外源蛋白對污水及再生水處理過程中生物膜形成促進機制研究

陳從立 周奕含 崔曉春 王建偉

摘?要?污水及再生水中所含有的微生物在一定條件下會形成生物膜， 從而增加了再生水后續利用的難度。本研究以牛血清蛋白（Bovine serum albumin， BSA）為模式蛋白， 埃希氏大腸桿菌為模式菌， 通過檢測不同蛋白質濃度下大腸桿菌所形成的生物膜含量， 分析了外源蛋白對生物膜形成的影響， 通過FTIR及XPS深入探究了其中的作用機制。結果表明， 生物膜中的生物量隨蛋白濃度的提高而增加。加入8.0 mg/L蛋白質可使菌懸液中微生物的Zeta電位值下降約35%;添加外源蛋白可使微生物的疏水性增強;蛋白質的官能團與菌體表面的官能團相互作用提高了微生物的聚集性， 并刺激了微生物胞外多糖的生成。本研究為污廢水處理及再生水利用過程中生物膜形成及控制方面提供了重要的理論依據。

關鍵詞?生物膜; 外源蛋白; 溶解性微生物產物; 疏水性; 胞外多糖

1?引 言

在現代水處理工藝中， 生物處理技術已廣泛應用于市政污水和工業廢水的處理。利用生物處理技術使水體中化學需氧量（Chemical oxygen demand， ?COD）、氨氮、懸浮固體等常規水質指標達標的同時， 常忽略出水中殘留的溶解性微生物產物（Soluble microbial products， SMPs）。SMPs主要是由蛋白質、多聚糖以及腐殖酸等物質組成， 這些物質主要來源于未被充分降解的天然有機物和微生物死亡后的胞內溶出物[1～3]。研究表明， SMPs的存在對污水及再生水處理工藝造成了嚴重的負面影響， 如引起膜污染，以及污水再生過程中產生消毒副產物[1，4]。

蛋白質作為SMPs的重要組成成分之一， 在現有的二級處理工藝出水中的濃度為3～12 mg/L[5，6]。二級出水中的殘余溶解性微生物蛋白通常不易被微生物降解利用， 而污水深度處理如強化混凝等傳統的再生工藝很難將其去除[6]， 在水環境中可長期存在[5]。這類蛋白質分子量主要分布在<0.5 kDa和>50 kDa兩個區域[7]。大分子量的蛋白質很難被生物降解， 這類大分子蛋白質與目前報道的生物絮凝劑具有極大的相似性， 因此可通過吸附架橋和網捕卷掃作用，使水體中懸浮顆粒和膠體粒子有效地團聚[8，9]。在污廢水生化處理工藝的出水中共存著大量微生物和溶解性微生物蛋白質， 這些蛋白質的存在可能會促進微生物細胞的聚集。深入探究這類蛋白對微生物的作用對污水處理下游工藝的有效運行和水環境保護具有重要意義。然而， 目前關于該類外源難降解微生物蛋白對微生物影響的研究還鮮見報道。

目前已有的研究結果表明， 內源性蛋白通過減弱胞體間的靜電斥力、增強胞體表面的疏水性等作用使微生物相互聚集[10～12]， 因此， 可以推測， 生物處理工藝出水中殘余的溶解性微生物蛋白作為外源蛋白同樣可以影響微生物的聚集，并通過物理化學作用促進生物膜的形成。本研究以污水處理中常用的模式蛋白和微生物為研究對象， 考察了外源蛋白對微生物形成生物膜的影響， 并通過對生物膜的微觀結構觀察、生物膜生物量的測定，以及生物膜性質的表征和分析， 深入探究了外源蛋白促進微生物成膜的作用機制。

2?實驗方法

2.1?儀器與試劑

CKX41倒置顯微鏡（日本奧林巴斯公司）; RT-6000酶標儀（中國Rayto生命科學分析技術有限責任公司）; TGL-16K離心機（湘儀實驗室儀器發展有限公司）; Pilot1-2冷凍干燥機（博醫康實驗有限公司）; MalvernNano-ZS90電位測定儀（英國馬爾文儀器有限公司）; JC2000C接觸角測定儀（上海中晨數字技術設備有限公司）。

LB培養基（Luria broth LB 北京奧博星生物科技有限責任公司）; 甲醇，乙醇，HCl，H2SO4，NaOH（分析純，北京化工廠）; 結晶紫（純度>99%，河北三順教學儀器有限公司）; 苯酚（純度>99%，天津大茂化學試劑廠）。

2.2?模式微生物和模式外源蛋白的選擇

選用大腸桿菌為目標微生物， 采用純菌體系培養生物膜， 大腸桿菌（Escherichia coli ATCC 25922， 廣州工業微生物檢測中心）是生活中常見的微生物之一， 也是污水處理廠出水中的代表性細菌， 被廣泛作為培養生物膜的模式微生物。

二級出水中所含蛋白質具有分子量大、生物降解性差的特點。本研究選取牛血清白蛋白（Bovine serum albumin， BSA， Sigma 9048-46-8 USA， 純度>98%）為模式蛋白。BSA由607個氨基酸組成， 分子量約為66 kD， 其分子表面含有親疏水基團而具有一定的表面活性， 等電點4.7， 難以被微生物降解， 是一種常用于研究水質及水質凈化的模式蛋白質[13，14]。

培養基選取無機鹽培養基： 葡萄糖 0.563 g/L， NH4Cl 0.385 g/L， K2HPO4·3H2O 0.04 g/L， KH2PO4 0.023 g/L， MgSO4 0.012 g/L， CaCl2 0.03 g/L（分析純， 北京化工廠）和1 mL微量元素A5溶液。

2.3?實驗方法

2.3.1?大腸桿菌的復壯及培養基的配制?大腸桿菌接種于肉湯培養基（Luria broth， LB）中， 37℃振蕩培養過夜。取細菌懸液在8000 r/min轉速下離心10 min， 菌體沉淀用20 mmol/L磷酸鹽緩沖液（PBS， pH=7.2）重懸， 并重復清洗3次， 以去除細菌表面的培養基。將菌體重懸于20 mmol/L PBS溶液中， 調節其OD600=0.5， 作為細菌貯存液（細菌細胞的濃度～108 CFU/mL）。配制80 mg/L BSA蛋白質貯存液。向無機鹽培養基中添加不同體積的蛋白質貯存液， 使蛋白濃度分別達到0、 2.0、 4.0和8.0 mg/L。

2.3.2?生物膜的培養?使用24孔和96孔細胞培養板進行生物膜培養， 其中24孔孔板內放置滅菌后的玻璃爬片。將細菌細胞的貯存液與含有不同濃度蛋白的無機鹽培養基按照1%（V/V）的比例加入孔板中。24孔板每孔加入體積為2 mL， 96孔板每孔加入體積為200 μL。將微孔板放置于恒溫振蕩培養箱中（37℃， 90 r/min）培養。

2.3.3?生物膜的顯微鏡表征?將24孔板中培養8 和48 h的生物膜爬片取出， 用20 mmol/L PBS （pH 7.2）溶液清洗3次， 以去除爬片表面松散附著的細菌細胞和培養基基質， 然后用0.1% 結晶紫對細胞爬片進行染色5 min。染色完成后， 將爬片放置在載玻片上， 使用倒置顯微鏡進行觀察。

2.3.4?生物膜的定量分析?使用結晶紫染色法對培養好的生物膜進行定量測定[15]。生物膜培養完成后， 移去細胞懸液。向每孔中加入200 μL 99% 甲醇， 對生物膜進行固定， 15 min后將甲醇吸出， 并將孔板倒置晾干。每孔加入200 μL 0.1% 結晶紫溶液， 對生物膜進行染色5 min。用20 mmol/L PBS溶液（pH 7.2）清洗5次， 并將孔板倒置晾干。向每孔中加入160 μL 95% 乙醇， 將生物膜上的染色劑溶解下來， 將其中的100 μL溶液轉移到新的孔板中。使用酶標儀對溶解下來的結晶紫在570 nm條件下進行檢測， 以對生物膜的形成進行定量分析。每個實驗條件重復10個微孔。

2.3.5?Zeta電位測量?用超純水稀釋細菌儲存液至～107 CFU/mL， 然后加入適量蛋白質貯存溶液， 使蛋白質濃度達到0～8.0 mg/L。在不同濃度蛋白質下， 檢測細菌細胞的Zeta電位。

2.3.6?接觸角測定?根據2.3.1節的方法配制含有不同蛋白濃度（0＼， 2.0＼， 4.0和8.0 mg/L）的無機鹽培養基菌懸液， 使用接觸角測定儀自動獲取相同體積的菌懸液， 緩慢提升載體玻璃片與菌懸液接觸， 測定接觸角， 每個濃度條件重復測定6次。

2.3.7?光譜分析的樣品制備?從24孔板的5個孔中將培養了48 h的生物膜刮下， 并收集在20 mL 超純水中， 在8000 r/min下離心10 min， 棄去上清液， 將沉淀物在80℃條件下冷凍干燥24 h， 對得到的干燥生物質進行X-射線光電子能譜及傅里葉變換紅外光譜表征。

2.3.8?胞外多糖的測定?收集培養好的生物膜， 使用20 mmol/L PBS（pH=7.2）清洗3次， 在4℃下， 3000 r/min離心10 min。固體重懸于去離子水中， 30℃水浴孵育60 min。在4℃下， 12000 r/min離心30 min， 獲得胞外聚合物提取液。胞外多聚糖使用苯酚-濃硫酸法測定[15，16]。

3?結果與討論

3.1?外源蛋白對生物膜形成效果的影響

在4個濃度（0、2.0、4.0和8.0 mg/L）的外源蛋白培養基培養8和48 h的微生物生物膜， 經結晶紫染色顯微鏡觀察結果見圖1。在相同培養時間下， 隨著蛋白質溶液濃度的提高， 載體表面的微生物聚集的數量和體積均增大， 表明生物膜的形成效果隨蛋白質濃度的提高而逐漸增強， 蛋白質促進了微生物生物膜的形成。

為進一步驗證生物膜形成效果， 將載體表面緊密附著的生物膜用結晶紫進行染色， 經甲醇洗脫后，測定相同面積載體表面上的生物量， 結果如圖2所示，培養8和48 h的生物膜中生物量的變化趨勢一致， 即隨著蛋白濃度提高， 形成的生物膜的量逐漸增多。

3.2?外源蛋白促進微生物生物膜形成的機理

3.2.1?外源蛋白對微生物聚集和沉降的影響?BSA作為一種生物大分子， 其空間結構及表面電性隨溶液pH值的變化而變化， 從而影響了菌懸液中微生物及膠體分子的Zeta電位[17，18]。Zeta電位易通過電化學方法測定， 可定量反映固相表面的荷電狀態[19]， 其數值與膠態分散的穩定性相關， 是對顆粒之間相互排斥或吸引力強度的度量。Zeta電位的絕對值越高， 體系越穩定， 即顆粒在溶液中分散， 不易凝聚。

反之， Zeta電位越低， 越傾向于凝聚。Zeta電位測定結果顯示， 隨著pH值增高， 不同濃度BSA菌懸液中微生物的Zeta電位值持續降低（圖3）。如圖3中圓圈標識所示， 添加不同濃度蛋白質溶液， 將pH值維持在6.9～7.0之間。添加4.0和8.0 mg/L的蛋白質溶液的Zeta電位絕對值比不添加蛋白質的對照組溶液Zeta電位絕對值降低約35%， 與Xie等[2]的研究結果趨勢一致。根據Derjaguin-Landau-Verwey-Overbeek（DLVO）理論可知， Zeta電位絕對值的降低說明BSA的加入使得溶液中微生物-微生物、微生物-BSA間的靜電斥力減小， 微生物與蛋白質分子間易相互聚集， 形成復合物， 進而促進初始生物膜的形成。

3.2.2?外源蛋白對微生物細胞疏水性的影響?測定了含有不同濃度蛋白質的菌懸液與載體表面的接觸角（圖4）， 結果表明， 當溶液中不添加蛋白質時， 菌懸液與載體表面的接觸角為41.2°; 隨著蛋白質濃度提高， 接觸角變小， 當添加蛋白濃度為8.0 mg/L時， 接觸角減小至16.7°。

上述結果說明， BSA的添加顯著增強了BSA-微生物的疏水性， 微生物更易在載體表面附著， 促進了生物膜的初步形成。這是因為BSA與微生物自分泌的內源性胞外蛋白類似， 其分子具有多種疏水性氨基酸殘基， 如苯丙氨酸、亮氨酸和異亮氨酸等， 使其具備穩定的三維結構[20]。當BSA與微生物共存時，二者間的相互作用可能使蛋白質的構象發生變化， 蛋白內部的疏水性基團更多地暴露于環境中， 引起BSA-微生物的疏水性增強[21，22]。另外， 當蛋白質分子中非極性部分與菌表面的非極性部分周圍均有有序排列的水分子存在， 且二者接近到一定程度時， 由于空間的減小， 會將有序的水分子排擠出來， 從而發生水合現象， 加劇蛋白與微生物的結合與沉降。

3.2.3?BSA與微生物間的鍵合作用?為探究外源蛋白的加入對形成生物膜組分的影響， 分別對單純BSA及有無外源BSA添加形成的生物膜進行傅里葉紅外光譜分析（圖5）。結果表明， 不加BSA的細菌形成的生物膜與BSA的紅外譜圖相似， 差異較小。當添加8.0 mg/L蛋白質后， 歸屬于酰胺I帶α-螺旋的1648 cm1偏移至1641 cm1， 歸屬于酰胺II帶的1544 cm1明顯地偏移至1558 cm1， 這種偏移主要是由蛋白質分子中?；鵆ONH的CN伸縮振蕩導致的[22]。類似的， 當添加蛋白質后， 歸屬于BSA酰胺III帶的β-折疊結構的子峰1240/1241 cm1偏移至無規卷曲結構的子峰1257 cm1， 整個譜圖的峰呈現出高波數的峰藍移、低波數的峰紅移的變化。 α-螺旋和β-折疊的遷移以及無規卷曲結構的出現均說明BSA與微生物的相互作用使蛋白質構象發生了變化[23，24]。與純生物膜組的譜圖相比， 加入BSA后， 生物膜多糖成分中的COC（1078 cm1）偏移至1098 cm1， 且在1041 cm1出現一個新峰， 此峰是由多聚糖分子中C-H鍵伸縮形變產生[25]。說明外源蛋白的存在引起生物膜中胞外聚合物的變化， 尤其是多聚糖的種類和含量。 因此， 當外源蛋白存在時， 微生物和蛋白質的相互作用引起蛋白質構象發生變化， 增強了微生物的疏水性， 使得生物膜中胞外聚合物的組分發生改變， 多糖含量增加。

X射線光電子能譜（XPS）表征結果（圖6）進一步說明了BSA與微生物間的鍵合作用對生物膜形成的影響。未添加外源蛋白形成生物膜的C1s能譜中含有283.80 （±0.5）、 285.12 （±0.3）和 287.61 eV的峰， 分別對應C（C，H）、C（O，N）和CO[12，26]（圖6A）。如圖6B所示， 當添加8.0 mg/L BSA培養生物膜時，CO的峰面積由3.6%增長至17.1%。結合傅里葉變換紅外光譜表征結果， 推測外源蛋白參與了生物膜的形成， 并刺激多聚糖的產生。

3.2.4?外源蛋白對生物膜中胞外多糖產生量的影響?生物膜由微生物細胞和胞外聚合物組成， 而蛋白質和多糖是胞外聚合物的主要成分，

多糖含量的變化與生物膜的性質密切相關[29]。為進一步驗證FTIR以及XPS的結果， 測定了不同條件下培養的生物膜中的多糖含量（圖7）。結果表明， 當添加0、2.0、4.0和8.0 mg/L的外源蛋白時， 單位質量生物膜中的胞外多糖的質量分別為0.89＼， 1.01＼， 1.18和1.27 mg。 胞外多糖的含量隨著蛋白濃度的提高而增加。因此， 添加低濃度的外源蛋白可以顯著增強微生物多糖的分泌。多糖含量的增加有利于微生物粘附在載體表面， 增強微生物間的凝聚; 同時， 多糖含量的增加對保持生物膜結構的穩定發揮了重要作用[30]。因此， 外源蛋白的添加可以刺激多糖含量的生成， 促使生物膜的穩定和成熟。

4?結 論

研究表明， 外源蛋白可以提高微生物細胞的疏水性， 使微生物更易附著于載體表面， 為初始生物膜的成熟提供了穩定的基礎。外源蛋白與細胞表面豐富官能團的相互作用減弱了微生物的親水性，加強了細胞的絮集。此外， 外源蛋白可通過刺激胞外多聚糖的分泌促進生物膜的成熟。 污水處理廠出水中殘余的溶解性微生物蛋白在污水后續的運輸和再生過程中會增加生物膜的污染， 進而造成不利的影響。因此， 亟需對出水中的溶解性微生物蛋白進行有效去除及控制。

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