噬菌體與宿主細菌的攻防機制

張慶 商延 朱見深 劉曉文 宋勝敏 柳林 由佳 朱應民 齊靜 李璐璐 胡明 戴美學 劉玉慶

摘要：噬菌體是侵襲細菌的病毒，也是病毒中最普遍、分布最廣的類群。為了防止噬菌體侵染，細菌進化出多種多樣的防御機制；而為了突破這些防御機制，噬菌體也進化得到了相對應的反制策略。本文即綜述了這一領域的研究進展，有助于理解噬菌體與宿主細菌的共存共進化機制，合理利用噬菌體。

關鍵詞：噬菌體；細菌宿主；防御機制；反防御機制

中圖分類號：S852.6文獻標識號：A文章編號：1001-4942（2018）07-0048-07

Abstract Bacteriophage， the virus of bacteria， is the worlds largest and most abundant organism of virus. On one hand， bacteria have developed various defense mechanisms to prevent phage infection， and on the other hand， phages have also evolved corresponding countermeasures to break through these defense mechanisms. In this paper，the research progress in this field was reviewed to understand the co-evolution mechanism between phage and host bacteria， so as to facilitate the rational use of phage.

Keywords Phage； Host bacteria； Defense mechanism； Anti-defense mechanism

Twort[1]與d′Hérelle[2]分別于1915年和1917年獨立發現噬菌體。噬菌體治療的早期結果給人很大希望，但后來因為不良的對照試驗以及前后矛盾的結果，有關其治療細菌感染的功效與再現性引起了巨大爭論。而1928年青霉素以及隨后各類抗生素的相繼發現和應用，使得噬菌體研究基本中斷。近年來隨著細菌抗藥性的不斷升高以及多重耐藥菌的出現[3]，噬菌體作為一種并行不悖的抗菌劑重新展現了它的潛力。

噬菌體與宿主在自然界形成了共進化平衡。不論是在食品生產領域還是為了明確噬菌體治療策略，亦或是著眼于噬菌體在環境變化進程中所起到的必要作用，都需要我們深入地研究噬菌體與細菌相互作用的機制。本文綜述了吸附阻斷、限制修飾系統、CRISPR-Cas系統、流產性感染等細菌的抗病毒策略以及噬菌體用來對抗或者規避這些策略的反制策略。

1 宿主抵抗噬菌體的防御機制

裂解性噬菌體侵染宿主的周期包括吸附、侵入、增殖、成熟與裂解釋放五個階段。為了從噬菌體的感染中存活下來，宿主菌必須在噬菌體顆粒成熟釋放之前采取策略遏制噬菌體的傳播和增殖，因此針對吸附、侵入、增殖這幾個步驟細菌發展出了多種多樣的防御機制。

1.1 阻斷吸附

噬菌體侵染細菌的第一步即噬菌體吸附到細菌表面，眾所周知噬菌體具有高度專一性，只特異性裂解一種或一類細菌，在噬菌體識別并吸附到特定宿主細胞表面這一過程中，噬菌體受體起著至關重要的作用。在長期的共進化過程中，細菌已進化出紛繁復雜的細胞表面結構來從源頭阻斷噬菌體的侵入。目前這一吸附阻斷機制主要可劃分為三類，即受體的阻塞、細胞外基質的覆蓋以及競爭性抑制劑的競爭抑制。

1.1.1 阻塞受體 細菌可以通過改變其細胞表面受體的結構來阻礙噬菌體的識別。例如可以感染大腸桿菌的T5噬菌體在大腸桿菌表面的受體為FhuA（ferrichrome-iron receptor），可以為一種LIp蛋白（lipoprotein）所阻斷，而有趣的是這一蛋白是由T5噬菌體自身基因所編碼的[4]。在侵入的初始階段表達的LIp蛋白可以防止重復感染，并且可以結合到已被裂解細胞的游離受體上防止新合成的病毒顆粒的無效結合，從而提高感染效率[5]。類似的機制還存在于噬菌體BF23中[6]。在許多T偶數噬菌體中，外膜蛋白A（OmpA）是噬菌體的受體，其構象可以被另一種由F質粒編碼的外膜脂蛋白TraT修飾從而失去受體活性[7]。又如在金黃色葡萄球菌中，結合在細菌表面的蛋白A可能通過覆蓋噬菌體受體的位點來抑制相應噬菌體的吸附[8]。

1.1.2 細胞外基質的覆蓋作用 細胞外基質是包繞在細胞外的一層復雜且動態的結構，其成分多種多樣，包含有膠原蛋白、蛋白聚糖/糖胺聚糖、彈性蛋白、纖連蛋白、層粘連蛋白以及其他幾種糖蛋白類。這些成分都含有相互作用位點以及與細胞膜、細胞表面受體結合的位點，以使得整個胞外基質成為一個整體[9]。而噬菌體識別吸附的受體也被包埋在其中，因此細胞外基質構成了一道噬菌體侵染細菌細胞的物理屏障。

1.1.3 競爭性抑制劑 競爭性抑制劑是一類自然存在于環境中的分子，具有特異性結合噬菌體受體的特性。例如大腸桿菌的B12/BF23受體，既可以協助維生素B12的轉運和作為大腸桿菌素的受體，又可以作為噬菌體BF23的受體。當維生素B12的濃度在0.5～2.0 nmol/L時，BF23的吸附效率被抑制50%，同時BF23也可以抑制維生素B12的轉運[10]。又如FhuA門控回路作為噬菌體T1、T5和φ80的特異性結合靶點[11]，可以被抗菌肽MccJ25（小菌素J25）結合從而抑制噬菌體的吸附。

1.2 阻斷DNA侵入

細菌主要利用超感染免疫（superinfection exclusion， Sie）[12]系統阻止噬菌體DNA的侵入。超感染免疫是宿主菌被一種噬菌體感染后，當另一種類似噬菌體吸附于該宿主細胞表面時，一些可能錨定到膜上或與膜上元件關聯的蛋白質就會發揮作用，從而阻止相似噬菌體引起的繼發感染（secondary infection）[13]。由此不難看出，競爭性抑制劑在噬菌體-噬菌體相互作用中的意義可能要大于在噬菌體-宿主的相互作用中，也有研究發現，編碼競爭性抑制劑的基因經常出現于前噬菌體中，意味著該基因可能是從已經侵入過宿主菌的噬菌體中獲得。

以研究較為透徹的大腸桿菌T4為例，存在兩種超感染免疫系統——Imm[14]和Sp[15]。編碼Imm蛋白的基因位于T4噬菌體DNA代謝相關的基因簇中，Imm蛋白不能獨立發揮作用，而是通過結合到噬菌體DNA注入位點的元件上改變其構象來發揮作用[16]。而Sp可以抑制T4噬菌體上蛋白質5的溶菌酶活性，該蛋白質位于尾絲底座上，可能通過酶促降解細胞周質層產生穿孔使得尾管穿過細胞質膜[17]。另外，能感染腸桿菌及相關革蘭氏陰性菌的P1噬菌體中也存在超感染免疫sim基因[18]，攜帶溶原性噬菌體P22的鼠傷寒沙門氏菌的超感染免疫系統SieA可以防止噬菌體L、MG178的感染[19]。

除上述革蘭氏陰性菌外，在少數革蘭氏陽性菌中也發現了類似的機制，以乳酸乳球菌與嗜熱鏈球菌為例。乳酸乳球菌是一類乳品行業中廣泛應用的細菌，由噬菌體污染所造成的損失使人們越來越關注噬菌體防護的研究。該類菌中的超感染免疫系統（Sie2009）首先發現于一種歸屬于P335型的溫和噬菌體Tuc2009中，研究推測該類系統可能廣泛分布于乳球菌屬中[20]，而之后在乳球菌屬中也的確陸續發現了類似的阻斷機制[21]。嗜熱鏈球菌中發現的類似系統為溫和噬菌體TP-J34編碼，產物蛋白Ltp可能干擾噬菌體DNA從頭部注射進細胞的過程[22]。近年也在其他的嗜熱鏈球菌溫和噬菌體中發現了Ltp類蛋白，如TP-EW、TP-DSM20617和TP-778[23]。

1.3 切割侵入核酸

1.3.1 限制修飾系統 限制修飾系統（R-M system）是目前研究得最深入的噬菌體抗性機制，存在于超過90%的細菌與古細菌中[24]，主要分為四種類型Ⅰ～Ⅳ。該系統主要由甲基轉移酶與限制性核酸內切酶配合發揮作用：甲基轉移酶負責修飾自源核酸，未被修飾的以及外源侵入的DNA則被限制酶酶切裂解。細菌宿主利用該系統抵御噬菌體侵入也較為廣泛，例如單核細胞增多性李斯特氏菌[25]、大腸桿菌[26，27]、乳酸乳球菌[28，29]、弧菌的整合性接合元件中[30]、沙門氏菌[31，32]等等都含有該系統。

1.3.2 CRISPR-Cas系統 成簇的規律間隔的短回文重復序列（clustered regularly interspaced short palindromic repeats， CRISPR）及其相關基因Cas （CRISPR-associated）于1987年被發現[33]，并在2005年被確定是一種細菌防御外源核酸的免疫系統[34，35]。當被噬菌體感染后，CRISPR基因座重復間隔區的5′端會增加一段與侵染噬菌體完全同源的序列，當同種噬菌體再次感染時，細菌就會對其產生抗性。近年來，在越來越多的細菌中發現了該系統。

1.4 流產性感染

流產性感染/頓挫感染（abortive infection， Abi）系統會導致被感染的細胞死亡，常不產生成熟的病毒顆粒。盡管對該系統的研究已有幾十年，但因為Abi系統的復雜多樣性，我們對其作用方式仍然不盡了解，可以總結出的共性是Abi蛋白都是一些休眠蛋白，并會在噬菌體侵入后被活化，引起細胞水平的抑制并且干擾一些必要的代謝過程。以革蘭氏陽性菌中的乳酸乳球菌為例，目前已發現的Abi系統就有20余種[36]，這些幾乎都是由質粒編碼，其作用方式不盡相同，蛋白質同源性也很少。

革蘭氏陰性菌中的Abi系統，以大腸桿菌為例，首先被發現的是RexA/RexB系統[37]：當噬菌體侵入細胞，復制與重組的中間產物——一種蛋白質-DNA復合物使得RexA活化，兩個RexA激活RexB，RexB在膜上形成離子通道導致膜電位去極化、胞內ATP減少，最終導致細胞死亡。其他研究比較廣泛的還有諸如Lit和PrrC系統，Lit系統通過切割翻譯延長因子Tu導致蛋白質合成中斷，而PrrC蛋白則是切割tRNALys的反密碼環，兩者都作用于翻譯環節[37]。

毒素-抗毒素系統（toxin-antitoxin system， TA）是一種細菌內質粒維持自身穩定的系統。這類系統包含兩類蛋白——毒素蛋白和抗毒素蛋白，抗毒素蛋白不穩定。當細胞分裂后，抗毒素被降解，毒素就會殺死細胞，只有當編碼抗毒素的質粒存在于子細胞中時才能保持細胞生存[38]。近來發現該類系統中的一部分還與Abi有關[39]，即噬菌體入侵后會啟動TA系統導致宿主細胞自殺，感染流產。

2 噬菌體抵抗宿主防御機制

雖然宿主細菌有多種防御噬菌體的策略，但仍有很大比例的細菌被噬菌體裂解，這得益于噬菌體進化出的各種對抗細菌防御的方式。

2.1 對抗吸附阻礙

針對受體結構被改變，部分噬菌體進化出了一種被稱作多樣性引發逆轉錄因子（diversity-generating retroelements DGRs）的遺傳元件，該元件在依賴模板的逆轉錄酶介導的作用過程下可以在噬菌體基因mtd （major tropism determinant）中引入核苷酸置換，該基因編碼的蛋白質負責宿主的識別，因而可以改變或者拓寬噬菌體的宿主譜[40，41]。近年研究發現這一元件廣泛分布在細菌基因組（前噬菌體）及其他噬菌體基因組中[42]。此外，還有許多噬菌體通過改變受體結合蛋白或者尾絲結構來識別新的宿主表面受體。例如，噬菌體λ通過改變受體結合相關蛋白J的末端結構域使得其自身不僅可以識別原來的受體LamB，也可以識別宿主變異后的受體OmpF[43]。

針對宿主表面受體被覆蓋的情況，噬菌體可以借助酶來裂解胞外的物理屏障，暴露出被包埋的受體。例如，裂解酶和水解酶都可以降解胞外多糖[44，45]，這些酶有的綁定到受體結合蛋白上，也有的可以游離存在。此外，鏈球菌屬的烈性與溫和噬菌體含有的透明質酸酶可以降解胞外莢膜的透明質酸成分[46]。

一項最近的研究還發現，噬菌體抗性菌在與敏感型細胞聯合培養時會偶爾發生被噬菌體裂解的現象。研究人員稱其為獲得性敏感（ASEN），解釋該現象是由抗性細胞瞬時獲得了附近敏感型細胞表面的噬菌體附著分子造成的，并證明這一交換是由膜性小泡驅動的[47]。

2.2 對抗R-M系統

首先，R-M系統切割噬菌體DNA的效率與病毒基因組中的限制性位點是成比例的，因此通過減少或改變限制性位點噬菌體可以有效地規避R-M系統。例如EcoRⅡ限制位點[5′-CC（A/T）GG]需要至少兩個才能激發R-M系統的活性，而且對這兩個位點之間的距離有一定的要求[48]；而噬菌體T3和T7中的位點相距太遠致使R-M系統不能對其進行切割。對于噬菌體基因組的修飾，例如大腸桿菌噬菌體Mu基因組的腺嘌呤可以被Mom修飾為N6-（1-乙酰）-腺嘌呤從而躲過R-M系統[49]；類似的還有一些枯草芽孢桿菌的噬菌體將自身的胸腺嘧啶替換為尿嘧啶或者羥甲基尿嘧啶，更多修飾類型詳見文獻[50]。另外識別位點序列在DNA雙鏈上的取向也會影響R-M系統的識別[51]。

噬菌體還可以將識別位點保護起來以逃避R-M系統的識別。如噬菌體P1，蛋白質DarA和DarB會同DNA一起注入宿主細胞中，兩種蛋白結合到噬菌體DNA上使得Ⅰ類R-M系統的識別位點被覆蓋[52]。

另有一些噬菌體可以直接作用于R-M系統使其酶活改變。例如λ噬菌體編碼的一種抗限制性酶切蛋白Ral可以增強Ⅰ類R-M系統中修飾酶的活性，使得DNA注入細胞后被迅速大量修飾，減輕限制性內切酶的作用[53]。在Ⅰ類與Ⅲ類R-M系統中，其酶發揮活性需要一種輔因子S-腺苷甲硫氨酸，而噬菌體T3可以在侵染后快速產生一種S-腺苷甲硫氨酸水解酶水解該輔因子使得R-M系統被抑制，值得注意的是，該水解酶不會對已經與輔因子結合的R-M酶產生影響而只是阻止新合成的R-M酶與其輔因子結合[54]。

2.3 對抗CRISPR-Cas系統

噬菌體對于CRISPR-Cas系統的反制措施，主要包括點突變或者核苷酸刪除。替換或刪除的位置可以是在前間區，也可以在前間區序列鄰近基序（protospacer adjacent motif， PAM）中[55]。但是近來一項對于大腸桿菌CRISPR-Cas亞型的研究發現，只有當突變發生在緊鄰PAM前間區序列中一段只有七個核苷酸的種子區時，噬菌體才能逃過CRISPR-Cas的免疫作用[56]。

CRISPR-Cas系統存在于48%的細菌與95%的古細菌中[57]，而點突變頻率很低，那么是什么原因使得噬菌體在如此普遍又有效的系統下還能增殖擴散的呢？近來一項研究給出了一個可能的答案。該研究在感染銅綠假單胞菌的噬菌體中發現了五種抗CRISPR基因（anti-CRISPR genes），這類基因編碼的蛋白質不影響CRISPR小RNA （small CRISPR RNAs， crRNAs）以及Cas蛋白的形成，而是在crRNA-Cas復合物形成后發揮作用[58]。

2.4 對抗流產性感染系統

同抵抗CRISPR-Cas系統類似，噬菌體也可以通過基因突變來抗衡Abi系統。例如，噬菌體T4rⅡ中基因motA的突變可以使其逃過宿主Rex系統的清除[59，60]。又如噬菌體T4的gol變異株可以使Lit蛋白不被激活從而躲過Lit流產性感染系統[61]。在廣泛發現Abi系統的乳酸乳球菌中，突變導致的Abi抗性也普遍存在[62，63]。

在TA系統介導的噬菌體Abi表型中也存在規避機制。噬菌體可以自身編碼一種抗毒素來中和細胞內的毒素，不使宿主細胞死亡。例如T4噬菌體的Dmd蛋白[64]、黑脛病菌噬菌體φTE編碼的偽ToxⅠ蛋白[65]等等。

3 展望

噬菌體與細菌在億萬年的共進化過程中彼此都進化出了多種多樣的反制策略，而這也不斷豐富著它們的遺傳多樣性。通過水平基因傳遞和突變等方式，噬菌體與細菌不斷更新著自身的遺傳元件。兩者作為自然界中最為豐富的微生物，可以說在世界上任何一個角落都同時存在著它們的身影，也不斷發生著此消彼長的生存競爭。

得益于測序技術的進步與分子生物學的發展，迄今為止我們已發現的諸多細菌的抗病毒策略以及噬菌體的反制策略，大多基于雙鏈DNA病毒。而自然界中還存在著許多針對單鏈DNA、雙鏈RNA、單鏈RNA噬菌體的細菌防御系統以及這些噬菌體用來躲避這些防御系統的策略，等待著我們去發現。而在已經發現的多種策略中，也有很多分子機制我們尚不明確。

在實驗室中研究噬菌體-細菌共進化，通常是一對一地進行。而自然狀態下，噬菌體與細菌必然是多種多樣的群落混雜在一起，在此情況下，細菌針對一種噬菌體可能會采取多種防御策略聯合抵抗，反之亦然。因此，模擬自然環境下噬菌體-細菌相互作用的實驗應該盡快展開。隨著全球范圍內對噬菌體研究的重新興起，我們期望有一天能夠利用噬菌體來控制或改造自身及生態環境中其他微生物的群落結構。

參 考 文 獻：

[1] Twort F W. An investigation on the nature of ultra-microscopic viruses [J]. Lancet， 1915， 186（4814）： 1241-1243.

[2] d′Hérelle F. Sur un microbe invisible antagoniste des bacilles dysentériques [J]. Comptes Rendus l'Académie des Sciences， 1917， 165： 373-375.

[3] Modi R， Lee H， Spina C， et al. Antibiotic treatment expands the resistance reservoir and ecological network of the phage metagenome [J]. Nature， 2013， 499（7457）： 219-222.

[4] Katja D， Verena K， Anke M， et al. Lytic conversion of Escherichia coli by bacteriophage T5：blocking of the FhuA receptor protein by a lipoprotein expressed early during infection [J]. Molecular Microbiology， 1994， 12（2）： 321-332.

[5] Ivo P， Jurg P R， Kaspar P L. Inactivation in vitro of the Escherichia coli outer membrane protein FhuA by a phage T5-encoded lipoprotein [J]. FEMS Microbiology Letters， 1998， 168： 119-125.

[6] Mondigler M， Ayoub T， Heller J. The DNA region of phage BF23 encoding receptor binding protein and receptor blocking lipoprotein lacks homology to the corresponding region of closely related phage T5 [J]. J. Basic Microbiol.， 2006， 46（2）： 116-125.

[7] Riede I， Eschbach L. Evidence that TraT interacts with OmpA of Escherichia coli[J]. FEBS Lett.， 1986， 205（24）： 1-5.

[8] Kristina N， Arne F. Effect of protein A on adsorption of bacteriophages to Staphylococcus aureus[J]. Journal of Virology， 1974， 14（2）： 198-202.

[9] Theocharis A D， Skandalis S， Gialeli C， et al. Extracellular matrix structure [J]. Adv. Drug Deliv. Rev.， 2016， 97： 4-27.

[10]Bradbeer C， Woodrow M L， Khalifah L I. Transport of vitamin B12 in Escherichia coli： common receptor system for vitamin B12 and bacteriophage BF23 on the outer membrane of the cell envelope [J]. Journal of Bacteriology， 1976， 125（103）：2-9.

[11]Killmann H， Videnov G， Jung G， et al. Identification of receptor binding sites by competitive peptide mapping：phages T1， T5， and phi 80 and colicin M bind to the gating loop of FhuA [J]. J. Bacteriol.， 1995， 177（69）： 4-8.

[12]French R C， Blower T R， Foulds I J， et al. The contribution of phosphorus from T2r+ bacteriophage to progeny [J]. J. Bacteriol.， 1952， 64： 597-607.

[13]Doermann A H. Lysis inhibition with Escherichia coli bacteriophages [J]. J. Bacteriol.， 1948， 55（2）： 57-75.

[14]Vallee M， Cornett J B. A new gene of bacteriophage T4 determining immunity against superinfecting ghosts and phage in T4-infected Escherichia coli[J]. Virology， 1972， 48（7）：77-84.

[15]Emrich J. Lysis of T4-infected bacteria in the absence of lysozyme [J]. Virology， 1968， 35（1）： 58-65.

[16]Lu M J， Stierhof Y D， Henning U. Location and unusual membrane topology of the immunity protein of the Escherichia coli phage T4 [J]. Journal of Virology， 1993， 67（490）： 5-13.

[17]Lu M J， Henning U. Superinfection exclusion by T-even-type coliphages [J]. Trends in Microbiology，1994，2（13）：7-9.

[18]Kliem M， Dreiseikelmann B. The superimmunity gene sim of bacteriophage P1 causes superinfection exclusion [J]. Virology， 1989， 171（2）： 350-355.

[19]Susskind M M， Botsrein D， Wright A. Superinfection exclusion by P22 prophage in lysogens of Salmonella typhimurium. III. Failure of superinfecting phage DNA to enter sieA+ lysogens [J]. Virology， 1974， 62（3）： 50-66.

[20]Mcgrath S， Fitzgerald G F， Van Sinderen D. Identification and characterization of phage-resistance genes in temperate lactococcal bacteriophages [J]. Molecular Microbiology， 2002， 43（2）： 509-520.

[21]Mahony J， McGrath S， Fitzgerald G F， et al. Identification and characterization of lactococcal-prophage-carried superinfection exclusion genes [J]. Appl. Environ. Microbiol.， 2008， 74（20）： 6206-6215.

[22]Sun X， Gohler A， Heller K， et al. The ltp gene of temperate Streptococcus thermophilus phage TP-J34 confers superinfection exclusion to Streptococcus thermophilus and Lactococcus lactis[J]. Virology， 2006， 350（1）： 146-157.

[23]Ali Y， Koberg S， Hessner S， et al. Temperate Streptococcus thermophilus phages expressing superinfection exclusion proteins of the Ltp type [J]. Frontiers in Microbiol.，2014，5：1-23.

[24]Stern A， Sorek R. The phage-host arms race： shaping the evolution of microbes [J]. Bioessays， 2011， 33（1）： 43-51.

[25]Kim J W， Dutta V， Elhanafi D， et al. A novel restriction-modification system is responsible for temperature-dependent phage resistance in Listeria monocytogenes ECII [J]. Appl. Environ. Microbiol.， 2012， 78（6）： 1995-2004.

[26]Arber W， Wauters-Willems D. Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. Ⅻ. The two restriction and modification systems of strain 15T [J]. Molec. Gen. Genetics， 1970， 108： 203-217.

[27]Ikeda H， Inuzuka M， Tomizawa J. P1-like plasmid in Escherichia coli 15 [J]. Journal of Molecular Biology， 1970， 50： 457-470.

[28]Garvey P， Hill C， Fitzgerald G F. The lactococcal plasmid pNP40 encodes a third bacteriophage resistance mechanisms， one which affects phage DNA penetration [J]. Appl. Environ. Microbiol.， 1996， 62： 676-679.

[29]Nyengaard N R， Falkenbergklok J， Josephsen J. Cloning and analysis of the restriction-modification system LlaBI， a bacteriophage resistance system from Lactococcus lactis subsp. cremoris W56 [J]. Appl. Environ. Microbiol.， 1996， 62（9）： 3494-3498.

[30]Balado M， Lemos M L， Osorio C R. Integrating conjugative elements of the SXT/R391 family from fish-isolated Vibrios encode restriction-modification systems that confer resistance to bacteriophages [J]. FEMS Microbiol. Ecol.， 2013， 83（2）： 457-467.

[31]Bullas L R， Colson C， Neufeld B. Deoxyribonucleic acid restriction and modification systems in Salmonella： chromosomally located systems of different serotypes [J]. Journal of Bacteriology， 1980， 141（1）： 275-292.

[32]Colson C， Van Pel. DNA restriction and modification systems in Salmonella. I. SA and SB， two Salmonella typhimurium systems determined by genes with a chromosomal location comparable to that of the Escherichia coli hsd genes[J]. Molec. Gen. Genetics.， 1974， 129： 325-337.

[33]Ishino Y， Shinagawa H， Makino K， et al. Nucleotide-sequence of the iap gene， responsible for alkaline-phosphatase isozyme conversion in Escherichia coli， and identification of the gene-product [J]. Journal of Bacteriology， 1987， 169（12）： 5429-5433.

[34]Bolotin A， Quinquis B， Sorokin A， et al. Clustered regularly interspaced short palindrome repeats （CRISPRs） have spacers of extrachromosomal origin [J]. Microbiology， 2005， 151（Pt 8）： 2551-2561.

[35]Barrangou R， Fremaux C， Deveau H， et al. CRISPR provides acquired resistance against viruses in prokaryotes [J]. Science， 2007， 315（5819）： 1709-1712.

[36]Chopin M C， Chopin A， Bidnenko E. Phage abortive infection in lactococci： variations on a theme[J]. Curr. Opin. Microbiol.， 2005， 8（4）： 473-479.

[37]Snyder L. Phage-exclusion enzymes： a bonanza of biochemical and cell biology reagents？ [J]. Molecular Microbiology， 1995， 15（3）： 415-420.

[38]Gerdes K. Toxin-antitoxin modules may regulate synthesis of macromolecules during nutritional stress [J]. Journal of Bacteriology， 2000， 182（3）： 561-572.

[39]Fineran P C， Blower T R， Foulds I J， et al. The phage abortive infection system， ToxIN， functions as a protein-RNA toxin-antitoxin pair [J]. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A， 2009， 106（3）： 894-899.

[40]Liu M， Deora R， Doulatov S R， et al. Reverse transcriptase-mediated tropism switching in Bordetella bacteriophage[J]. Science， 2002， 295（5562）： 2091-2094.

[41]Yen L， Svendsen J， Lee J S， et al. Exogenous control of mammalian gene expression through modulation of RNA self-cleavage [J]. Nature， 2004， 431（7007）： 471-476.

[42]Medhekar B， Miller J F. Diversity-generating retroelements [J]. Curr. Opin. Microbiol.， 2007， 10（4）： 388-395.

[43]Meyer J R， Dobias D， Weitz J S， et al. Repeatability and contingency in the evolution of a key innovation in phage lambda [J]. Science， 2012， 335（6067）： 428-432.

[44]Sutherland I W. Polysaccharide lyases [J]. FEMS Microbiology Reviews， 1995， 16： 323-347.

[45]Latka A， Maciejewska B， Majkowska-Skrobek G， et al. Bacteriophage-encoded virion-associated enzymes to overcome the carbohydrate barriers during the infection process [J]. Appl. Microbiol. Biotechnol.， 2017， 101（8）： 3103-3119.

[46]Benchetrit L C， Gray E D， Wannamaker L W. Hyaluronidase activity of bacteriophages of group A streptococci [J]. Infection and Immunity， 1977， 15（2）： 527-532.

[47]Tzipilevich E， Habush M， Ben-Yehuda S. Acquisition of phage sensitivity by bacteria through exchange of phage receptors [J]. Cell， 2017， 168（1/2）： 186-199.e12.

[48]Kruger D H， Barcak G J， Reuter M， et al. EcoRⅡ can be activated to cleave refractory DNA recognition sites [J]. Nucleic Acids Research， 1988， 16（9）： 3997-4008.

[49]Drozdz M， Piekarowicz A， Bujnicki J M， et al. Novel non-specific DNA adenine methyltransferases [J]. Nucleic Acids Res.， 2012， 40（5）： 2119-2130.

[50]Warren J. Modified bases in bacteriophage DNAs [J]. Annu. Rev. Microbiol.， 1980， 34： 137-158.

[51]Meisel A， Bickle T A， Kruger D H， et al. Type Ⅲ restriction enzymes need two inversely oriented recognition sites for DNA cleavage [J]. Nature， 1992， 355（6359）： 467-469.

[52]Iida S， Streiff M B， Bickle T A， et al. Two DNA antirestriction systems of bacteriophage P1， darA， and darB： characterization of darA-phages [J]. Virology， 1987， 157： 156-166.

[53]Loenen W A， Murray N E. Modification enhancement by the restriction alleviation protein （Ral） of bacteriophage λ [J]. Journal of Molecular Biology， 1986， 190： 11-22.

[54]Studier F W， Movva N R. SAMase gene of bacteriophage T3 is responsible for overcoming host restriction [J]. Journal of Virology， 1976， 19（1）： 136-145.

[55]Deveau H， Barrangou R， Garneau J E， et al. Phage response to CRISPR-encoded resistance in Streptococcus thermophilus[J]. J. Bacteriol.， 2008， 190（4）： 1390-1400.

[56]Semenova E， Jore M M， Datsenko K A， et al. Interference by clustered regularly interspaced short palindromic repeat （CRISPR） RNA is governed by a seed sequence [J]. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A， 2011， 108（25）： 10098-10103.

[57]Jore M M， Brouns S J， Van Der， et al. RNA in defense： CRISPRs protect prokaryotes against mobile genetic elements [J]. Cold Spring Harb. Perspect Biol.， 2012， 4（6）： 1-12.

[58]Bondy-Denomy J， Pawluk A， Maxwell K L， et al. Bacteriophage genes that inactivate the CRISPR/Cas bacterial immune system [J]. Nature， 2013， 493（7432）： 429-432.

[59]Shinedling S， Parma D， Gold L. Wild-type bacteriophage T4 is restricted by the Lambda rex genes [J]. Journal of Virology， 1987， 61（12）： 3790-3794.

[60]Hinton D M. Transcriptional control in the prereplicative phase of T4 development [J]. Virology Journal， 2010， 7（1）： 289.

[61]Champness W C， Snyder L. The gol site： a cis-acting bacteriophage T4 regulatory region that can affect expression of all the T4 late genes [J]. Journal of Molecular Biology， 1982， 155：395-407.

[62]Bidnenko E， Chopin A， Ehrlich S D， et al. Activation of mRNA translation by phage protein and low temperature： the case of Lactococcus lactis abortive infection system AbiD1 [J]. BMC Molecular Biology， 2009， 10（1）： 4.

[63]Haaber J， Rousseau G M， Hammer K， et al. Identification and characterization of the phage gene sav， involved in sensitivity to the lactococcal abortive infection mechanism AbiV [J]. Appl. Environ. Microbiol.， 2009， 75（8）： 2484-2494.

[64]Otsuka Y， Yonesaki T. Dmd of bacteriophage T4 functions as an antitoxin against Escherichia coli LsoA and RnlA toxins [J]. Molecular Microbiology， 2012， 83（4）： 669-681.

[65]Blower T R， Evans T J， Przybilski R， et al. Viral evasion of a bacterial suicide system by RNA-based molecular mimicry enables infectious altruism [J]. PLoS Genet.， 2012， 8（10）： e1003023.