液同SPI溶液情況類似，但在pH值為4.0時就出現了完全相分離現象。上述結論與袁楊[12]的研究結果類似。

圖1則從Zeta電位角度分析了出現上述變化的原因。由靜電DLVO膠體溶液理論[16]可知，當Zeta電位升高時，溶液斥力位能增加，分子熱運動所需克服的能壘加大，溶液變得穩定，同時Zeta電位還能表征溶液性質。隨著pH值從3.0升高至10.0，水蘇糖溶液Zeta電位由-21.18 mV降至-35.66 mV，棉子糖溶液Zeta電位由-24.89 mV降至-37.13 mV。即寡糖在廣泛的pH值范圍內帶有強負電荷，靜電排斥力有效防止寡糖分子的聚集[12]。SPI屬于兩性電解質，分子側鏈上帶有許多極性和非極性基團。隨著pH值的升高，SPI溶液的Zeta電位由30.2 mV降至-32.8 mV，等電點為4.9，即當SPI溶液Zeta電位絕對值較小時，SPI分子表面所帶的同性電荷較少，分子間靜電斥力減少而相互聚集，降低溶液穩定性[17]，發生相分離。當pH值由3.0增加至10.0時，SPI-水蘇糖復合溶液體系的Zeta電位由13.2 mV降至-32.9 mV，等電點約為3.9；SPI-棉子糖復合溶液體系的Zeta電位由9.83 mV降至-33.98 mV，等電點約為3.7。與SPI溶液相比，2 種復合溶液等電點均降低，且在等電點處均發生相分離。研究表明當體系中SPI與糖類帶相反電荷時，會發生靜電吸引[18]，所以在酸性條件下，帶正電的SPI分子與帶負電的寡糖可能相互吸引，形成靜電復合物從而降低體系的Zeta電位值，且當pH值低于SPI-寡糖復合溶液等電點時，SPI所帶的正電荷多于寡糖所帶的負電荷，不能完全中和，形成的靜電復合物仍帶有正電荷，此時體系Zeta電位值為正。當pH值高于SPI-寡糖復合溶液的等電點而小于7.0時，所有溶液均呈負電狀態，但SPI-寡糖復合溶液的Zeta電位值仍然明顯高于寡糖溶液、低于SPI溶液，說明體系中SPI分子所帶的正電荷與寡糖發生靜電吸引，但SPI所帶正電荷不足以完全中和寡糖所帶的負電荷，因此Zeta電位為負值。當pH值大于7.0時，SPI分子表面所帶負電荷增多，與寡糖以互相排斥作用增加，不易形成靜電復合物[19]。故對于SPI-寡糖混合體系，復合物的形成發生在pH值為3.0～7.0的范圍內，當pH值為3.0～5.0時，可能形成凝聚物，出現部分甚至完全相分離，而pH值為6.0～7.0時，可能形成可溶性復合物，呈半透明狀態。

2.2 微觀結構

圖2 不同pH值條件下SPI、SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖的微觀結構Fig.2 Microstructure of SPI, and SPI-stachyose and SPI-raff i nose complexes as a function of pH

圖2 顯示在不同pH值條件下，SPI、SPI-寡糖復合溶液的激光共聚焦顯微圖像。圖中發亮區域為羅丹明B所標記的SPI富集區域，黑色區域為寡糖富集區域或水相。由圖2可知，在pH 4.0～5.0條件下，SPI分子逐漸出現大范圍的聚集，pH 6.0時聚集體開始變小，這是由于SPI在等電點處脫水縮合作用引起的[12]。SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖復合溶液體系的顯微圖較為類似，pH 3.0～5.0的范圍內出現不同程度的凝聚現象，pH 4.0時聚集程度最大，這是由于寡糖的加入與SPI發生靜電相互作用，使得等電點左移，這與圖1反映的情況一致。當pH 6.0時，SPI-寡糖復合體系中粒子均勻分散。可以發現，pH值為6.0時SPI-寡糖可以形成可溶性復合物，與相同條件下的SPI溶液相比，復合物能夠均勻分散在體系中，即寡糖的加入提高了SPI在偏酸性條件下的溶解性和穩定性。

2.3 SPI-寡糖靜電復合過程中濁度的變化

圖3 pH值對SPI、SPI-水蘇糖、SPI-棉子糖復合溶液濁度的影響Fig.3 Effect of pH on turbidity of SPI, and SPI-stachyose and SPI-raff i nose mixed solutions

濁度是因樣品的吸收或顆粒的散射而造成透射光的衰減，可以反映粒子的大小，表征溶液體系中顆粒的聚集程度和穩定性。在蛋白質和糖類的復合體系中，用濁度和Zeta電位相結合分析體系的穩定性[12]及復合物的形成過程[20]。圖3反映了不同pH值條件下SPI溶液和SPI-寡糖復合溶液濁度的變化。隨著pH值的升高，3 種溶液體系的濁度都呈現先升高再降低的趨勢。當pH值為5.0時，SPI溶液濁度為2.390，因接近SPI等電點，SPI發生變性聚集。當pH值繼續升高，濁度下降，說明SPI分子逐漸溶解。SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖復合溶液的濁度有著類似的變化趨勢，并且相對比SPI溶液，其濁度的最大值均向酸性pH值偏移，當pH值為4.0時，SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖溶液的濁度分別呈現最大值為2.155和2.178，由圖1可知，在pH 3.5～4.0之間，SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖復合溶液體系發生了Zeta電位值由正變負的反轉，此時SPI-寡糖靜電復合物達到電荷中性，由自身結合的趨勢，分子間進一步復合形成凝聚物。當pH值繼續升高至6.0的過程中，濁度均急劇下降，說明到達臨界點pHψ值，聚合物開始解離形成可溶性靜電復合物，均勻分散在溶液中；直到pH值達到臨界點pHc值，復合物由于SPI與寡糖帶有相同的電荷而發生結構上的崩塌[21-22]，SPI與寡糖不發生靜電相互作用[19]。

2.4 熒光強度的變化

圖4 pH值對SPI溶液（A）、SPI-水蘇糖復合溶液（B）、SPI-棉子糖復合溶液（C）熒光光譜的影響Fig.4 Effect of pH on fl uorescence spectra of SPI solution (A), SPI-stachyose mixed solution (B), and SPI-raf fi nose mixed solution (C)

應用熒光光譜法研究蛋白質分子與其他小分子等相互作用是較為常用的一種手段，蛋白質分子中的色氨酸（Trp）在受到激發后具有發射較強內源熒光的能力，其他小分子加入后，蛋白質的熒光強度將會發生變化[23]。由圖4A所示，隨著pH值逐漸升高，SPI溶液的熒光強度呈現先減小后增大的趨勢。pH值從3.0升高到5.0的過程中，SPI熒光強度從488降低到94.4，當pH值升高到10.0時，熒光強度增大到861.6。可能是由于pH值為5.0左右時，SPI變性發生聚集，Trp在SPI內部的疏水基團中[24]。當pH值低于等電點時，SPI分子部分聚集，少量的Trp殘基處于極性環境中，熒光強度有所增加；高于等電點時，隨著pH值的升高，尤其在堿性條件下，SPI肽鏈展開，越來越多的Try殘基暴露，熒光強度增強。由圖4B、C可知，當pH值為4.0時，SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖2 種復合溶液的熒光強度分別為79.92和74.6，遠低于SPI溶液的299.8，可能因為SPI與寡糖形成的靜電聚合物為內源Try殘基提供了疏水環境[25]，降低了熒光強度。但隨著pH值的逐漸升高，SPI-寡糖復合溶液的熒光強度逐漸增加，越來越接近SPI的熒光強度，可能是因為在堿性條件下SPI分子所帶負電荷的增加，與寡糖難以形成靜電復合物，這與前人的報道結果類似[26]。

2.5 pH值對復合體系溶解度影響

圖5 pH值對SPI、SPI-水蘇糖、SPI-棉子糖復合溶液溶解度的影響Fig.5 Effect of pH on solubility of SPI, and SPI-stachyose and SPI-raff i nose complexes

SPI的溶解度是其與溶劑相互作用平衡的熱力學表現形式，是發揮乳化性的前提。當SPI與糖類物質發生相互作用后，可以在一定程度上改善SPI的部分功能性質。由圖5可知，當pH值從3.0升高到5.0時，SPI溶液的溶解度逐漸下降，并在pH 5.0處達到最低，這是因為在等電點附近，SPI分子之間的靜電排斥力最小，且SPI與水分子之間的作用力很小[27]，因此溶解度最低；隨著pH值的升高，SPI分子所帶的負電荷增多，分子間的排斥力增大，水化作用增強，且SPI空間結構逐漸展開，伴隨其亞基之間二硫鍵的斷裂，溶解度增大[28]。隨著pH值的改變，SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖復合溶液體系的溶解度變化趨勢類似，寡糖的引入使得SPI的等電點向左偏移，而且在等電點左右兩側的pH值條件下，復合溶液體系的溶解度均增大，且均大于SPI溶液。當pH值為6.0左右時，SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖復合溶液的溶解度達到最大，分別為74.1%和70.6%。這可能是由于SPI與寡糖發生靜電相互作用形成可溶性復合物，增加了粒子的親水性，使得復合物分子表面容易形成水化層，另一方面，寡糖的引入從空間上保護了SPI，防止SPI聚集[29]，從而增加其溶解度。當pH值繼續增大，SPI-寡糖復合溶液的溶解度逐漸降低，與SPI溶解度接近。可能是由于SPI與寡糖的靜電相互作用逐漸減弱造成的[19]。

2.6 pH值對復合體系乳化性的影響

圖6 pH值對SPI、SPI-水蘇糖、SPI-棉子糖復合溶液乳化性的影響Fig.6 Effects of pH values on emulsif i cation of SPI, SPI-stachyose and SPI-raff i nose composite solution

圖7 pH值對SPI、SPI-水蘇糖、SPI-棉子糖復合溶液乳化穩定性的影響Fig.7 Effect of pH on emulsion stability of SPI, SPI-stachyose and SPI-raff i nose mixed solutions

由圖6和圖7可知，pH值為SPI等電點4.9時，SPI乳化性和乳化穩定性均最小，離開等電點后，乳化性和乳化穩定性增大。尤其是隨著pH值的增加，SPI乳化性和乳化穩定性都顯著增加，當pH值為9.0時達到最大值，其乳化性為0.572±0.009，乳化穩定性為（4.42±0.021）%。由于在堿性條件下，受到OH-的影響，羧基去質子化，—COO-增多，電荷排布改變，分子間的靜電斥力增加。當pH值為10.0時，乳化性和乳化穩定性均開始下降，可能是由于溶液中的—COO-趨于穩定，乳化性反而有所下降[30]。寡糖與SPI分子靜電吸引，使得SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖靜電復合溶液的等電點分別向左偏移至3.7和3.9，因此在pH值為4.0時，復合物不僅溶解度降低，而且乳化性和乳化穩定性也達到最低值。當遠離等電點時，乳化性和乳化穩定性均有所提高。當pH值為6.0時，SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖復合溶液的乳化性達到最大值，分別為0.687±0.021和0.637±0.010；乳化穩定性也均為最大值，分別為（5.81±0.08）%和（5.40±0.06）%。由于在弱酸性條件下，寡糖與SPI形成可溶性靜電復合物，親水性羥基的引入改變了SPI分子表面的親水親油平衡值，有利于SPI在乳化過程中在油-水界面重排，降低界面張力，在一定程度上提高了SPI的乳化性；同時由于SPI-寡糖復合物所帶的凈負電荷增多[31]，乳狀液中粒子間的排斥作用大于吸引作用，粒子不易聚結，因此乳化穩定性也得以提高[32]。隨著pH值的升高，乳化性和乳化穩定性均逐漸降低，且在堿性條件下，復合溶液的乳化性和乳化穩定性逐漸接近于SPI溶液。可能是由于SPI與寡糖的靜電相互作用減弱造成的，這與溶解度的變化趨勢一致。

3 結 論

通過Zeta電位、激光共聚焦顯微鏡以及濁度的測定，發現SPI與寡糖可以與水蘇糖和棉子糖靜電相互作用使得等電點從4.9分別減小到3.7和3.9，并且在酸性條件下可以形成靜電復合物，且在pH值為6.0時開始形成可溶性靜電復合物。內源熒光光譜掃描發現，當SPI與寡糖發生靜電相互作用后，熒光強度降低，且靜電相互作用越大降低程度越大。同時發現SPI與寡糖發生靜電相互作用形成可溶性復合物后，其溶解度、乳化性和乳化穩定性均相應提高。當pH值為6.0時，SPI-水蘇糖和SPI-棉子糖復合溶液的溶解度達到最大，分別為74.1%和70.6%，與SPI相比分別提高了81.17%和72.62%；乳化性分別為0.687±0.021和0.637±0.010，與SPI相比分別提高了50.66%和39.69%；乳化穩定性分別為（5.81±0.08）%和（5.40±0.06）%，與SPI相比分別提高了132.40%和116.00%。綜上所述，SPI與寡糖在pH 6.0的條件下較大程度形成可溶性靜電復合物，具有良好的溶解性和乳化性質。

[1] DICKINSON E. Flocculation of protein-stabilized oil-in-water emulsions[J]. Colloids Surfaces B∶ Biointerfaces, 2010, 81(1)∶ 130-140. DOI∶10.1016/j.colsurfb.2010.06.033.

[2] HOFLAND G W, DE RIJKE A, THIERING R, et al. Isoelectric precipitation of soybean protein using carbon dioxide as a volatile acid[J]. Journal of Chromatography B∶ Biomedical Sciences and Applications, 2000, 743(1/2)∶ 357-368. DOI∶10.1016/S0378-4347(00)00259-0.

[3] DICKINSON E. Interfacial structure and stability of food emulsions as affected by protein-polysaccharide interactions[J]. Soft Matter, 2008,4(5)∶ 932-942. DOI∶10.1039/B718319D.

[4] KLEIN M, ASERIN A, SVITOV I, et al. Enhanced stabilization of cloudy emulsions with gum Arabic and whey protein isolate[J].Colloids Surfaces B∶ Biointerfaces, 2010, 77(1)∶ 75-81. DOI∶10.1016/j.colsurfb.2010.01.008.

[5] KHALLOUFI S, CORREDIG M, GOFF H D, et al. Flaxseed gums and their adsorption on whey protein-stabilized oil-inwater emulsions[J]. Food Hydrocolloids, 2008, 23(3)∶ 611-618.DOI∶10.1016/j.foodhyd.2008.04.004.

[6] GRIGORIEV D O, MILLER R. Mono- and multilayer covered drops as carriers[J]. Current Opinion in Colloid & Interface Science, 2008,14(1)∶ 48-59. DOI∶10.1016/j.cocis.2008.03.003.

[7] VINAYAHAN T, WILLIAMS P A, PHILLIPS G. Electrostatic interaction and complex formation between gum Arabic and bovine serum albumin[J]. Biomacromolecules, 2012, 11(12)∶ 3367-3374.DOI∶10.1021/bm100486p.

[8] CHO Y H, MCCLEMENTS D J. Theoretical stability maps for guiding preparation of emulsions stabilized by protein-polysaccharide interfacial complexes[J]. Langmuir, 2009, 25(12)∶ 6649-6657.DOI∶10.1021/la8006684.

[9] 熊拯, 黃貴秋. 大豆分離蛋白-陰離子多糖復合體系起泡性能研究[J]. 農業機械, 2011(17)∶ 61-64. DOI∶10.16167/j.cnki.1000-9868.2011.17.018.

[10] 郭興鳳, 熊拯, 王延青, 等. SPI-陰離子多糖復合體系乳化穩定性研究[J]. 河南工業大學學報(自然科學版), 2010, 31(3)∶ 32-34.DOI∶10.16433/j.cnki.issn1673-2383.2010.03.007.

[11] 楊秀芳, 陳梅, 馬養民. 大豆低聚糖功能及其應用[J]. 糧食與油脂,2010(5)∶ 8-11. DOI∶10.3969/j.issn.1008-9578.2010.05.003.

[12] 袁楊. 食物蛋白與殼聚糖相互作用及其在食品體系的應用研究[D].廣州∶ 華南理工大學, 2014.

[13] TANG C H, YANG X Q, CHEN Z, et al. Physicochemical and structural characteristics of sodium caseinate biopolymers induced by microbial transglutaminase[J]. Journal of Food Biochemistry, 2005,29(4)∶ 402-421. DOI∶10.1111/j.1745-4514.2005.00038.x.

[14] MU L X, ZHAO M M, YANG B, et al. Effect of ultrasonic treatment on the graft reaction between soy protein isolate and gum acacia and on the physicochemical properties of conjugates[J]. Journal of Agricultural & Food Chemistry, 2010, 58(7)∶ 4494-4499.DOI∶10.1021/jf904109d.

[15] PEARCE K N, KINSELLA J E. Emulsifying properties of proteins∶evaluation of a turbidimetric technique[J]. Journal of Agricultural &Food Chemistry, 1978, 26(3)∶ 716-723. DOI∶10.1021/jf60217a041.

[16] SANTANDER-ORTEGA M J, PEULA-GARCIA J M, GOYCOOLEA F M, et al. Chitosan nanocapsules∶ effect of chitosan molecular weight and acetylation degree on electrokinetic behaviour and colloidal stability[J]. Colloids Surfaces B∶ Biointerfaces, 2011, 82(2)∶ 571-580.DOI∶10.1016/j.colsurfb.2010.10.019.

[17] WONG B T, DAY L, AUGUSTIN M A. Deamidated wheat protein-dextran Maillard conjugates∶ effect of size and location of polysaccharide conjugated on steric stabilization of emulsions at acidic pH[J]. Food Hydrocolloids, 2012, 25(6)∶ 1424-1432. DOI∶10.1016/j.foodhyd.2011.01.017.

[18] HERLANT M. Effect of Arabic gum, xanthan gum and orange oil contents on ζ-potential, conductivity, stability, size index and pH of orange beverage emulsion[J]. Colloids & Surfaces A∶ Physicochemical &Engineering Aspects, 2008, 315(1/2/3)∶ 47-56. DOI∶10.1016/j.colsurfa.2007.07.007.

[19] 謝晶晶, 章軼鋒, 李玉輝, 等. 大豆分離蛋白與甜菜果膠靜電復合過程的研究[J]. 食品工業科技, 2013, 34(13)∶ 58-62. DOI∶10.13386/j.issn1002-0306.2013.13.031.

[20] MEKHLOUFI G, SANCHEZ C, RENARD D, et al. pH-Induced structural transitions during complexation and coacervation of betalactoglobulin and acacia gum[J]. Langmuir, 2015, 21(1)∶ 386-394.DOI∶10.1021/la0486786.

[21] NIU F, SU Y, LIU Y, et al. Ovalbumin-gum arabic interactions∶ effect of pH, temperature, salt, biopolymers ratio and total concentration[J].Colloids and Surfaces B∶ Biointerfaces, 2014, 113(3)∶ 477-482.DOI∶10.1016/j.colsurfb.2013.08.012.

[22] RU Q, WANG Y, LEE J, et al. Turbidity and rheological properties of bovine serum albumin/pectin coacervates∶ effect of salt concentration and initial protein/polysaccharide ratio[J]. Carbohydrate Polymers,2012, 88(3)∶ 838-846. DOI∶10.1016/j.carbpol.2012.01.019.

[23] KIM D, PARK J, KIM J, et al. Flavonoids as mushroom tyrosinase inhibitors∶ a fl uorescence quenching study[J]. Journal of Agricultural &Food Chemistry, 2016, 54(3)∶ 935-941. DOI∶10.1021/jf0521855.

[24] GAUCHE C, BARRETO P L M, BORDIGNON-LUIZ M T.Effect of thermal treatment on whey protein polymerization by transglutaminase∶ implications for functionality in processed dairy foods[J]. LWT-Food Science and Technology, 2010, 43(2)∶ 214-219.DOI∶10.1016/j.lwt.2009.08.009.

[25] 李菊芳. 磷脂-大豆蛋白復合物形成機理及其理化、功能特性研究[D].北京∶ 中國農業大學, 2014.

[26] BATTAL Y B, TOPUZOGULLARI M, MUSTAFAEVA Z. The fl uorescence study of interaction between bovine serum albumin and polyacrylic acid[J]. Journal of Fluorescence, 2009∶ 1-11. DOI∶10.1007/s10895-009-0484-9.

[27] TADPITCHAYANGKOON P, PARK J W, YONGSAWATDIGUL J.Conformational changes and dynamic rheological properties of fish sarcoplasmic proteins treated at various pHs[J]. Food Chemistry, 2010,121(4)∶ 1046-1052. DOI∶10.1016/j.foodchem.2010.01.046.

[28] 魏冬旭, 江連洲, 王辰, 等. pH值對大豆11S球蛋白結構和表面疏水性的影響[J]. 食品科學, 2015, 36(11)∶ 1-5. DOI∶10.7506/spkx1002-6630-201511001.

[29] NIU F, DONG Y, SHEN F, et al. Phase separation behavior and structural analysis of ovalbumin-gum Arabic complex coacervation[J]. Food Hydrocolloids, 2015, 43∶ 1-7. DOI∶10.1016/j.foodhyd.2014.02.009.

[30] 鄧塔, 李軍生, 閻柳娟, 等. 大豆蛋白乳化性的研究[J]. 食品工業科技, 2013, 34(2)∶ 90-93. DOI∶10.13386/j.issn1002-0306.2013.02.039.

[31] YIN B, DENG W, XU K, et al. Stable nano-sized emulsions produced from soy protein and soy polysaccharide complexes[J]. Journal of Colloid and Interface Science, 2012, 380(1)∶ 51-59. DOI∶10.1016/j.jcis.2012.04.075.

[32] SALMINEN H, WEISS J. Electrostatic adsorption and stability of whey protein-pectin complexes on emulsion interfaces[J].Food Hydrocolloids, 2014, 35(1): 410-419. DOI:10.1016/j.foodhyd.2013.06.020.