胚胎植入前遺傳學診斷與篩查實驗室技術指南

張寧媛，黃國寧，范立青，馮云，沈浣，劉平，盧文紅，張云山，王秀霞，張松英，黃學鋒，伍瓊芳，全松，周燦權，周從容，師娟子，孫瑩璞，孫海翔

(中華醫學會生殖醫學分會第四屆委員會)

背 景

遺傳性疾病是出生缺陷的主要形式，絕大部分遺傳性疾病缺乏有效治療方法，是人類生殖健康面臨的嚴峻挑戰。植入前遺傳學診斷/篩查(preimplantation genetic diagnosis/screening，PGD/PGS)是在胚胎植入子宮前對胚胎進行遺傳學檢測，選擇正常或者不致病胚胎移植。PGD主要針對事先已經明確病因的遺傳性疾病患者，在種植前對胚胎進行相應遺傳學診斷，主要包括單基因病(如地中海貧血、遺傳性耳聾等)和染色體病(如羅氏易位、相互易位等)。而PGS主要針對高齡、反復助孕失敗、反復自然流產等患者，進行植入前胚胎的染色體非整倍性檢測。

PGD/PGS技術從源頭上避免了遺傳性缺陷胚胎的種植，較之傳統的產前篩查具有明確的時間優勢，避免可能的治療性引產給母體帶來的生理、心理傷害以及倫理問題。PGD/PGS技術的設想最早由Edwards提出，1968年開始動物試驗[1]，此后不斷拓展。PGD/PGS技術的臨床應用已有近30年的歷史。伴隨胚胎培養與活檢技術、新型高通量診斷方法的發展，PGD/PGS的臨床應用范圍更加廣泛。如何減少體外操作對胚胎發育潛能的影響，同時提高檢測結果的可靠性，仍是PGD/PGS實驗室技術中亟待規范的問題。

方 法

在中華醫學會生殖醫學分會的倡議和領導下，分析1973～2016年Medline引文出版的臨床試驗主要證據與薈萃分析結果，以“preimplantation genetic diagnosis”或“preimplantation genetic screening”為MeSH Terms，檢出文獻2 746篇。參照歐洲人類生殖與胚胎學會(European Society for Human Reproduction and Embryology，ESHRE)PGD分會2005年發布的PGD/PGS臨床指南[2]、2011年發布的PGD中心組織管理[3]、基于擴增方法的檢測技術[4]、基于FISH方法的檢測技術[5]和活檢技術[6]等4個方面的指南，以及美國PGD國際協會(Preimplantation Genetic Diagnosis International Society，PGDIS)2008 年修訂的PGD操作流程及實驗室質量保障指南[7]、中華醫學會生殖醫學分會2017年試行的“高通量基因測序植入前胚胎遺傳學診斷和篩查技術規范(試行)”[8]，由中華醫學會生殖醫學分會實驗室學組的專家共同討論，制定此PGD/PGS實驗室技術指南，以期規范PGD/PGS相關實驗室技術的實踐與管理。

一、指南發起和支持單位

本指南由中華醫學會生殖醫學分會發起和負責制訂。

二、指南注冊與計劃書撰寫

本指南已在國際實踐指南注冊平臺(International Practice Guidelines Registry Platform，IPGRP)進行了注冊(注冊號為IPGRP-2017CN040)，讀者可聯系該注冊平臺索要指南的計劃書。

三、指南使用者與目標人群

該指南適用于開展胚胎植入前遺傳學診斷與篩查技術的醫療機構。指南的使用人群為從事生殖醫學和婦產科學的醫務工作者。

四、證據評價與分級

依據循證醫學證據的五級證據等級進行分級。Ⅰ級證據來源：按照特定病種的特定療法收集所有質量可靠的RCT以及對其所做的系統性評價或Meta分析；Ⅱ級證據來源：單個的樣本量足夠的RCT研究；Ⅲ級證據來源：設有對照組但未用隨機方法分組的研究；Ⅳ級證據來源：無對照的系列病例觀察；Ⅴ級證據來源：專家意見、個案報道和臨床總結。

主要推薦意見證據級別分為：A級：強力推薦(證據肯定，能改善健康結局，利大于弊)；B級：推薦(有較好證據，能改善健康結局，利大于弊)；C級：不作為常規推薦(有證據能改善健康結局，但無法明確風險獲益比)；D級：不推薦(證據不足或對健康結局弊大于利)。

五、指南的傳播與實施

指南發布后，將主要通過以下方式對指南進行傳播和推廣：①在相關學術會議中進行解讀；②有計劃地在中國部分省份組織指南推廣專場，確保醫務工作者充分了解并正確應用本指南；③在學術期刊中發表本指南；④通過微信或其他媒體進行推廣。

結 果

表1 主要推薦意見

一、PGD/PGS實驗室管理

指南意見：PGD/PGS實驗室應建立標準操作流程和人員專項培訓制度。

PGD/PGS實驗室應建立在經省級醫療行政管理部門批準開展植入前遺傳學診斷技術的試點或正式運行的醫療機構。PGD/PGS實驗室應具備的場地、設備、人員要求參照中華醫學會生殖醫學分會的“高通量基因測序植入前胚胎遺傳學診斷和篩查技術規范(試行)”[8]。

PGD/PGS實驗室應建立標準操作流程。PGD/PGS操作手冊應包括授精與胚胎培養、胚胎活檢、遺傳學檢測、胚胎凍融、胚胎移植等相關技術流程和操作細節要求，并及時更新，定期進行自查。

PGD/PGS針對的是單細胞或幾個細胞的微量DNA，遺傳診斷的難度大，對診斷結果的可靠性要求也更高。因技術的特殊要求，PGDIS推薦對PGD/PGS實驗室技術人員進行嚴格的專項培訓。為避免外源性細胞或DNA污染，在實施PCR操作時尤其需要嚴格遵循操作規范。在缺少單細胞診斷正規培訓的情況下，生殖中心可通過強化安全教育和操作流程的監督，使其嚴格落實標本標記及確認的雙人核對制度；通過加強對儀器與操作技術的訓練，使其熟練掌握授精與胚胎培養、胚胎活檢等核心操作技術；通過數據收集與分析水平的訓練，使其提高PGD結果的判別技能以甄選可供移植的胚胎。PGD/PGS檢測應嚴格遵守國家法律及衛生行政部門頒發的法規，嚴格禁止無醫學指征的性別篩查，PGD/PGS報告中必須隱藏與胚胎性別相關的信息。

二、PGD/PGS采用的授精與胚胎培養方式

指南意見：授精采用ICSI方式，以避免親源遺傳物質的污染。卵子與胚胎培養采用單滴培養方式，以確保胚胎和活檢材料、活檢結果一一對應。

PGD/PGS患者的授精方式與胚胎培養模式的選擇，需充分考慮到PGD/PGS操作的需要，同時避免父源和母源性遺傳物質污染的可能。

1.授精方式：ESHRE PGD協會統計連續10年的PGD/PGS數據，其中采用ICSI授精方式的有23 830個周期、采用IVF方式3 113個周期[9](Ⅲ級)。絕大部分PGD/PGS周期采用ICSI授精方式，保障受精率同時，避免精子滯留透明帶中造成父源遺傳物質的污染[2，9](Ⅲ級)。ICSI前去除顆粒細胞操作應將卵周顆粒細胞清除干凈以避免母源遺傳物質的污染[10]。

2.胚胎培養方式：胚胎活檢之前的培養模式同常規IVF周期[11]，建議單滴培養。活檢過程中需要嚴格標識。活檢后卵子或胚胎行單滴培養，也可以單枚卵子或胚胎放置單獨培養皿，確保活檢標本與活檢后卵子或胚胎一一對應[6]。活檢后卵子或胚胎應充分洗滌祛除活檢使用的操作液[6]。

三、PGD/PGS采用的卵子與胚胎活檢方法

指南意見：胚胎活檢時機選擇滋養層細胞活檢。滋養層細胞活檢透明帶打孔采用激光法。滋養層細胞活檢方法采用激光或機械切割法。滋養層細胞活檢數量要求：滋養層細胞達到A級標準可活檢6個以上細胞，達不到A級標準時活檢3～6個細胞。

(一)活檢時機

PGD/PGS是針對植入前胚胎進行遺傳學診斷，卵子(極體活檢間接反映胚胎遺傳信息)、分裂期胚胎或囊胚三個階段都可以進行活檢，獲取遺傳物質，進行遺傳學診斷。因此，根據活檢時機的不同可分為極體活檢、卵裂球活檢和囊胚滋養層細胞活檢。

1.極體活檢：極體活檢包括MⅡ期卵細胞和/或合子中進行極體的活檢，分為第一極體活檢和第二極體活檢。第一極體活檢于取卵當天即HCG注射后36～42 h進行[12]，第二極體活檢在受精觀察當日[13]。可在受精后9～22 h內同時活檢第一極體和第二極體，但是受精22 h第一極體有可能發生降解[14](Ⅲ級)。極體活檢用于PGD/PGS基于：極體是卵子減數分裂過程中的產物，根據其檢測結果可以間接推測卵子的遺傳信息，從而預測來自母親的遺傳缺陷對胚胎的影響。極體活檢相比植入前其他階段具有較少的侵入性，來自第一次減數分裂的第一極體或來自第二次減數分裂的第二極體，對于植入前及植入后胚胎的發育影響較小。Strom等[15]對經連續極體活檢的PGD周期誕生的109個胎兒進行生產和新生兒結局的調查，結果顯示經雙極體活檢后出生胎兒的身長和體重,以及出生缺陷方面都沒有顯著差異(Ⅲ級)。

由于極體活檢只能間接反映母方遺傳信息，臨床應用較為局限。由于有絲分裂和父系來源的非整倍體性不能被檢測到，Capalbo等[16]報道極體活檢具有較高的假陽性和假陰性率(Ⅲ級)。同時極體活檢尚不能預測胚胎的發育狀況，活檢樣本量多，也存在無效活檢。極體活檢結果也需要胚胎活檢結果的驗證[6]。近幾十年來，歐洲極體活檢的比例已由原先的10%～15%進一步下降。

2.卵裂球活檢：卵裂球活檢是在胚胎發育6～8細胞左右時，吸取1～2個卵裂球進行遺傳學檢測。此階段的卵裂球被認為具有全能性。與極體活檢相比，卵裂球活檢的優勢在于可以同時診斷父方和母方染色體異常或單基因疾病。卵裂球活檢直接檢測胚胎的遺傳信息，并且可以剔除未受精和質量差的胚胎，減少活檢樣本數量[17]。但分裂期胚胎活檢減少胚胎細胞數量，可能損傷胚胎，降低胚胎發育潛能[18](Ⅱ級)。分裂期胚胎有40%～60%為嵌合體，對于嵌合體胚胎，卵裂階段單個卵裂球的檢測并不能完全代表整個胚胎的遺傳信息，導致漏診和異常胚胎的移植[6]。

3.滋養層細胞活檢：滋養層細胞活檢是在受精后5～6 d，胚胎發育至囊胚階段時，取一定數量的滋養層細胞用于遺傳檢測。囊胚階段胚胎細胞數量顯著增加，獲得的滋養層細胞數可達10個，能夠提供更多的細胞用于檢測，從而提高PGD/PGS診斷結果的準確性。此階段胚胎嵌合減少，也提高了檢測的準確性，并且滋養層細胞將來發育成胎盤，降低了活檢對胚胎發育的影響[6]。但滋養層細胞活檢需要胚胎發育到囊胚階段，要求具備一定的胚胎培養條件，胚胎有持續發育能力。約有40%的正常受精卵可在體外發育至囊胚階段，也限制了可供PGD/PGS診斷的胚胎數目。滋養層細胞活檢結果也可能存在與內細胞團的不一致性。

卵裂球活檢和滋養層細胞活檢是常用的胚胎活檢時機。隨機配對試驗結果顯示，囊胚活檢沒有降低胚胎種植潛能(囊胚活檢與未活檢者的種植率為51% vs.54%)，而分裂期胚胎活檢顯著降低了胚胎種植潛能(分裂期胚胎活檢與未活檢者的種植率為30% vs.50%)[19](Ⅱ級)。比較囊胚活檢(Day5活檢，Day6移植)和分裂期胚胎活檢后培養至囊胚移植(Day3活檢，Day5移植)的臨床結局顯示，囊胚活檢的診斷率和胚胎種植率均高于分裂胚活檢(94.3%、47.6% vs.75.2%、26.7%)[20](Ⅱ級)。鑒于囊胚期活檢的優勢，越來越多的PGD/PGS周期采用滋養層細胞活檢方式。

(二)活檢方法

PGD過程中的胚胎活檢是一種創傷性顯微操作，有可能影響活檢后胚胎發育能力。在進行胚胎活檢之前需要在透明帶上打孔或者部分透明帶切除。

1.透明帶打孔方法：透明帶打孔主要有3種方法：化學法、機械法和激光法。化學法主要是利用酸性液體消化透明帶形成孔洞，由于酸性液體可能會影響胚胎發育，目前很少應用；機械法利用活檢針機械摩擦透明帶，形成孔洞，雖不存在化學物質對胚胎的不利影響，但顯微操作技術難度相對高，操作時間過長會影響胚胎的細胞骨架，應用也不廣泛；激光法利用激光消除透明帶，操作簡單，可任意調節孔洞大小，不直接接觸胚胎，對胚胎發育影響小，是透明帶打孔最為常用的方法。Magli等[21]報道極體活檢時，機械或者激光法打孔對活檢成功率的影響無統計學差異 (Ⅲ級)。ESHRE PGD協會2010年PGD/PGS病例統計顯示，激光法、化學法和機械法的應用例數分別為4 250例、958例、443例[22]。

透明帶打孔的時機選擇，極體、分裂期胚胎活檢一般在活檢當時進行；囊胚期活檢可在第3天或第5天進行透明帶打孔[20，23](Ⅱ級、Ⅲ級)。第3天打孔時可以選擇卵裂球與透明帶的間隙處，避免對胚胎細胞的傷害；第5天時囊胚已經擴張，能夠確定胚胎內細胞團所在位置，可以選擇在內細胞團對側進行開口，方便活檢。

2.胚胎活檢方法：對于分裂期胚胎，活檢在無鈣/鎂離子的溶液中進行，以降低活檢細胞裂解的比率[24]。活檢方法主要有抽吸法、機械切割法和激光切割法。抽吸法直接吸取極體[12]和分裂期卵裂球[25]，對囊胚而言可以在疝形成后使用激光法[21]或機械切割法獲取滋養層細胞[26]。目前常用的做法是在第3天或第5天時將透明帶開口，待滋養層細胞從開口處孵出，形成疝，對孵出細胞進行取樣檢測[23，27]。

3.活檢對配子與胚胎質量的影響：分裂期胚胎可以活檢1～2個細胞。相對于活檢對胚胎造成的損傷而言，分裂期胚胎本身的質量與囊胚發育率之間的相關性更高[18](Ⅱ級)。活檢2個細胞較1個細胞降低囊胚發育率[18，28](Ⅱ級)。但活檢1個細胞降低了PCR的診斷效率(88.6% vs.96.4%)，而對FISH方法的診斷效率沒有影響[18](Ⅱ級)。兩者的活產率相當[18](Ⅱ級)。

胚胎發育至囊胚時大約有100～150個細胞，可以提供更多的細胞用于檢測。滋養層細胞活檢時，診斷率隨活檢細胞數的增加而提高，1～5個細胞的診斷率從86.7%上升到98.7%，當活檢細胞大于6個細胞時診斷率達到最大[29](Ⅲ級)。而滋養層細胞活檢數量對臨床結局的影響則和滋養層本身的發育狀況緊密相關，當滋養層細胞達到A級標準時，活檢細胞數量的多少對胚胎存活和種植率沒有顯著影響，而當滋養層細胞在B、C級時，活檢細胞數量雖然對胚胎存活沒有顯著影響，但胚胎種植率隨活檢細胞數量的增加而下降[29](Ⅲ級)。

研究胚胎活檢對新生兒結局的影響，顯示胚胎活檢后雖然出生胎齡降低，但活檢本身不會對宮腔內生長限制或者低體重造成影響[30](Ⅱ級)。

四、PGD/PGS活檢胚胎的凍融

指南意見：活檢胚胎采用玻璃化冷凍方法保存。

囊胚活檢提供給遺傳學分析的時間較短，通常需要凍存胚胎[6]。PGD/PGS活檢后胚胎的冷凍與復蘇方法，參照未活檢胚胎的凍融方法[6]。活檢后胚胎玻璃化冷凍存活率高于慢速冷凍[31](Ⅱ級)。分裂期胚胎活檢后的冷凍存活率要低于完整胚胎(64.0% vs.92.0%)，而囊胚期胚胎活檢后的冷凍存活率不低于完整胚胎(95.7% vs.81.4%)[32](Ⅲ級)。D3胚胎活檢后培養至囊胚冷凍，D5囊胚的存活率高于D6囊胚[33](Ⅲ級)。因此，行囊胚期玻璃化冷凍是活檢胚胎冷凍保存的可行且有效方法。

活檢胚胎在冷凍過程中要一一對應，避免混淆。胚胎編號要與檢測樣本以及診斷報告中保持一致，避免人為的誤診。

五、PGD/PGS的遺傳學檢測方法

指南意見：染色體疾病的遺傳學檢測可采用芯片類(如SNP芯片)或者NGS檢測方法。單基因病檢測可采用基因的PCR擴增和/或測序技術。對突變位點檢測同時在其附近尋找分子標記做連鎖分析，以降低PCR方法的誤診率。芯片類方法用于PGS的檢測結果具有較高的一致性。

(一)常用遺傳學檢測技術

胚胎的遺傳學診斷是PGD/PGS實驗室技術的重要步驟之一。傳統的單細胞診斷方法主要有熒光原位雜交技術(fluorescence in situ hybridization，FISH)和聚合酶鏈式反應(PCR)。近年來新的遺傳學診斷技術，如比較基因組雜交技術(comparative genomic hybridization，CGH)、單核苷酸多態芯片檢測技術(SNP array)、以及新一代測序技術(NGS)等不斷地應用于胚胎的遺傳學檢測。

1.PCR：PGD最先使用的方法，通過對基因組特定區域的特異性擴增，結合凝膠電泳、酶切、測序等技術，可以檢測胚胎性別、特定基因的點突變、小片段缺失或插入等，也可以通過qPCR檢測染色體整倍性[34]。目前PCR技術主要應用于單基因病的診斷。2014年ESHRE PGD聯盟通過6個PGD中心的以PCR技術為主的單基因病PGD數據，計算出診斷方法的準確度為93.7%、敏感度為99.2%、特異度為80.9%[35](Ⅳ級)。PCR技術面臨污染和等位基因脫扣的挑戰，容易出現假陽性或假陰性的結果而導致誤診，因此建議和突變點附近的分子標記檢測聯合使用，以降低PCR方法的誤診率[4]。

2.FISH：利用熒光標記的特異性探針與處于間期的胚胎卵裂球DNA雜交，在熒光顯微鏡下觀察熒光信號的數量與分布，反映相應染色體的數目與結構[36]，常用于檢測13、14、15、18、21、22、X及Y染色體的數目異常。1994年該技術被首次應用于胚胎性別診斷[6]。用DNA插入文庫來篩選結合鄰近或跨越染色體斷裂位點的DNA探針，為染色體倒位或者平衡易位的攜帶者提供一種檢測手段[37]，卵裂球活檢后檢測染色體結構和數量的異常[38]。傳統的FISH使用的探針數目有限，僅能檢測部分染色體，不能完全排除胚胎非整倍體的可能性，最近也有將FISH應用于24條染色體整倍性檢測的研究報道[39]。此外受卵裂球固定效果和探針的非特異性結合等影響，檢測結果難于判斷[40]，有時需要根據經驗做出主觀判斷，影響了結果的準確性，目前該方法有被其它技術取代的趨勢。

3.CGH：利用不同顏色的熒光標記待測樣本和正常基因組的DNA，然后與正常人類中期染色體(CGH)或芯片(array CGH，aCGH)進行雜交[41]，通過對比分析兩種熒光強度，反映待測樣本DNA信息[42-43]。傳統的CGH需要制備中期染色體，因而目前aCGH應用更為廣泛。aCGH可以在基因組水平檢測染色體數目變化以及重復、缺失的情況[44]，但是這種方法不能區分其分辨率以下的片段缺失和重復，不能檢測整倍性的改變[45-46]，如三倍體胚胎、單親二倍體沒有辦法判斷。

4.SNP array：針對人類基因組平均每500～1 000 bp即含有的1個單核苷酸多態性位點，對基因組范圍SNP位點的檢測同時可以反映染色體數目異常及片段異常[47]。SNP芯片檢測的優勢在于分辨率高，能夠得到每個胚胎的DNA指紋信息，在分析染色體數目和片段異常的同時，可以診斷單親二倍體、還可以確定妊娠胎兒是從哪一個胚胎發育而來[41]。

5.NGS：為新一代測序，相對于傳統的Sanger測序，改變了測序的規模化進程，能對幾十萬到幾百萬條DNA分子同時進行測序，但讀長一般較短。將胚胎樣本DNA打斷，構建文庫，通過測序后獲得的序列信息與人類基因組數據庫序列進行比對，可以分析染色體數量變化與片段異常[48]。2008年后全基因組測序費用呈指數下降，為NGS的臨床應用提供了條件。

(二)遺傳診斷技術的比較

1.性別鑒定：可以采用PCR技術對Y染色體重復序列進行鑒定，也可選用FISH技術。早期研究對比了PCR和FISH在性別鑒定中的可靠性和精確性，結果發現PCR優于FISH[49](Ⅲ級)，但FISH在倍性檢測中具有優勢[50](Ⅲ級)。

2.染色體結構異常檢測：采用常用商業探針的FISH技術，可以區分平衡和非平衡的胚胎。如需區分正常或易位的染色體，則需要采用特殊制備的跨斷點探針。aCGH無法檢測出多倍體。相比于傳統的染色體核型分析技術，aCGH、SNP array和NGS均無法檢測出DNA拷貝數無變化的染色體結構變異如平衡易位、倒位等[51](Ⅰ級)。

3.單基因病檢測：可采用基因的PCR擴增和/或測序技術。單基因病診斷用于特定的遺傳病時，采用特異引物通過PCR技術診斷。

4.非整倍體篩查：array CGH、SNP array、NGS技術可以檢測所有染色體的非整倍體和片段異常，已取代多輪雜交FISH技術。隨機對照研究比較了NGS和aCGH兩種方法行PGS的臨床結果，發現NGS能夠100%檢測24條染色體的非整倍體現象，結果和公認的aCGH結果一致；NGS法行PGS后囊胚移植妊娠率達到74.7%，胚胎種植率達70.5%，與aCGH方法沒有顯著差異[52](Ⅱ級)。對aCGH、SNP array和NGS三種方法對24條染色體整倍性檢測的一致性研究顯示，通過對30個囊胚活檢結果的分析比較，發現這三種方法對非整倍體胚胎的檢出率均為100%，進一步對720條染色體的分析發現，NGS與aCGH的一致性為99.31%，與SNP array的一致性為99.58%，均具有較高的一致性[53](Ⅲ級)。

六、PGD/PGS實驗室質控

指南意見：PGD/PGS實驗室應建立嚴格的內部質控制度，并獲得PGD資格認證。

胚胎活檢的檢出率是PGD/PGS實驗室質控的重要指標。在2 586枚活檢囊胚中，明確遺傳檢測結果的有2 437枚，檢出率為94.24%；未檢出囊胚中，30枚為擴增失敗，單細胞擴增的失敗率為1.16%，可能與滋養層細胞缺失有關，也可能細胞發生了降解[54](Ⅲ級)。

PGD/PGS在臨床上可以識別的錯誤發生率較低，但誤診的臨床后果較為嚴重，導致受到遺傳影響的孩子出生，或者妊娠終止，因此也是PGD/PGS實驗室質控的重要指標。FISH技術應用于胚胎染色體倍性分析，有報道在30 965例PGD移植周期中出現19例誤診，PGD周期誤診率為0.06%[55](Ⅲ級)，原因主要有探針的雜交失敗、雜交信號重疊與分離造成的判別錯誤；PCR技術的主要風險為等位基因脫扣，有報道在7 759例PGD移植周期中出現12例誤診，PGD周期誤診率為0.15%[54](Ⅲ級)；也有報道在以qPCR方法診斷出的4 794枚判斷為整倍體的囊胚中，移植妊娠后發現10例差錯，每枚囊胚的誤診率為0.21%[56](Ⅲ級)；以aCGH方法診斷出的579枚判斷為整倍體的囊胚中，移植妊娠后發現5例差錯，每枚囊胚的誤診率為0.86%[57](Ⅲ級)。NGS技術的測序錯誤和假陽性結果與測序深度有關，隨著測序深度的提升，錯誤率下降。

因對診斷結果的可靠性要求高，PGD/PGS實驗室應對技術人員實施嚴格的專項培訓，強化安全教育和操作流程的監督。同時，PGD/PGS實驗室應有內部質控，并盡可能通過外部認證。

內部質控的目的是維持實驗室結果的穩定性。PGD/PGS實驗室應建立嚴格的內部質控制度，做好質控記錄、差錯記錄的管理，并定期組織監督，檢查質控制度落實情況。定期對技術操作結果進行數據統計與分析，計算胚胎活檢中細胞損傷的比例、未得到診斷結果的細胞比例。以1年數據為依據，利用未移植胚胎復查計算誤診率。

外部認證是質量保障體系的最高標準。PGD/PGS實驗室質量的外部認證目前尚缺少質量認證的統一標準。ESHRE PGD聯盟推薦PGD/PGS實驗室采用ISO 15189或同等級別的標準，并參加所在國家的PGD資格認證[4](Ⅴ級)。質控方法參照中華醫學會生殖醫學分會“高通量基因測序植入前胚胎遺傳學診斷和篩查技術規范(試行)”[8]。

總 結

1.PGD/PGS實驗室管理上，強力推薦建立標準操作流程，在有效的質量管理體系下，建立成熟穩定的遺傳檢測相關技術，拓展PGD/PGS技術臨床應用的廣度、深度和精度，改善分娩結局。

2.授精方式強力推薦采用ICSI方式，以避免親源遺傳物質的污染。胚胎培養強力推薦采用單滴培養方式，以確保胚胎和活檢材料、活檢結果一一對應。

3.胚胎活檢的時機強力推薦囊胚期滋養層細胞活檢。透明帶打孔的方法強力推薦激光法。活檢方法推薦采用激光或機械切割法。滋養層細胞達到A級標準推薦活檢6個以上細胞，達不到A級標準時推薦活檢3～6個細胞。

4.活檢胚胎推薦采用玻璃化冷凍方法保存。

5.染色體疾病的遺傳學檢測可采用芯片類或者NGS檢測方法，單基因病檢測可采用基因的PCR擴增和/或測序技術，對突變位點檢測同時在其附近尋找分子標記做連鎖分析，降低PCR方法的誤診率。

6.推薦PGD/PGS實驗室建立內部質控，并盡可能通過外部認證，保障檢出率，降低誤診率。